Name: Operacja wszczepienia implantu ślimakowego i elektrycznie wywołane nagrania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy C57BL/6 (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 6 s
Description: Poznaj protokół chirurgiczny implantacji ślimakowej u myszy C57BL/6 z oceną funkcjonalną przez odpowiedź pnia mózgu. Ta metoda pozwala badać technologie przywracania słuchu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Pierre'owi Stahlowi, Oticon Medical, Nicea, Francja, za udostępnienie Platformy Stymulacji Zwierząt i porady dotyczące paradygmatów stymulacji, oraz Jamesowi B. Fallonowi i Andrew K. Wise'owi z Bionics Institute, Melbourne, Australia, za porady chirurgiczne. Prace te zostały wsparte grantem ze Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki (ERC transfer grant do T.R.B.).

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Uniwersytetem w Bazylei, Szwajcarią, opieką nad zwierzętami i wytycznymi. Posiadali licencję Urzędu Weterynaryjnego Kantonu Bazylea w Szwajcarii.
UWAGA: w tym badaniu wykorzystano dorosłe myszy C57BL/6 w wieku 8–12 tygodni (waga 20–30 g). 
Lewe ucho jest używane jako ucho eksperymentalne. Prawe ucho służy jako kontrola wewnątrzzwierzęca i nie jest zmieniane chirurgicznie.
1. Procedury przedoperacyjne
<ol>
	<li>Znieczulić zwierzę 30 minut przed zabiegiem poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy/ksylazyny (80 mg/kg ketaminy, 16 mg/kg ksylazyny, i.p., objętość wstrzyknięta przy 10 μl/g masy ciała).
	<ol>
		<li>W razie potrzeby uzupełnij znieczulenie, oceniane na podstawie dodatniego odruchu pedałowania i palpebrału (szczypanie palców) oraz ruchu wąsów, niższą dawką ketaminy (45 mg/kg i.p., wstrzykiwana w dawce 10 μl/g masy ciała). Czynniki i schematy dawkowania mogą być zastępowane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. 
		Uwagi: Ogólnie rzecz biorąc, zwierzę będzie potrzebowało wstrzyknięcia co 45–60 minut tego środka i schematu dawkowania. Średni czas od początkowego nacięcia do zamknięcia wokół wszczepionego układu elektrod wynosi zwykle 1-1,5 godziny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sprawdź, czy zwierzę jest w pełni uspokojone, co charakteryzuje się regularnym oddechem i brakiem odruchów szczypania palców. Utrzymuj ten poziom znieczulenia.</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę ciała zwierzęcia na poziomie 36,6 °C za pomocą poduszki grzewczej z zamkniętą pętlą. Zastosuj maść do oczu, aby uniknąć odwodnienia rogówki. Stłumi to również odruch mrugania zwierzęcia, który może dodać szum do kodowania.</li>
	<li>Miejscowy środek przeciwbólowy należy podawać przez wstrzyknięcie podskórne (s.c.) bupiwakainy/lidokainy (0,1 mg/ml bupiwakainy i 0,4 mg/ml lidokainy, 0,1 ml podawanej s.c.) wzdłuż zamierzonej linii nacięcia, aby zminimalizować dyskomfort chirurgiczny. Czynniki i schematy dawkowania mogą być zastępowane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi.</li>
	<li>Antagonistę muskaryny atropinę (aminosiarczan atropiny, 0,1 mg/ml, 20 μl podawany s.c., rozpuszczony w PBS) podawać w szyję w celu zmniejszenia wydzielania śluzu i ułatwienia oddychania. Czynniki i schematy dawkowania mogą być zastępowane zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi.</li>
</ol>
2. Pre-deafening Acoustic Auditory Brainstem Response (aABR)
UWAGA: aABR służy do pomiaru stanu słuchu przed i po ogłuszaniu. Badanie wykonuje się na lewym uchu oraz w dźwiękoszczelnej, ekranowanej elektrycznie kabinie. Zalecamy przetestowanie, a następnie wszczepienie implantu lewego ucha osobie praworęcznej. Więcej szczegółów na temat ABR u myszy można znaleźć w13,14. Sprzęt i oprogramowanie Tucker Davis Technologies (TDT) (BioSig) są używane do rejestrowania ABR, ale można użyć innych systemów.
<ol>
	<li>Zablokuj ucho przeciwległe (prawe) pianką akustyczną, aby odizolować odpowiedź ABR od ucha ipsilateralnego (lewego). Umieść piankę w strzykawce o pojemności 1 ml i wstrzyknij ją do prawego kanału słuchowego myszy, aby pokryć cały kanał słuchowy pianką (0,1–0,2 ml piany). Upewnij się, że strzykawka przylega ściśle do ucha, tak aby piana dostała się do przewodu słuchowego.</li>
	<li>Umieść głośnik w odległości 10 cm od lewego ucha. 
	UWAGA: Głośnik dla tej konfiguracji został skalibrowany przy użyciu mikrofonu PCB, zgodnie z opisem w refefence15.</li>
	<li>Oczyść elektrody ABR 70% roztworem etanolu. Umieść elektrody pod skórą: aktywne (Ch1) na wierzchołku, odniesienie (-) poniżej małżowiny usznej ucha ipsilateralnego i szlifowane w tylnej nodze (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Podłącz stopień główny i przedwzmacniacz do procesora słuchowego przez port światłowodowy.</li>
	<li>Sprawdź impedancję elektrody aktywnej i referencyjnej.
	<ol>
		<li>Jeśli impedancja przekracza 3 Ohm, ułóż je ponownie i ponownie wykonaj pomiar. Najlepsze nagrania uzyskuje się, gdy elektrody mają taką samą impedancję. Zamknij dźwiękoszczelną kabinę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Prezentuj stymulację kliknięć i rejestruj ABR w stanie swobodnego pola za pomocą złożonego procesora słuchowego i oprogramowania. Standaryzacja bodźca kliknięcia w oprogramowaniu: jednokanałowe kliknięcia jednofazowe 0,1 ms są prezentowane z częstotliwością 21 Hz; Poziom kliknięcia spada z 90 dB SPL do 10 dB SPL w krokach co 10 dB; Okno nagrywania 10 ms. Uśrednij łącznie 512 odpowiedzi na każdym poziomie dB.</li>
	<li>Zastosuj filtr dolnoprzepustowy 2,000 Hz i filtr górnoprzepustowy 300 Hz w trybie offline, aby zredukować szumy w nagraniu za pomocą niestandardowego skryptu Matlab.</li>
	<li>Określ próg ABR jako najniższy poziom dB z rozpoznawalną odpowiedzią fali ABR (<silna klasa="xfig">Rysunek 2, <silna klasa="xfig">Rysunek 3).</li>
</ol>
3. Chirurgia
UWAGA: Typowe używane narzędzia to nożyczki, skalpel, para metalowych kleszczyków z prostymi lub zakrzywionymi końcówkami, narzędzie do zwijania tkanek, kilka klinów ssących i chłonne papierowe punkty. Operacja wykonywana jest na lewym uchu.
<ol>
	<li>Połóż mysz na prawym boku. Unikaj nadmiernego obciążenia skrętnego kręgów szyjnych. Upewnij się, że ciało jest wyprostowane, aby drogi oddechowe były otwarte.</li>
	<li>Przytnij futro za lewym uchem nożyczkami (lub ogol je golarką), aby odsłonić skórę. Wysterylizuj skórę 70% roztworem etanolu i betadyną (powidon/jod).</li>
	<li>W powiększeniu mikroskopowym (16x) należy wykonać skalpelem 1–1,5 cm nacięcie po małżowinie usznej.</li>
	<li>Przełącz się na większe powiększenie mikroskopowe (25x).</li>
	<li>Wykonaj rozwarstwienie przez podskórną warstwę tłuszczu, która może mieć różną grubość, za pomocą kleszczy. 
	UWAGA: Zachowaj ostrożność podczas sekcji, ponieważ zewnętrzna żyła szyjna przechodzi przez ten obszar. Uszkodzenie tej struktury może powodować nadmierne krwawienie.</li>
	<li>Cofnij mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy, aby odsłonić okostną pęcherza bębenkowego. Użyj nerwu twarzowego jako kluczowego anatomicznego punktu orientacyjnego, aby pomóc w identyfikacji pęcherza słuchowego. Nerw twarzowy owija się wokół tylnej/grzbietowej krawędzi mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego i biegnie wzdłuż kanału słuchowego w kierunku małżowiny usznej. Delikatnie umieść samozabezpieczające się narzędzie zwijacza w nacięciu, aby ułatwić dostęp do bulli (<silna klasa="xfig">Rysunek 4).</li>
	<li>Usuń tkankę pokrywającą przyśrodkowo-grzbietowy obszar pęcherza, aby umożliwić wyraźną wizualizację grzbietu między pęcherzem a wyrostkiem sutkowatym.</li>
	<li>Delikatnie obróć igłę 30 G, aby przebić pęcherz i zrobić otwór (pęcherzykowa) po tylnej górnej stronie grzbietu (kość jest cieńsza po tej stronie). Alternatywnie użyj wiertła dentystyczno-chirurgicznego. 
	UWAGA: Ten i kolejne kroki można wykonać przy jeszcze większym powiększeniu mikroskopowym (40x), jeśli jest to preferowane. W razie potrzeby zmień również położenie mikroskopu. Ważne jest, aby zmaksymalizować widok chirurgiczny przestrzeni ucha środkowego.</li>
	<li>Poszerz pęcherzową jamę, ściskając małe kawałki kości za pomocą kleszczy z cienką końcówką, aby odsłonić jamę ucha środkowego. Przedłuż pęcherzową stopę grzbietowo w kierunku wyrostka sutkowatego, aż wnęka okrągłego okna będzie wolna od leżącej nad nią kości. Tętnica strzemiączkowa, gałąź tętnicy szyjnej wewnętrznej, biegnie brzusznie do niszy okrągłego okna.
	<ol>
		<li>Należy uważać, aby nie uszkodzić naczynia, ponieważ nadmierne krwawienie może być śmiertelne. Małe krwawienia można zatamować, naciskając mały kawałek spongostanu w jamie ucha wewnętrznego.</li>
		<li>Przedłuż pęcherzową stopę osadzenia w kierunku przednim górnym, aby uwidocznić strzemiączko, kość ucha środkowego połączoną z okienkiem owalnym.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń strzemiączko za pomocą kleszczy, aby odsłonić owalne okienko.</li>
</ol>
4. Okrągłe okno aplikacji środka ototoksycznego
<ol>
	<li>Delikatnie przebić okrągłe i owalne membrany okienne za pomocą igły 30 G. Sprawdź, czy kończy się perylimfa.</li>
	<li>Powoli perfundować 0,05% wagowo-objętościowo neomycyny rozpuszczonej w PBS (dostosowanej do pH 7,4) przez owalne okienko. Płyn powinien wypłukać się z okrągłego okienka. Powtórz tę samą procedurę na okrągłym oknie. Należy uważać, aby nie uszkodzić struktur kostnych okienka za pomocą igły używanej do perfuzji.</li>
	<li>Umieść mały kawałek (1 mm2) spongostanu nasączonego neomycyną w okrągłej niszy okiennej i owalnej</li>.
	<li>Wyjmij zwijacz, zamknij nacięcie i odczekaj 30 minut.</li>
</ol>
5. Akustyczny ABR po ogłuchnięciu
<ol>
	<li>Rejestruj aABR w podobny sposób, jak przed ogłuszaniem (kroki od 2.2 do 2.8) (<silna klasa="xfig">Rysunek 2b, <silna klasa="xfig">Rysunek 3).</li>
</ol>
6. Wstawienie zestawu elektrod CI
UWAGA: Układ elektrod wewnątrzślimakowych składa się z czterech platynowych pasm (Ø0,2 mm) z drutem izolowanym platynowo-irydowym parylenem w silikonowej rurce (Rysunek 5).
<ol>
	<li>Umieść narzędzie zwijacza w nacięciu, aby ponownie uzyskać dostęp do pęcherza.</li>
	<li>Włóż matrycę elektrod do okrągłego okienka (scala tympani) na głębokość, na której4-ty platynowy pierścień znajduje się tuż wewnątrz okrągłego okienka. Daje to głębokość wsunięcia ~2 mm, co odpowiada położeniu wewnątrz ślimaka przy ~30 kHz16.</li>
	<li>Zwiń drut ołowiany wewnątrz bulli i przyklej drut do tkanki nad bullą. Zwijanie drutu pomaga utrzymać matrycę na miejscu przez cały czas trwania eksperymentu.</li>
	<li>Ostrożnie wyjmij retraktor i zamknij wkłucie klejem tkankowym.</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie (0,5 mm) na szyi prostopadłe do linii między miejscem, w którym będą znajdować się aktywne i referencyjne elektrody ABR, za pomocą nożyczek do tkanek. Umieść platynową kulkę mieloną w kieszeni podskórnej i zamknij małe nacięcie klejem tkankowym (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 6).</li>
	<li>Podłącz płytkę matrycy elektrod do platformy stymulatora zwierząt.</li>
</ol>
7. Elektryczna słuchowa odpowiedź pnia mózgu (eABR)
UWAGA: Platforma Stymulatora Zwierząt (ASP) służy do elektrycznej stymulacji układu elektrod. Można korzystać z innych źródeł prądu i systemów oprogramowania.
<ol>
	<li>Umieść elektrody ABR jak poprzednio (kroki od 2.3 do 2.5) (<silna klasa="xfig">Rysunek 6).</li>
	<li>Otwórz oprogramowanie ASP i zdefiniuj paradygmat stymulacji impulsami elektrycznymi. Używamy impulsów dwufazowych o zrównoważonym ładunku z 50 μs/fazę i przerwą międzyfazową 10 μs prezentowaną na poziomie 23,3 impulsów na sekundę (pps). Stymulacja elektryczna jest dostarczana w konfiguracji elektrod monopolarnych wraz ze wzrostem natężenia prądu. Na każdym bieżącym poziomie uśrednianych jest łącznie 400 odpowiedzi.</li>
	<li>Przedstaw elektryczne ciągi impulsów i rejestruj wywołaną odpowiedź eABR w sposób ciągły za pośrednictwem stopnia głównego TDT, przedwzmacniacza i procesora słuchowego.</li>
	<li>Wykreśl i przeanalizuj dane eABR za pomocą niestandardowego skryptu matlab (Rysunek 7). Scenariusz i przykład nagrania znajdują się w Suplemencie.</li>
</ol>
8. Koniec eksperymentu
<ol>
	<li>Pod koniec eksperymentu poddaj zwierzę eutanazji zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi.</li>
	<li>Ostrożnie otwórz nacięcie i usuń implant.</li>
	<li>Ultra-soniczny układ elektrod w wodzie destylowanej przez 10 minut w celu usunięcia resztek tkanek. 
	UWAGA: Implant może być ponownie użyty kilka razy, jeśli elektrody są nienaruszone i prawidłowo przewodzące. Aby to sprawdzić, zmierz impedancję elektrod za pomocą multimetru, gdy matryca jest sucha.</li>
	<li>Przechowuj matrycę elektrod w suchym miejscu.</li>
</ol>

<ol><li>The-Ear-Foundation. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Cochlear+Implants+Update%22">Cochlear Implants Update</a>. , (2018).</li>
<li>Fallon, J. B., Irvine, D. R. F., Shepherd, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+Implants+and+Brain+Plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Cochlear Implants and Brain Plasticity.</a> Hearing Research. 238 (1-2), 110-111 (2008).</li>
<li>Pfingst, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotrophin+Gene+Therapy+in+Deafened+Ears+with+Cochlear+Implants%3A+Long-term+Effects+on+Nerve+Survival+and+Functional+Measures%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Association+for+Research+in+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Neurotrophin Gene Therapy in Deafened Ears with Cochlear Implants: Long-term Effects on Nerve Survival and Functional Measures.</a> Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (6), 731-750 (2017).</li>
<li>Miller, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+excitation+of+the+acoustically+sensitive+auditory+nerve%3A+single-fiber+responses+to+electric+pulse+trains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Association+for+Research+in+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Electrical excitation of the acoustically sensitive auditory nerve: single-fiber responses to electric pulse trains.</a> Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 7 (3), 195-210 (2006).</li>
<li>Irving, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+implantation+for+chronic+electrical+stimulation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Cochlear implantation for chronic electrical stimulation in the mouse.</a> Hearing Research. 306, 37-45 (2013).</li>
<li>Soken, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cochleostomy%3A+a+minimally+invasive+dorsal+approach+for+modeling+cochlear+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Mouse cochleostomy: a minimally invasive dorsal approach for modeling cochlear implantation.</a> Laryngoscope. 123 (12), E109-E115 (2013).</li>
<li>Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+implantation+in+the+mouse+via+the+round+window%3A+effects+of+array+insertion%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion.</a> Hearing Research. 312, 81-90 (2014).</li>
<li>Hartmann, R., Topp, G., Klinke, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discharge+patterns+of+cat+primary+auditory+fibers+with+electrical+stimulation+of+the+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Discharge patterns of cat primary auditory fibers with electrical stimulation of the cochlea.</a> Hearing Research. 13 (1), 47-62 (1984).</li>
<li>Sato, M., Baumhoff, P., Kral, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+Implant+Stimulation+of+a+Hearing+Ear+Generates+Separate+Electrophonic+and+Electroneural+Responses%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Cochlear Implant Stimulation of a Hearing Ear Generates Separate Electrophonic and Electroneural Responses.</a> The Journal of Neuroscience. 36 (1), 54-64 (2016).</li>
<li>Pfingst, B. E., Spelman, F. A., Sutton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Operating+ranges+for+cochlear+implants%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Otology%2C+Rhinology+%26+Laryngology%22%5BJournal%5D)">Operating ranges for cochlear implants.</a> Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 89 (2), (1980).</li>
<li>Miller, C. A., Hu, N., Zhang, F., Robinson, B. K., Abbas, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+across+time+in+the+temporal+responses+of+auditory+nerve+fibers+stimulated+by+electric+pulse+trains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Association+for+Research+in+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Changes across time in the temporal responses of auditory nerve fibers stimulated by electric pulse trains.</a> Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 122-137 (2008).</li>
<li>Shepherd, R. K., Javel, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+of+the+auditory+nerve.+I.+Correlation+of+physiological+responses+with+cochlear+status%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation of the auditory nerve. I. Correlation of physiological responses with cochlear status.</a> Hearing Research. 108 (1-2), 112-144 (1997).</li>
<li>Akil, O., Oursler, A. E., Fan, K., Lustig, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Auditory+Brainstem+Response+Testing%5BTitle%5D)+AND+%22Bio+Protocol%22%5BJournal%5D)">Mouse Auditory Brainstem Response Testing.</a> Bio Protocol. 6 (6), (2016).</li>
<li>Willott, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+the+auditory+brainstem+response+%28ABR%29+to+study+auditory+sensitivity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience.+Chapter+8+%28Unit+8.21B%22%5BJournal%5D)">Measurement of the auditory brainstem response (ABR) to study auditory sensitivity in mice.</a> Current Protocols in Neuroscience. Chapter 8 (Unit 8.21B. , Chapter 8 (Unit 8.21B) (2006).</li>
<li>TDT. <a target="_blank" href="http://www.tdt.com/files/manuals/ABRGuide.pdf">ABR User Guide: A Guide to ABR Testing with the System 3 RZ6</a>. , Florida, USA. (2017).</li>
<li>Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+physiological+place-frequency+map+of+the+cochlea+in+the+CBA%2FJ+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse.</a> Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).</li>
<li>Cushing, S. L., Papsin, B. C., Gordon, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence+and+characteristics+of+facial+nerve+stimulation+in+children+with+cochlear+implants%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Incidence and characteristics of facial nerve stimulation in children with cochlear implants.</a> Laryngoscope. 116 (10), 1787-1791 (2006).</li>
<li>Berrettini, S., Vito, D. A., Bruschini, L., Passetti, S., Forli, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facial+nerve+stimulation+after+cochlear+implantation%3A+our+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otorhinolaryngologica+Italica%22%5BJournal%5D)">Facial nerve stimulation after cochlear implantation: our experience.</a> Acta Otorhinolaryngologica Italica. 31 (1), 11-16 (2011).</li>
<li>Hu, H., Kollmeier, B., Dietz, M. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1746809415001020">Reduction of stimulation coherent artifacts in electrically evoked auditory brainstem responses.</a> Biomedical Signal Processing and Control. 21, 74-81 (2015).</li>
<li>Wiegner, A., Wright, C. G., Vollmer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multichannel+cochlear+implant+for+selective+neuronal+activation+and+chronic+use+in+the+free-moving+Mongolian+gerbil%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Multichannel cochlear implant for selective neuronal activation and chronic use in the free-moving Mongolian gerbil.</a> Journal of Neuroscience Methods. 273, 40-54 (2016).</li>
<li>Hessel, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Meriones+unguiculatus+%28Gerbil%29+as+an+animal+model+for+the+ontogenetic+cochlear+implant+research%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Meriones unguiculatus (Gerbil) as an animal model for the ontogenetic cochlear implant research.</a> American Journal of Otolaryngology. 18 (S21), (1997).</li>
<li>Pinilla, M., Ramirez-Camacho, R., Jorge, E., Trinidad, A., Vergara, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventral+approach+to+the+rat+middle+ear+for+otologic+research%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngology+Head+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Ventral approach to the rat middle ear for otologic research.</a> Otolaryngology Head Neck Surgery. 124 (5), 515-517 (2001).</li>
<li>King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+physiological+and+behavioral+system+for+hearing+restoration+with+cochlear+implants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).</li>
<li>Lu, W., Xu, J., Shepherd, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+implantation+in+rats%3A+a+new+surgical+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Cochlear implantation in rats: a new surgical approach.</a> Hearing Research. 205 (1-2), 115-122 (2005).</li>
<li>Poirrier, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ototoxic+drugs%3A+difference+in+sensitivity+between+mice+and+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology+Letters%22%5BJournal%5D)">Ototoxic drugs: difference in sensitivity between mice and guinea pigs.</a> Toxicology Letters. 193 (1), 41-49 (2010).</li>
<li>Wu, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aminoglycoside+ototoxicity+in+adult+CBA%2C+C57BL+and+BALB+mice+and+the+Sprague-Dawley+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Aminoglycoside ototoxicity in adult CBA, C57BL and BALB mice and the Sprague-Dawley rat.</a> Hearing Research. 158 (1-2), 165-178 (2001).</li>
<li>Taylor, R. R., Nevill, G., Forge, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+hair+cell+loss%3A+a+mouse+model+for+cochlear+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Association+for+Research+in+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Rapid hair cell loss: a mouse model for cochlear lesions.</a> Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 44-64 (2008).</li>
</ol>

Brak sprzecznych interesów finansowych. Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W artykule opisano podejście chirurgiczne do ostrego ogłuszenia i wszczepienia implantu ślimakowego u myszy, a także funkcjonalną ocenę stymulacji implantu ślimakowego z reakcją słuchową pnia mózgu. Chociaż ślimak myszy jest mały, a operacja trudna, mysi model implantu ślimakowego jest wykonalny i służy jako cenne narzędzie w badaniach słuchowych.
Tętnica strzemiączkowa znajduje się w uchu środkowym myszy. Tętnica wchodzi do pęcherza tylno-przyśrodkowego i biegnie niżej do okrągłej niszy okiennej, a następnie wyżej do owalnej niszy okiennej. We początkowym rozwoju modelu mysiego doświadczyliśmy śmiertelnego krwawienia śródoperacyjnego po urazie tętnicy strzemiączkowej, głównie podczas dostępu do pęcherza. W związku z tym dostosowaliśmy bardziej ograniczone podejście i uzyskaliśmy dostęp do bulli w mniejszych, wyrafinowanych krokach preparacji. Nie zaobserwowano dalszych powikłań spowodowanych krwawieniem. Pomimo tego, że kauteryzacja tętnicy strzemiączkowej nie ma znaczącego wpływu na próg słyszenia ani liczbę neuronów zwoju spiralnego u myszy5, naszym zdaniem jest niepotrzebna, o ile podczas operacji zostanie zachowana duża ostrożność i uwaga. Sugerujemy poświęcenie czasu potrzebnego na rozwinięcie umiejętności psychomotorycznych i osiągnięcie biegłości technicznej. Średni czas od pierwszego nacięcia do zamknięcia wokół wszczepionego układu elektrod wynosi zwykle 1–1,5 godziny.
Opisana ostra operacja CI u myszy jest podobna do procedury "brzusznej" i założenia okrągłego okienka stosowanej u innych gryzoni, w tym szczurów i myszoskoczków 20,21,22. W innych badaniach na gryzoniach stosowano "podejście grzbietowe" z podstawową skrętem ślimaka zamiast wstawiania okrągłego okienka, całkowicie unikając SA i wprowadzając matrycę głębiej 6,23,24. Implantacja zespołu stymulacji przewlekłej u myszy przebiega zgodnie z tymi samymi krokami, które opisano w niniejszym protokole, z dodatkiem siatki Dacron w celu zamocowania implantu i opieki pooperacyjnej5.
Głównymi wyzwaniami technicznymi podczas wykonywania operacji implantu ślimakowego u myszy są mały rozmiar ślimaka w porównaniu ze ślimakiem szczurów i myszoskoczków oraz obecność dużego SA. SA występuje również u szczurów, ale nie u myszoskoczków. Ponadto, ponieważ myszy są mniejsze niż szczury i myszoskoczki, są bardziej podatne na zabiegi chirurgiczne.
Aby wyeliminować reakcje elektrofoniczne w zapisach eABR i naśladować utratę komórek rzęsatych występującą u większości użytkowników implantów ślimakowych, ogłuszyliśmy zwierzęta przed wprowadzeniem implantu ślimakowego. Myszy są trudne do ogłuszenia ototoksycznie in vivo25 , ponieważ ogólnoustrojowe stężenia aminoglikozydów wymagane do wywołania ototoksyczności mają wąskie okno dawkowania: niższe dawki podawane przez kilka dni powodują brak utraty komórek rzęsatych, podczas gdy pojedyncze wstrzyknięcie wyższej dawki może być śmiertelne26. Również podatność na aminoglikozydy jest zależna od szczepu26. Wykazano jednak, że pojedyncza dawka aminoglikozydów w połączeniu z diuretykiem pętlowym może powodować nadmierną utratę zewnętrznych komórek rzęsatych u myszy CBA/CaJ bez śmiertelnych konsekwencji27. Opóźnioną śmierć wewnętrznych komórek rzęsatych stwierdzono u połowy wszystkich badanych ślimaków27.
W tym manuskrypcie zastosowaliśmy miejscowe stosowanie aminoglikozydów neomycyny inspirowane protokołem niedawno ustalonym dla myszy C57BL / 65. Ostre zastosowanie neomycyny istotnie podniosło próg słyszenia wywołanego kliknięciem o 46 dB ± 6,1. Chociaż wzrost ten jest większy niż wzrost o 35 dB zgłoszony przez Irvinga i wsp. (przed i po operacji: 41,6 dB ± 3,3 vs 76,6 dB ± 4,4, p = 0,02, n = 3)5, osiągnęliśmy ten sam próg po ogłuszaniu (75,7 dB ± 3,7 vs 76,6 dB ± 4,4). Uważa się, że 0,05% neomycyny powoduje częściową utratę słuchu, głównie poprzez szybką zewnętrzną śmierć komórek rzęsatych, ponieważ utrata wewnętrznych komórek rzęsatych trwa dłużej27. Jest zatem możliwe, że odpowiedź elektrofoniczna, która jest generowana zarówno przez wewnętrzne, jak i zewnętrzne komórki rzęsate 4,8,9,10,11,12, jest tylko częściowo eliminowana u ogłuszonych zwierząt z resztkami słuchu. Mimo, że 0,05% (waga/objętość) neomycyny nie zmniejsza liczby neuronów spiralnych zwojowych 4 tygodnie po ogłuszającym5, nie wiadomo jeszcze, czy neomycyna w naszym ostrym ustawieniu wpływa na włókna nerwowe słuchowe, czy też sprzyja synaptopatii (utracie synaps między wewnętrznymi komórkami rzęsatymi a słuchowymi włóknami nerwowymi typu I). Kolejną niewiadomą jest to, że miejscowe leczenie neomycyną może nie powodować równomiernego rozkładu utraty komórek rzęsatych na całej długości ślimaka. Aby odpowiedzieć na te pytania, potrzebne są dalsze badania.
Podsumowując, rosnąca liczba modeli genetycznych ludzkiej głuchoty oraz dostępne narzędzia biochemiczne sprawiają, że mysz jest atrakcyjnym modelem zwierzęcym do badań słuchowych, w tym w dziedzinie implantów ślimakowych.

Implanty ślimakowe (CI) to urządzenia elektroniczne, które mogą zapewnić zmysł słuchu osobom z poważnym i głębokim ubytkiem słuchu. Wykorzystuje elektrody chirurgicznie wszczepione w ślimak ucha wewnętrznego w celu bezpośredniej stymulacji nerwu słuchowego. Do tej pory implant ślimakowy jest najbardziej udaną protezą sensoryczną i pomógł ponad 600 000 osób na całym świecie1. Urządzenie ma jednak wady. Po pierwsze, korzyści, jakie zapewnia urządzenie, różnią się znacznie w zależności od odbiorcy. Po drugie, mowa w hałaśliwym otoczeniu i muzyka są nadal słabo odbierane przez większość użytkowników implantów ślimakowych.
Przez wiele lat, modele zwierzęce były wykorzystywane do lepszego zrozumienia tych problemów w badaniach nad implantami ślimakowymi oraz do ciągłej poprawy bezpieczeństwa i skuteczności urządzeń. Modele dostarczyły cennych informacji na temat kilku zjawisk, takich jak zmiany plastyczne w mózgu zachodzące po implantacji implantu implantu ślimakowego2, efekt zastosowania terapii genowej w celu zachowania szczątkowego słuchu3 oraz właściwości biofizyczne stymulowanego elektrycznie nerwu słuchowego4, wśród wielu innych przykładów.
Myszy są potężnym organizmem modelowym ze względu na dużą dostępność genetycznych modeli głuchoty. Inne zalety to możliwość manipulowania genomem myszy (np. za pomocą systemu CRISPR-Cas), możliwość wykorzystania zaawansowanych technik obrazowania do badania mechanizmów, szczególnie w mózgu, wysoki wskaźnik reprodukcji, szybki rozwój oraz łatwa hodowla i obsługa. Głównymi wyzwaniami technicznymi w wykonywaniu operacji implantu ślimakowego u myszy są mały rozmiar ślimaka i obecność dużej tętnicy strzemiączkowej (SA). SA zwykle zanika podczas rozwoju embrionalnego u ludzi, ale utrzymuje się przez całe życie u wielu gryzoni, w tym myszy, szczurów i myszoskoczków. SA biegnie poniżej okrągłej wnęki okiennej, co komplikuje dostęp do ślimaka i zwiększa ryzyko operacji.
Poprzednie badania wykazały możliwość implantacji implantu implantu ślimakowego u myszy5,6,7. Irving i wsp. wykazali, że przewlekła stymulacja elektryczna wewnątrzślimakowa może być osiągnięta przez okres do jednego miesiąca. Wykonano również stymulację ostrą, ale nagrania nie zostały przedstawione. Wykazali, że kauteryzacja tętnicy strzemiączkowej nie miała znaczącego wpływu na próg słyszenia ani liczbę neuronów spiralnego zwoju oraz że miejscowe stosowanie aminoglikozydu neomycyny, leku ototoksycznego, było skuteczną procedurą ogłuszania u myszy5. Soken i wsp. opisali zmodyfikowane grzbietowe podejście do ślimaka myszy przez okrągłe okienko, aby lepiej zachować status słuchu6. Po wprowadzeniu drutu platynowo-irydowego zaobserwowano znaczny słuch szczątkowy ze zwiększonym progiem słuchowej odpowiedzi pnia mózgu (ABR) wynoszącym 28 dB. Emisje otoakustyczne (OAE) zostały utracone u zwierząt z dużymi przesunięciami progu ABR6. Mistry i wsp. przetestowali funkcjonalne i histopatologiczne efekty implantacji przy braku stymulacji elektrycznej7. Mimo że słuch został zachowany zarówno u 3, jak i 6-miesięcznych myszy z implantami o niskich częstotliwościach, implantacja spowodowała tkankę podobną do zwłóknienia wokół implantu i osteoneogenezę wokół pęcherza moczowego7.
Krótko mówiąc, z trzech badań nad implantami ślimakowymi u myszy, tylko jedno wykazuje funkcjonalny zapis stymulacji implantu ślimakowego. Irving i współpracownicy przeprowadzili zarówno ostre, jak i przewlekłe zapisy eABR, ale pokazali tylko dane z przewlekłej stymulacji CI5. Jednak model przewlekły z w pełni wszczepialnym urządzeniem opracowanym przez Irvinga i wsp. jest technicznie trudny. Nie wiadomo jeszcze, czy ostra stymulacja implantu ślimakowego, zarówno mniej wymagająca, jak i szybsza, może przynieść podobne rezultaty.
CI są używane przez osoby z ciężkim i głębokim ubytkiem słuchu, które już nie korzystają z aparatów słuchowych. Modele zwierzęce dla użytkowników implantów ślimakowych powinny zatem obejmować procedurę ogłuszania, gdy wykorzystuje się normalnie słyszące zwierzęta. Innym powodem ogłuchania słyszących zwierząt jest to, że stymulacja elektryczna ślimaka niesłyszącego lub słyszącego wywołuje różne reakcje neuronalne4,8,9,10,11,12. Stymulacja elektryczna ślimaka osoby niesłyszącej bezpośrednio aktywuje włókna nerwowe słuchowe i generuje odpowiedź elektroneuronalną (α). Charakteryzuje się krótkim opóźnieniem i małym zakresem dynamiki na peryferiach8,10. Z drugiej strony, stymulacja elektryczna ślimaka słuchowego pobudza również komórki rzęsate w odpowiedzi elektrofonicznej (β), która charakteryzuje się dłuższymi opóźnieniami i większym zakresem dynamiki4,11. Odpowiedź elektrofoniczną przypisuje się normalnemu pobudzeniu włókien nerwowych przez wewnętrzne komórki rzęsate, elektrycznie indukowanemu skurczowi zewnętrznych komórek rzęsatych i generowaniu fali rozchodzącej się4. Reakcje elektroneuronalne i elektrofoniczne skutkują również dwoma różnymi wzorcami aktywności w ośrodkowym układzie nerwowym9. Sato i wsp. zarejestrowali neurony śródmózgowia świnki morskiej z implantem ślimakowym przed i po ogłuszeniu neomycyną, co eliminuje wkład elektrofoniczny. Wykazali, że nachylenie funkcji poziomu szybkości było bardziej strome, a szybkość wyzwalania wyższa w stanie ogłuszenia w porównaniu ze stanem słuchu9. Dlatego, w zależności od postawionego pytania badawczego, ważne jest, aby rozważyć włączenie ogłuszania do oddzielnych reakcji elektrofonicznych i elektroneuronalnych na elektryczną stymulację nerwu słuchowego.
Tutaj opisujemy procedurę ostrego ogłuszenia i implantacji ślimakowej zestawu elektrod u myszy, a także funkcjonalny zapis wewnątrzślimakowej stymulacji elektrycznej z elektrycznie wywołaną reakcją słuchową pnia mózgu (eABR).

<table><tbody><tr><td>< mocny>Sprzęt< / mocny></td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>dźwiękoszczelna kabina</td><td>IAC Acoustics, Winchester, Wielka Brytania</td><td>Obudowa Mac-2 Skrzynka ekranowana RF 2A</td><td></td></tr><tr><td>MF1 Głośnik</td><td>Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Płytka drukowana mikrofonu PCB</td><td>Piezotronics, Inc, NY, USA</td><td>Model 378C01</td><td></td></tr><tr><td>Scena czołowa o niskiej impedancji</td><td>TDT, FL, USA</td><td>Przedwzmacniacz RA4LI</td> Medusa TDT, FL, USA RA4PA <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>RZ6 procesor słuchowy</td><td>TDT, FL, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Platforma stymulatora zwierząt</td><td>ASP, Oticon Medical, Nicea, Francja</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multimetr</td><td>Fluks</td><td>#115</td><td></td></tr><tr><td><silny>Sprzęt chirurgiczny</mocny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza z zamkniętą pętlą</td><td>FHC, Inc. ME, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maść do oczu</td><td>Alcon, CH</td><td>Lacrinorm Augengel</td><td></td></tr><tr><td>Pianka akustyczna</td><td>Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH#</td><td>464</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowe podskórne elektrody igłowe</td><td>Horizon, Rochester Electro-Medical Inc.</td><td>S83018-R9, 27G</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Samozabezpieczające się narzędzie do zwijania (Mini Collibri Retraktor)</td><td>Fine Science Tools</td><td>#17000-01</td><td></td></tr><tr><td>Kliny ssące</td><td>Agnthos, SE</td><td>#42-886-460</td><td></td></tr><tr><td>Absorbowalny papierowy punkt (średni)</td><td>WPI, FL,</td> <td>USA#504182</td><td></td></tr><tr><td>Wewnątrzślimakowa matryca elektrod</td><td>Bionics Institute, Melbourne, Australia</td><td>4-kanałowy</td><td></td></tr><tr><td>Spongostan Standard</td><td>Ferrosan Medical Devices</td><td>#MS0002</td><td></td></tr><tr><td>Klej tkankowy. Loctite 4161 Superbond</td><td>Henkel</td><td>nr części 19743</td><td></td></tr><tr><td>Platforma stymulatora zwierząt (ASP)</td><td>Oticon Medical, Nicea, Francja</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Drugs/chemicals</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamine (Narketan)</td><td>Provet AG, CH</td><td>100mg/mL, #VQ_320265</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine (Rompun)</td><td>Provet AG, CH</td><td>Inj Diss 2%, # 1315</td><td></td></tr><tr><td>Kompendium bupiwakainy</td><td>, CH</td><td>Bupivacain Sintetica inj Diss 0,5%</td><td></td></tr><tr><td>Atropina (Atropinesulfat Amino)</td><td>Amino AG, CH</td><td>1 mg / ml</td><td></td></tr><tr><td>Betadine (Powidon / jod)</td> <td>Provedic, CH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neomycyna (sól trisiarczanu neomycyny)</td> <td>Sigma</td><td>N1876-25G, Lot# WXBB7516V</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>BioSigRZ</td><td>TDT, FL, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Matlab</td><td>MathWorks, MA, Stany Zjednoczone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie ASP</td><td>Oticon Medical, Nicea, Francja</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

operacja wszczepienia implantu ślimakowego i elektrycznie wywołane nagrania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy c57bl/6

Cochlear Implant Surgery and Electrically-evoked Auditory Brainstem Response Recordings in C57BL/6 Mice

Implanty ślimakowe (CI) to neuroprotezy, które mogą zapewnić zmysł słuchu osobom niesłyszącym. Jednak implant ślimakowy nie jest w stanie przywrócić wszystkich aspektów słuchu. Udoskonalenie technologii implantów jest konieczne, jeśli użytkownicy implantów ślimakowych mają odbierać muzykę i występować w bardziej naturalnych środowiskach, takich jak słyszenie głosu z rywalizującymi rozmówcami, odbiciami i innymi dźwiękami. Taka poprawa wymaga od zwierząt doświadczalnych lepszego zrozumienia mechanizmów stymulacji elektrycznej w ślimaku i jej reakcji w całym układzie słuchowym. Mysz jest coraz bardziej atrakcyjnym modelem ze względu na wiele dostępnych modeli genetycznych. Jednak ograniczone zastosowanie tego gatunku jako modelu implantu ślimakowego wynika głównie z trudności w implantowaniu małych matryc elektrod. Więcej szczegółów na temat procedury chirurgicznej jest zatem bardzo interesujące dla rozszerzenia zastosowania myszy w badaniach nad implantami ślimakowymi.
W tym raporcie szczegółowo opisujemy protokół leczenia ostrego ogłuszenia i wszczepienia ślimaka w matrycy elektrod u myszy C57BL/6. Wykazujemy funkcjonalną skuteczność tej procedury za pomocą elektrycznie wywołanej słuchowej odpowiedzi pnia mózgu (eABR) i pokazujemy przykłady stymulacji nerwu twarzowego. Na koniec omawiamy również znaczenie włączenia procedury ogłuszającej w przypadku korzystania ze zwierzęcia normalnie słyszącego. Ten mysi model daje potężną okazję do zbadania mechanizmów genetycznych i neurobiologicznych, które będą istotne dla użytkowników implantów ślimakowych.

Celem niniejszego badania było opisanie niezawodnego modelu ostrej stymulacji CI u ogłuchłych myszy. Przed- i pooperacyjne progi słyszenia służyły jako funkcjonalny wskaźnik procedury ogłuchania. Miejscowe zastosowanie 0,05% neomycyny w oknie owalnym i okrągłym znacząco zwiększyło progi słyszenia wywołane kliknięciem o 46 dB ± 6 (przed vs po zastosowaniu neomycyny: 30,0 dB ± 3,8 vs 75,7 dB ± 3,7, p = 0,0003, sparowany test t, n= 7) (Rycina 3). Następnie macierz elektrod o rozmiarze odpowiednim dla myszy została wprowadzona do okna okrągłego (Rycina 4, Rycina 5). Elektryczna stymulacja elektrody ślimakowej mogła niezawodnie generować aktywność eABR (Rycina 7). W niektórych przypadkach stymulacja CI aktywowała nerw twarzowy i wywoływała falę o wysokiej amplitudzie o krótkim lub długim czasie utajenia (Rycina 8A i Rycina 8B, odpowiednio). Odpowiedź o krótkim czasie utajenia charakteryzowała się szybką amplifikacją fali IV około 3 ms i prawdopodobnie jest bezpośrednią odpowiedzią nerwu twarzowego. Odpowiedź o długim czasie utajenia pojawiła się około 5–6 ms i prawdopodobnie jest odpowiedzią mięśniową (miogeniczną) poza słuchową, wywołaną pośrednio przez nerw twarzowy. Odpowiedzi nerwu twarzowego są rzadko zgłaszane w badaniach na zwierzętach w literaturze, ale stanowią dobrze znaną komplikację u ludzi korzystających z CI17,18,19. Na Rycini 8 stymulacja nerwu twarzowego wystąpiła przy stosunkowo średnich poziomach prądu (150–200 μA) u dwóch różnych zwierząt. W innych przypadkach obie odpowiedzi mogły wystąpić u tego samego zwierzęcia przy bardzo wysokich poziomach prądu (nie pokazano). Zalecamy ograniczenie poziomu prądu do wartości poniżej progu wystąpienia stymulacji nerwu twarzowego.
<img alt="Schemat eksperymentu z zakresu neuronauki: Platforma stymulująca zwierzęta, przedwzmacniacz, wyciszona aparatura." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Układ do badania odruchu słuchowego pnia mózgu (ABR). Elektrody podskórne są umieszczone w wierzchołku głowy (aktywna/kanał 1 [Ch1]), za uchem ipsilateralnym (referencyjna [Ref]) oraz na tylnej nodze (masa [Gnd]) znieczulonej myszy. Sygnały z elektrod są wzmacniane, a następnie rejestrowane przez system TDT. Stymulacja akustyczna i elektryczna jest podawana odpowiednio za pomocą mikrofonu oraz platformy stymulującej zwierzęta (Animal Stimulator Platform). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Słuchowy potencjał wywołany pnia mózgu, schemat porównujący formy fal u myszy o prawidłowym słuchu i ogłuchłych przy różnych poziomach SPL." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Reprezentatywne fale aABR w odpowiedzi na stymulację klikową u myszy typu dzikiego przed i po wywołaniu głuchoty za pomocą 0,05% neomycyny. (A) Wzorzec aABR dla prawidłowego słuchu charakteryzuje się falami oznaczonymi I-V oraz niskim progiem słyszalności, tutaj 30 dB SPL (strzałka). (B) Wzorzec aABR dla ogłuchnięcia wykazuje podwyższony próg słyszalności, tutaj 70 dB SPL (strzałka). Fale mają dłuższą latencję i większy jitter czasowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza progu aABR; wykres punktowy; porównanie pomiarów słuchu przed i po zastosowaniu leczenia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Próg aABR przed i po doprowadzeniu do głuchoty. Zastosowanie neomycyny znacząco zwiększyło progi aABR o 46 dB ± 6. Przed i po podaniu neomycyny: 30.0 dB ± 3.8 vs 75.7 dB ± 3.7, p = 0.0003, test t dla prób zależnych, n = 7. Błędy określono jako błąd standardowy średnich. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig3large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Anatomia ucha wewnętrznego: obrazy mikroskopowe struktur ślimaka z oznaczonymi oknem owalnym i okrągłym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Procedura chirurgiczna. (A) Ekspozycja pęcherzyka słuchowego. Bullostomia jest wykonywana (białe kółko przerywane) wzdłuż grzebienia na pęcherzyku bębenkowym (czarna linia przerywana). (B) Bullostomia umożliwia wizualizację okna owalnego, tętnicy strzemiączkowej i okna okrągłego. Neomycynę delikatnie wprowadzana jest najpierw przez okno owalne, a następnie przez okno okrągłe. (C) Matryca elektrod jest wprowadzana, aż 4ta elektroda znajdzie się tuż wewnątrz niszy okna okrągłego. Przewód elektrody jest zwinięty wewnątrz pęcherzyka, aby utrzymać matrycę na miejscu przed zamknięciem nacięcia. CN VII = nerw czaszkowy VII (nerw twarzowy), OW = okno owalne, RW = okno okrągłe, SA = tętnica strzemiączkowa, SCM = mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy, TB = pęcherzyk bębenkowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat chipa mikroprzepływowego i kanału do analizy dynamiki płynów; pasek skali podkreśla precyzję." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Implant ślimakowy myszy. (A) Wewnątrzślimakowa macierz elektrod składa się z czterech platynowych pierścieni rozmieszczonych w odstępach 0,4 mm o średnicach d: 0 [koniec] (d=0,21), 1 (d=0,23), 2 (d=0,25), 3 (d=0,27). Szerokość każdej elektrody wynosi 0,2 mm. Cztery przewody platynowo-irydowe (90/10) izolowane parylenem są osłonięte rurką silikonową. (B) Powiększenie końcówki macierzy elektrod (czerwony przerywany kwadrat). Macierz elektrod oraz platynowa kulka referencyjna są podłączone do płytki drukowanej. Pasek skali = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Układ do rejestracji aktywności neuronalnej gryzoni, macierz CI podłączona do pomiaru elektrofizjologicznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig6.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Układ do rejestracji elektrycznie wywołanych potencjałów słuchowych pnia mózgu (eABR). Platynowa kulka uziemiająca CI (Gnd, czerwona) jest umieszczona w podskórnej kieszeni na szyi myszy. Linia między elektrodą aktywną (Ch1(+) na szczycie czaszki) a referencyjną (Ref (-) przy jednoczesnym uchu) eABR jest prostopadła do linii między macierzą elektrod a uziemieniem, aby uzyskać najlepszą odpowiedź eABR. Elektroda uziemiająca eABR (Gnd, czarna) jest umieszczona w tylnej nodze. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza sygnałów neuronalnych, przebiegi EEG, schemat, badanie elektrofizjologiczne, amplituda danych, skala czasu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig7.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7: Reprezentatywne fale eABR w odpowiedzi na stymulację CI u ogłuszonej myszy. Elektrodzie nr 1 w konfiguracji monopolarnej podano dwufazowy ciąg impulsów z częstotliwością 23,3 impulsów na sekundę (pps) przy 400 powtórzeniach. Poziomy bodźców od 0 do 175 μA przedstawiono w krokach co 25 μA (szczegóły stymulacji znajdują się w Kroku 7.2). Cyfry rzymskie oznaczają numer fali eABR. Amplitudy fal zwiększają się, a latencja maleje wraz ze wzrostem poziomu prądu. W tym przykładzie fala II pojawiła się około 1 ms, fala III około 2 ms, fala IV około 3 ms, a fala V około 4 ms. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig7large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Kształty fal elektrofizjologicznych, schemat rejestracji sygnału, analiza potencjału błonowego, skala 1 µV." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58073/58073fig8.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8: Przykład stymulacji nerwu twarzowego. W niektórych przypadkach stymulacja CI może aktywować nerw twarzowy i wywołać odpowiedź bezpośrednią o krótkim czasie utajenia (A) (strzałka) lub odpowiedź pośrednią o dłuższym czasie utajenia (B) (strzałka). Przedstawione przykłady pochodzą od dwóch zwierząt z implantem CI, stymulowanych dwufazowym pociągiem impulsów z prądem 0–300 μA w krokach co 50 μA (szczegóły stymulacji znajdują się w kroku 7.2). Cyfry rzymskie oznaczają numery fal eABR. * oznacza obcięcie fali eABR z powodu nasycenia wzmacniacza. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58073/58073fig8large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.</a>

Zwierzęce modele implantów ślimakowych mogą poszerzyć wiedzę na temat technologicznych podstaw leczenia trwałego odbiorczego ubytku słuchu za pomocą stymulacji elektrycznej. W badaniu przedstawiono protokół chirurgiczny ogłuszenia i implantacji ślimakowej zestawu elektrod u myszy, a także ocenę funkcjonalną z odpowiedzią słuchową pnia mózgu.

Operacja wszczepienia implantu ślimakowego i elektrycznie wywołane nagrania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy C57BL/6

Cochlear implants (CIs) are neuroprosthetic devices that can provide a sense of hearing to deaf people. However, a CI cannot restore all aspects of ...

Zwierzęce modele implantów ślimakowych mogą poszerzyć naszą wiedzę na temat technologicznych podstaw leczenia trwałego czuciowego ubytku słuchu za pomocą stymulacji elektrycznej. Protokół ten demonstruje ostre ogłuszenie i wszczepienie ślimaka u myszy. Oraz ocena funkcjonalna stymulacji implantu ślimakowego z reakcją słuchową pnia mózgu.Niektóre główne wyzwania związane z wykonywaniem operacji wszczepienia implantu ślimakowego u myszy to mały rozmiar ślimaka i obecność dużej tętnicy strzemiączkowej w pobliżu okrągłej niszy okiennej. Aby zmierzyć normalny stan słuchu, załaduj piankę akustyczną do jednomililitrowej strzykawki i wstrzyknij od 100 do 200 mikrolitrów pianki do przeciwległego kanału słuchowego znieczulonej ośmio- do dwunastotygodniowej myszy C57 black 6, aby wyizolować słuchową odpowiedź pnia mózgu od ucha ipsilateralnego, uważając, aby strzykawka przylegała ściśle do ucha, aby dostarczyć pianę aż do kanału słuchowego. Następnie umieść głośnik w odległości 10 centymetrów od ucha ipsilateralnego i wyczyść elektrody aVR 70% etanolem.Umieść elektrodę odniesienia pod skórą poniżej małżowiny usznej ucha ipsilateralnego, a elektrodę czynną pod skórą wierzchołka. Umieść elektrodę masową pod skórą tylnej nogi. Podłącz scenę czołową i przedwzmacniacz do procesora słuchowego przez port światłowodowy.I sprawdź impedancję elektrod aktywnych i referencyjnych. Gdy elektrody wykazują tę samą impedancję, zamknij dźwiękoszczelną kabinę i przedstaw stymulację kliknięcia. Nagrywanie aVR w warunkach swobodnego pola za pomocą odpowiedniego złożonego procesora słuchowego i oprogramowania.Ustandaryzuj bodziec kliknięcia do 0,1 milisekundy jednokanałowych kliknięć jednofazowych prezentowanych na częstotliwości 21 Hz ze zmniejszającym się poziomem kliknięcia od 90 decybeli poziomu ciśnienia akustycznego do 10 decybeli poziomu ciśnienia akustycznego w krokach co 10 decybeli w 10-milisekundowym oknie nagrywania. Następnie określ próg aVR jako najniższy poziom decybeli z rozpoznawalną reakcją fali aVR. Aby wywołać ogłuszanie, połóż mysz na prawym boku, uważając, aby ciało było proste, aby drogi oddechowe pozostały otwarte.Usuń sierść za uchem ipsilateralnym i zdezynfekuj odsłoniętą skórę sekwencyjnym 70% roztworem etanolu i peelingami z roztworem powidonu. Przenieś zwierzę pod mikroskop preparacyjny i użyj 16-krotnego obiektywu i skalpela, aby wykonać od jednego do półtora centymetra nacięcia zausznego. W powiększeniu od 25 do 40x użyj kleszczy, aby stępić rozwarstwienie przez odsłoniętą podskórną warstwę tłuszczu i cofnąć mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy, aby odsłonić okostną pęcherza bębnowego.Nerw twarzowy owija się wokół tylnej krawędzi grzbietowej mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego i biegnie rostralnie wzdłuż kanału słuchowego w kierunku małżowiny usznej. Używając nerwu twarzowego jako punktu orientacyjnego do identyfikacji pęcherza słuchowego, delikatnie umieść samozatrzymujące się narzędzie zwijacze w nacięciu, aby uzyskać dostęp do pęcherza. Usuń tkankę pokrywającą obszar przyśrodkowy pęcherza, aby umożliwić wyraźną wizualizację grzbietu między pęcherzem a wyrostkiem sutkowatym i delikatnie obróć igłę o średnicy 30 stopni do pęcherza, aby wygenerować otwór po tylnej górnej stronie grzbietu.Ściśnij małe kawałki kości kleszczami z cienką końcówką, aby poszerzyć pęcherz moczowy, aż do odsłonięcia środkowej jamy ucha. I przedłuż otwór grzbietowo w kierunku wyrostka sutkowatego, aż okrągła nisza okienna będzie wolna od leżącej kości. Najważniejszym krokiem jest przygotowanie wnęki okiennej.Pamiętaj, aby nie spieszyć się, aby nie uszkodzić tętnicy strzemiączkowej. Uważając, aby nie uszkodzić tętnicy strzemiakowej, przedłuż pęcherz w kierunku przednim górnym, aby uwidocznić strzemiączka, środkową kość ucha połączoną z okienkiem owalnym. Następnie usuń strzemiączko, aby odsłonić owalne okienko.Aby zastosować środek ototoksyczny, użyj igły o rozmiarze 30, aby delikatnie przebić okrągłe i owalne błony okienne, potwierdzając, że kończy się perylimfa. I użyj strzykawki o pojemności jednego mililitra wyposażonej w igłę o rozmiarze 30, aby powoli perfundować 0,2 mililitra 5% objętościowo neomycyny rozpuszczonej w PBS przez owalne okienko. Po dostarczeniu całej objętości środka należy wlać roztwór do okrągłego okienka, uważając, aby nie uszkodzić struktur kostnych okna.I umieść jeden milimetr kwadratowy kawałków spongostanu nasączonych neomycyną w okrągłym oknie i owalnej wnęce okiennej. Następnie wyjmij retraktor i zamknij nacięcie, nagrywając akustyczny dźwięk aVR po ogłuszaniu, jak pokazano po 30 minutach. Aby wprowadzić matrycę elektrod implantu ślimakowego, umieść narzędzie zwijacza z powrotem w nacięciu, aby ponownie uzyskać dostęp do pęcherza i włóż matrycę elektrod do błony bębenkowej na takiej głębokości, aby czwarty platynowy pierścień matrycy znajdował się tuż za okrągłym okienkiem.Wprowadzenie układu elektrod może być również trudne. Nie spiesz się więc, aby znaleźć dobry kąt włożenia, używając jednego narzędzia kleszczowego do oprowadzenia drutu, a drugiego do włożenia tablicy. Zwiń drut ołowiany wewnątrz bulli i przyklej drut do tkanki nad bullą.Po ostrożnym wyjęciu retraktora i zamknięciu wkłucia klejem tkankowym, za pomocą skala wykonaj 0,5 milimetrowe nacięcie w szyi, prostopadłe do linii między miejscem, w którym będą znajdować się elektrody aktywne i referencyjne aVR. Umieść kulkę uziemiającą we wkładce i podłącz płytkę matrycy elektrod do platformy stymulatora zwierząt. Aby wykonać i naelektryzować aVR, umieść elektrody, jak pokazano wcześniej, i otwórz oprogramowanie platformy stymulatora dla zwierząt.Następnie zdefiniuj paradygmat stymulacji impulsami elektrycznymi i przedstaw ciągi impulsów elektrycznych rejestrujące wywołane odpowiedzi elektryczne aVR w sposób ciągły za pośrednictwem sceny czołowej TBT, przedwzmacniacza i procesora słuchowego. Progi słyszenia przed i po operacji służą jako funkcjonalny odczyt procedury ogłuszającej. Miejscowe stosowanie 5% neomycyny na owalne i okrągłe szyby znacznie zwiększa klikane progi słyszenia wywołanego.Stymulacja elektryczna elektrody wewnątrzślimakowej po ogłuszeniu może niezawodnie generować aktywność elektryczną aVR. W niektórych przypadkach stymulacja implantu ślimakowego aktywuje nerw twarzowy i wytwarza falę o wysokiej amplitudzie z krótkim opóźnieniem charakteryzującym się szybkim wzmocnieniem fali III około trzech milisekund i prawdopodobnie bezpośrednią reakcją nerwu twarzowego lub długim opóźnieniem, które pojawia się około pięciu do sześciu milisekund i prawdopodobnie jest niesłuchową reakcją miogenną. wywoływany pośrednio przez nerw twarzowy. W tym badaniu wykazaliśmy, że mysi model implantu ślimakowego jest wykonalny, również implant ślimakowy jest mały, a operacja: trudna.Próbując wykonać tę procedurę, ważne jest, aby wziąć pod uwagę ogłuszający protokół, aby wyeliminować wszelkie reakcje elektrofoniczne w nagraniach aVR i naśladować utratę komórek rzęsatych występującą u większości użytkowników CI. Podsumowując, rosnąca liczba modeli genetycznych ludzkiej głuchoty oraz narzędzia biomedyczne dostępne u myszy sprawiają, że jesteśmy atrakcyjnym modelem zwierzęcym do badań nad narzędziami, w tym implantami ślimakowymi.

cochlear-implant-surgery-electrically-evoked-auditory-brainstem

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ten film demonstruje wszczepienie miękkiego zestawu elektrokortykograficznego i długoterminowe zapisy korowe u miniświnki. Przedstawiono w nim etapy związane z chirurgicznym wszczepieniem macierzy w korze słuchowej świnki miniaturowej i rejestrowaniem potencjałów czynnościowych neuronów wywołanych zarówno bodźcem podstawowym, jak i dźwiękowym.

Implantacja podtwardówkowa miękkiej matrycy elektrokortykograficznej do rejestracji elektrofizjologii kory mózgowej u świnek miniaturowych

Ten film pokazuje badanie aktywności neuronalnej w określonym regionie mózgu myszy, który przetwarza bodźce słuchowe. Technika polega na zastosowaniu hamującego blokera neurotransmisji i porównaniu odpowiedzi neuronalnych na bodźce słuchowe przed i po zastosowaniu leku do zlokalizowanego obszaru mózgu.

Badanie słuchowych reakcji neuronalnych u obudzonej myszy w obecności hamującego blokera neuroprzekaźników

Ten film demonstruje technikę wszczepiania zespołu elektrod do mózgu myszy. Zespół zawiera elektrody bipolarne do rejestrowania aktywności z hipokampa i elektrodę odniesienia do uzyskiwania podstawowej aktywności z móżdżku. Znieczuloną mysz umieszcza się na stereotaktycznej ramie, a zespół elektrod wszczepia się w docelowy obszar mózgu. Następnie zwierzę może dojść do siebie przed wykonaniem zapisu elektrofizjologicznego.

Wszczepienie zespołu elektrod do mózgu myszy w celu zapisu elektrofizjologicznego

Ten film pokazuje procedurę wszczepienia urządzenia ślimakowego ogłuszonej myszy i zastosowania bodźców elektrycznych do rejestrowania słuchowych reakcji pnia mózgu. Procedura ta umożliwia zrozumienie podstawowych mechanizmów elektrycznego słyszenia i może przyczynić się do postępu w technologii implantów ślimakowych i neurobiologii słuchowej.

Rejestrowanie wywołanych elektrycznie reakcji słuchowych pnia mózgu u głuchej myszy

Ten film demonstruje metodę oceny synaps wstęgowych w określonych regionach ślimaka myszy. Wykorzystuje techniki barwienia immunologicznego i obrazowania konfokalnego w celu identyfikacji funkcjonalnych synaps w różnych regionach częstotliwości w każdym skręcie ślimaka.

Ocena synaps wstęgowych w określonych obszarach częstotliwości ślimaka myszy

Źródło: Lee, D., et. al. Zmodyfikowane warunki eksperymentalne dla ubytku słuchu wywołanego hałasem u myszy oraz ocena funkcji słuchu i uszkodzenia zewnętrznych komórek rzęsatych. J. Vis. Exp. (2023)Ten film pokazuje pomiar słuchowej odpowiedzi pnia mózgu (ABR) u myszy. Elektrody umieszcza się na głowie, za uchem i w pobliżu ogona znieczulonej myszy. Dostarczane są bodźce akustyczne o różnym natężeniu, a generowane sygnały elektryczne są rejestrowane jako przebiegi.

Pomiar słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy

Opisano tutaj i porównano dwa podejścia mikrochirurgiczne do miejscowego dostarczania leków do ucha wewnętrznego pod względem wpływu na parametry słuchu, cytoarchitekturę ślimaka i ekspresję markerów stanu zapalnego.

Badanie porównawcze metod dostarczania leków ukierunkowanych do ucha wewnętrznego myszy: pęcherzyk a wstrzyknięcie przezbębenkowe

Ten manuskrypt opisuje eksperymentalny protokół oceny cech morfologicznych i statusu funkcjonalnego synaps wstęgowych u normalnych myszy. Prezentowany model nadaje się również do modeli z ograniczeniami synaptopatii ślimakowej wywołanych hałasem i związanych z wiekiem. Omówiono również korelacyjne wyniki poprzednich badań na myszach.

Ocena morfologiczna i funkcjonalna synaps wstęgowych w określonych obszarach częstości ślimaka myszy

Audiometria odpowiedzi wywołanej pniem mózgu jest ważnym narzędziem w neurofizjologii klinicznej. Obecnie audiometria odpowiedzi wywołanej pnia mózgu jest również stosowana w naukach podstawowych i badaniach przedklinicznych obejmujących zarówno farmakologiczne, jak i genetyczne modele zwierzęce. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób słuchowe reakcje pnia mózgu mogą być z powodzeniem rejestrowane i analizowane u myszy.

Akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy

Opracowaliśmy uproszczone i opłacalne podejście do produkcji elektrod i przeprowadziliśmy zapisy sygnałów w wielu regionach u swobodnie poruszających się myszy. Wykorzystanie optogenetyki, wraz z elektrofizjologią wieloregionalną i rejestracją sygnału wapnia, umożliwiło ujawnienie aktywności neuronalnej w różnych regionach w modelu rozpalania napadów.

Zintegrowana metoda tworzenia elastycznych i wygodnych optymór elektrofizjologicznych do wieloregionalnego zapisu in vivo

Poznaj protokół chirurgiczny implantacji ślimakowej u myszy C57BL/6 z oceną funkcjonalną przez odpowiedź pnia mózgu. Ta metoda pozwala badać technologie przywracania słuchu.

Operacja wszczepienia implantu ślimakowego i elektrycznie wywołane nagrania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy C57BL/6

Przeglądaj więcej filmów