Name: Akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 51 s
Description: Poznaj metodę audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy do analizy przetwarzania słuchowego i deficytów neurologicznych. Technika ta umożliwia szybką i precyzyjną ocenę funkcji słuchowej w modelach genetycznych i farmakologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować dr Christinie Kolb (Niemieckie Centrum Chorób Neurodegeneracyjnych [DZNE]) i dr Robertowi Starkowi (DZNE) za ich pomoc w hodowli zwierząt i opiece zdrowotnej. Prace te były wspierane finansowo przez Federalny Instytut ds. Leków i Wyrobów Medycznych (Bundesinstitut für Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM, Bonn, Niemcy).

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten zawiera szczegółowy i integracyjny opis sposobu rejestrowania słuchowych odpowiedzi wywołanych pniem mózgu u myszy. Szczególny nacisk położono na wstępne leczenie zwierząt, znieczulenie i potencjalne metodologiczne czynniki zakłócające. Do tych ostatnich zalicza się m.in. płeć, linię myszy, wiek i warunki mieszkaniowe. Należy zauważyć, że wszystkie te czynniki mogą mieć wpływ na odbiorczy ubytek słuchu i podstawowe aspekty przetwarzania informacji słuchowych. W związku z tym obowiązkowa jest odpowiednia stra...

Centralnym aspektem fizjologii mózgu jest jego zdolność do przetwarzania informacji środowiskowych, co skutkuje różnymi wewnętrznymi lub zewnętrznymi wynikami, takimi jak uczenie się, pamięć, reakcje emocjonalne lub reakcje motoryczne. Różne podejścia eksperymentalne i diagnostyczne mogą być stosowane do scharakteryzowania reakcji elektrofizjologicznej poszczególnych typów komórek neuronalnych lub klastrów/zespołów neuronów w obrębie obwodów neuronalnych związanych z bodźcem. Te techniki elektrofizjologiczne obejmują różne wymiary czasoprzestrzenne w mikro-, mezo- i makroskali1. Poziom mikroskali obejmuje podejścia cęgowe napięcia i prądu w różnych trybach patch-clamp, wykorzystując na przykład hodowane lub ostro zdysocjowane neurony1. Te techniki in vitro pozwalają na scharakteryzowanie poszczególnych obecnych jednostek i ich farmakologicznej modulacji2,3. Istotną wadą jest jednak brak informacji systemowych w zakresie integracji i przetwarzania informacji w mikro- i makroukładach. Upośledzenie to jest częściowo przezwyciężane przez techniki mezoskalowe in vitro, takie jak matryce wieloelektrodowe, które pozwalają na jednoczesne zewnątrzkomórkowe zapisy wieloelektrodowe nie tylko w hodowanych neuronach, ale także w ostrych wycinkach mózgu4,5. Podczas gdy mikroukłady mogą być zachowane w wycinkach mózgu do pewnego stopnia (np. w hipokampie), połączenia dalekiego zasięgu są zwykle tracone6. Ostatecznie, aby zbadać funkcjonalne połączenia w obwodach neuronalnych, metodą z wyboru są systemowe techniki elektrofizjologiczne in vivo w makroskali7. Podejścia te obejmują między innymi powierzchniowe (zewnątrzoponowe) i głębokie (śródmózgowe) zapisy EEG, które są przeprowadzane zarówno na modelach ludzkich, jak i zwierzęcych1. Sygnały EEG są głównie oparte na zsynchronizowanych wejściach synaptycznych na neuronach piramidowych w różnych warstwach kory mózgowej, które mogą być zasadniczo hamujące lub pobudzające, pomimo ogólnej przewagi bodźca pobudzającego8. Po synchronizacji, pobudzające postsynaptyczne przesunięcia oparte na potencjale w zewnątrzkomórkowych polach elektrycznych są sumowane w celu utworzenia sygnału o wystarczającej sile, który można zarejestrować na skórze głowy za pomocą elektrod powierzchniowych. Warto zauważyć, że wykrywalny zapis skóry głowy z pojedynczej elektrody wymaga aktywności dziesięciu tysięcy neuronów piramidowych oraz złożonego arsenału urządzeń technicznych i narzędzi przetwarzających, w tym wzmacniacza, procesów filtrowania (filtr dolnoprzepustowy, filtr górnoprzepustowy, filtr wycinający) oraz elektrod o określonych właściwościach przewodnika.
U większości doświadczalnych gatunków zwierząt (np. myszy i szczurów) metoda EEG oparta na ludzkiej skórze głowy nie ma technicznie zastosowania, ponieważ sygnał generowany przez leżącą poniżej korę mózgową jest zbyt słaby ze względu na ograniczoną liczbę zsynchronizowanych neuronów piramidowych9,10,11. U gryzoni elektrody powierzchniowe (skóra głowy) lub podskórne są więc poważnie zanieczyszczone przez elektrokardiogram i głównie artefakty elektromiogramu, które uniemożliwiają uzyskanie wysokiej jakości zapisów EEG9,11,12. W przypadku korzystania z nieznieczulonych, swobodnie poruszających się myszy i szczurów, konieczne jest zatem bezpośrednie nagrywanie albo z kory mózgowej za pomocą elektrod zewnątrzoponowych, albo z głębokich, wewnątrzmózgowych struktur, aby zapewnić bezpośrednie fizyczne połączenie końcówki czujnikowej elektrody ołowianej / implantowanej z klastrami komórek neuronalnych generujących sygnał. Te podejścia EEG mogą być przeprowadzane zarówno w konfiguracji systemu na uwięzi, jak i przy użyciu metody telemetrii radiowej EEG bez ograniczeń9,10,11. Obie techniki mają swoje plusy i minusy i mogą być cennym podejściem w jakościowej i ilościowej charakterystyce podatności na napady/aktywności napadowej, rytmiczności okołodobowej, architektury snu, aktywności oscylacyjnej i synchronizacji, w tym analizy czasowo-częstotliwościowej, analizy źródłowej itp.9,10,13,14,15,16,17.
Podczas gdy systemy na uwięzi i telemetria radiowa pozwalają na zapisy EEG odpowiednio w warunkach ograniczenia/półograniczenia lub bez ograniczenia, powiązane warunki eksperymentalne nie spełniają wymagań dla zapisów ABR. Te ostatnie wymagają zdefiniowanych bodźców akustycznych, które są prezentowane powtarzalnie w czasie z określonymi pozycjami głośnika i zwierzęcia doświadczalnego oraz kontrolowanymi poziomami ciśnienia akustycznego (SPL). Można to osiągnąć poprzez unieruchomienie głowy w warunkach krępujących lub po znieczuleniu18,19. Aby zmniejszyć stres eksperymentalny, zwierzęta są zwykle znieczulane podczas eksperymentów ABR, ale należy wziąć pod uwagę, że znieczulenie może zakłócać działanie ABRs19,20.
Jako ogólna cecha, EEG składa się z różnych częstotliwości w zakresie napięcia 50-100 μV. Częstotliwości i amplitudy tła silnie zależą od stanu fizjologicznego zwierzęcia doświadczalnego. W stanie czuwania dominują częstotliwości beta (β) i gamma (γ) o mniejszej amplitudzie. Kiedy zwierzęta stają się senne lub zasypiają, pojawiają się częstotliwości alfa (α), theta (θ) i delta (δ), wykazując zwiększoną amplitudę EEG21. Po stymulacji kanału czuciowego (np. szlaku akustycznego) propagacja informacji odbywa się za pośrednictwem aktywności neuronalnej przez obwodowy i ośrodkowy układ nerwowy. Taka stymulacja sensoryczna (np. akustyczna) wyzwala tzw. EP lub reakcje wywołane. Warto zauważyć, że potencjały związane ze zdarzeniami (ERP) mają znacznie niższą amplitudę niż EEG (tj. tylko kilka mikrowoltów). W ten sposób każdy pojedynczy ERP oparty na pojedynczym bodźcu zostałby utracony na tle EEG o wyższej amplitudzie. W związku z tym nagranie ERP wymaga powtarzalnego stosowania identycznych bodźców (np. kliknięć w nagraniach ABR), a następnie uśredniania w celu wyeliminowania wszelkiej aktywności i artefaktów EEG w tle. Jeśli zapisy ABR są wykonywane u znieczulonych zwierząt, łatwo jest tutaj użyć elektrod podskórnych.
Głównie, AEP zawierają EP o krótkim opóźnieniu, które zwykle są związane z ABR lub BERA, a także o późniejszych potencjałach, takich jak EPs o średnim opóźnieniu (odpowiedzi o średnim opóźnieniu [MLR]) i EPs22. Co ważne, zaburzenia w przetwarzaniu informacji słuchowych są często główną cechą chorób neuropsychiatrycznych (choroby demielinizacyjne, schizofrenia itp.) i są związane ze zmianami AEP23,24,25. Podczas gdy badania behawioralne są w stanie ujawnić jedynie upośledzenie funkcjonalne, badania AEP pozwalają na precyzyjną analizę czasoprzestrzenną dysfunkcji słuchowych związanych z określonymi strukturami neuroanatomicznymi26.
ABR jako wczesne, akustycznie EP o krótkim opóźnieniu są zwykle wykrywane przy umiarkowanym do bardzo intensywnym kliknięciu i mogą wystąpić do siedmiu szczytów ABR (WI-W VII). Najważniejsze fale (WI-W V) związane są z następującymi strukturami neuroanatomicznymi: WI z nerwem słuchowym (część dystalna, w obrębie ucha wewnętrznego); WII do jądra ślimakowego (bliższa część nerwu słuchowego, zakończenie pnia mózgu); WIII do kompleksu oliwek górnych (SOC); WIV do lemniscus bocznego (LL); WV do zakończenia bocznego lemniscus (LL) w obrębie wzgórka dolnego (IC) po stronie przeciwległej27 (Rysunek uzupełniający 1). Należy zauważyć, że WII-W V mogą mieć więcej niż jedną strukturę anatomiczną wstępującej drogi słuchowej, która się do nich przyczynia. Warto zauważyć, że dokładna korelacja pików i leżących u ich podstaw struktur przewodu słuchowego nadal nie jest w pełni wyjaśniona.
W audiologii ABR mogą być używane jako narzędzie przesiewowe i diagnostyczne oraz do monitorowania chirurgicznego28,29. Jest to najważniejsze dla identyfikacji dysakuzy, hipakuzy i anaguzii (np. w ubytku słuchu związanym z wiekiem, ubytku słuchu spowodowanym hałasem, metabolicznym i wrodzonym ubytku słuchu oraz asymetrycznym ubytku słuchu i deficytom słuchu spowodowanym deformacjami lub wadami rozwojowymi, urazami i nowotworami)28. ABR są również przydatne jako test przesiewowy dla dzieci nadpobudliwych, upośledzonych intelektualnie lub dla innych dzieci, które nie byłyby w stanie zareagować na konwencjonalną audiometrię (np. w chorobach neurologicznych/psychiatrycznych, takich jak ADHD, stwardnienie rozsiane, autyzm itp.29,30) oraz w opracowywaniu i chirurgicznym dopasowaniu implantów ślimakowych28. Wreszcie, ABR mogą dostarczyć cennych informacji na temat potencjalnych ototoksycznych skutków ubocznych neuropsychofarmaceutyków, takich jak leki przeciwpadaczkowe31,32.
Wartość tłumaczenia wiedzy neurofizjologicznej uzyskanej z farmakologicznych lub transgenicznych modeli myszy na ludzi została zademonstrowana w wielu miejscach, szczególnie na poziomie ERP w paradygmatach słuchowych u myszy i szczurów33,34,35. Nowe informacje na temat zmienionych wczesnych AEP i związanych z nimi zmian w przetwarzaniu informacji słuchowych u myszy i szczurów mogą zatem zostać przeniesione na ludzi i mają kluczowe znaczenie w charakterystyce i endofenotypowaniu chorób słuchowych, neurologicznych i neuropsychiatrycznych w przyszłości. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób ABR mogą być z powodzeniem rejestrowane i analizowane u myszy do podstawowych celów naukowych, toksykologicznych i farmakologicznych.

<table><tbody><tr><td>Oprogramowanie AEP/OAE dla RZ6 (oprogramowanie BioSigZZ)</td><td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td><td>BioSigRZ</td><td></td></tr><tr><td>Biokularowy mikroskop chirurgiczny z powiększeniem</td><td>Zeiss Stemi 2000</td><td>0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000</td><td></td></tr> (<tr><td>Macrolon)</td><td>Techniplast</td><td>1264C, 1290D</td><td></td></tr><tr><td>Carprox vet, 50mg/ ml</td><td>Virbac Tierarzneimittel GmbH</td><td>PZN 11149509</td><td></td></tr><tr><td>Źródło zimnego światła</td><td>Schott KL2500 LCD</td><td>9.705 202</td><td></td></tr><tr><td>Aplikatory z końcówką bawełnianą (sterylne)</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Wykonana na zamówienie metalowa klatka Faradaya (stal nierdzewna, grubość 2 mm, rozmiar oczek 1 cm)</td> <td>na</td><td></td><td></td>zamówienie</tr><tr><td>5% dekspantenol (krem do oczu i nosa Bepanthen)</td> <td>Bayer Vital GmbH</td><td>PZN: 01578681</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowe podskórne elektrody igłowe ze stali nierdzewnej , 27GA, 12mm</td><td>Rochester Electro-Medical, Inc.</td><td>S03366-18</td><td></td></tr><tr><td>Prześcieradła chirurgiczne (sterylne)</td><td>Hartmann</td><td>PZN 0366787</td><td></td></tr><tr><td>Etanol, 70%</td> <td>Carl Roth</td><td>9065.5</td><td></td></tr><tr><td>1/4'' Zestaw mikrofonów do kalibracji swobodnego pomiaru pola</td><td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td><td>Rękawice PCB-378C0</td><td></td></tr><tr><td>(sterylne)</td><td>Rękawice Unigloves</td><td>1570</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Kleszcze zakrzywione, ząbkowane</td><td>FST</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie GraphPad Prism 6, V6.07</td><td>Oprogramowanie GraphPad Prism, Inc.</td><td>https://www.graphpad.com/</td><td></td></tr> <tr><td>Termiczny sterylizator narzędzi chirurgicznych</td><td>FST</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Homeotermiczny grzewczy wygaszony</td><td>ThermoLux</td><td>461265 / -67</td><td></td></tr><tr><td>Ketanest S (Ketamina), 25mg/ml</td><td>Pfizer</td><td>PZN 08707288</td><td></td></tr><tr><td>Ringer' s roztwór (sterylny)</td><td>B.Braun</td><td>PZN 01471434</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Matlab</td><td>MathWorks, Inc.</td><td></td><td></td>https://de.mathworks.com/products/matlab.html</tr><tr><td>Medusa 4-kanałowa niska utrudniona. Headstage</td><td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td><td>RA4LI</td><td></td></tr><tr><td>Medusa 4-kanałowy przedwzmacniacz/digitizer</td><td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td><td>RA4PA</td><td></td></tr><tr><td>Mikrofon</td><td>PCB Pieztronics</td><td>378C01</td><td></td></tr><tr><td>Multi Field Speaker - Stereo</td><td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td><td>MF1-S</td><td></td></tr><tr><td>Oscyloskop</td><td>Tektronix</td><td>DPO3012</td><td></td></tr><tr><td>Optyczna karta ekspresowa PC1 do interfejsu Optibit)</td><td>Tucker-Davis Systems (TDT)</td><td>PO5e</td><td></td></tr><tr><td>Askina Braucel pads (podkładki absorpcyjne celulozy)</td><td>B.Braun</td><td>PZN 8473637</td><td></td></tr><tr><td>Preamplifier</td><td>PCB Pieztronics</td><td>480C02</td><td></td></tr><tr><td>RZ6 Multi I/O Processor system (BioSigRZ)</td><td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td><td>RZ6-A-PI</td><td></td></tr><tr><td>0,9% soli fizjologicznej (NaCl, sterylne)</td><td>B. Braun</td><td>PZN:8609255</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie SigGenRZ</td><td>Tucker-Davis Technologies (TDT)</td><td>https://www.tdt.com/</td><td></td></tr> <tr><td>Software R (wersja 3.2.1) + Reshape 2 (wersja 1.4.1) + ggplot 2 (wersja 1.0.1) + datatable (wersja 1.9.4), + gdata (wersja 2.13.3), + pastecs (wersja 1.3.18), + waveslim (wersja 1.7.5), + MassSpecWavelet (wersja 1.30.0)</td><td>The R Foundation, R Core Team 2015</td><td>Open Source Software (do bezpłatnej dystrybucji)</td><td></td></tr><tr><td>Kabina wyciszająca</td><td>Med Associates Inc.</td><td>ENV-018V</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki o standardowym wzorze, długość 12 cm i 14,5 cm</td><td>FST</td><td>11000-12, 11000-14</td><td></td></tr><tr><td>Taśma leukosilkowa</td><td>BSN medical GmbH & Co. KG</td><td>PZN 00397109</td><td></td></tr><tr><td>Szczypce do tkanek - 1x2 zęby 12 cm</td><td>FST</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>Szafa wentylowana</td><td>Uniprotect Bioscape</td><td>THF3378</td><td></td></tr><tr><td>Szafa wentylowana</td><td>Tecniplast</td><td>9AV125P</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna (Rompun), 2%</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>PZN 1320422</td><td></td></tr></tbody></table>

akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy

Data Acquisition and Analysis In Brainstem Evoked Response Audiometry In Mice

Audiometria odpowiedzi wywołanej pnia mózgu (BERA) ma kluczowe znaczenie w neurofizjologii klinicznej. Podobnie jak inne techniki potencjału wywołanego (EP), takie jak potencjały wywołane wzrokowo (VEP) lub somatosensoryczne potencjały wywołane (SEP), słuchowe potencjały wywołane (AEP) są wyzwalane przez powtarzające się prezentowanie identycznych bodźców, których odpowiedź elektroencefalograficzna (EEG) jest następnie uśredniana, co skutkuje wyraźnymi odchyleniami dodatnimi (p) i ujemnymi (n). U ludzi zarówno amplituda, jak i opóźnienie poszczególnych pików mogą być wykorzystane do scharakteryzowania zmian prędkości synchronizacji i przewodzenia w leżących poniżej obwodach neuronalnych. Co ważne, AEP są również stosowane w naukach podstawowych i przedklinicznych do identyfikacji i charakterystyki funkcji słuchowych w farmakologicznych i genetycznych modelach zwierzęcych. Co więcej, modele zwierzęce w połączeniu z testami farmakologicznymi są wykorzystywane do badania potencjalnych korzyści w leczeniu odbiorczego ubytku słuchu (np. deficytów słuchu spowodowanych wiekiem lub hałasem). Tutaj przedstawiamy szczegółowy i integracyjny opis, jak rejestrować słuchowe reakcje wywołane pniem mózgu (ABR) u myszy za pomocą aplikacji click and tone-burst. Protokół ten koncentruje się w szczególności na przedeksperymentalnym trzymaniu zwierząt, znieczuleniu, rejestracji ABR, procesach filtrowania ABR, zautomatyzowanej analizie funkcji wzrostu amplitudy opartej na falkach oraz wykrywaniu opóźnień.

Rejestracje ABR wywołane bodźcami typu klik oraz impulsami tonalnymi mogą być wykorzystane do oceny różnic w progach słyszenia, funkcji wzrostu amplitudy oraz porównania latencji. ABR wywołane bodźcami typu klik w trybie zwiększania SPL przedstawiono w Rycina 1 dla kontroli oraz dwóch przykładowych linii myszy mutantów z niedoborem Cav3.2 Napięciowo zależne kanały wapniowe typu T2+ kanał (tj. Ca)v3.2+/- oraz Ca...

Audiometria odpowiedzi wywołanej pniem mózgu jest ważnym narzędziem w neurofizjologii klinicznej. Obecnie audiometria odpowiedzi wywołanej pnia mózgu jest również stosowana w naukach podstawowych i badaniach przedklinicznych obejmujących zarówno farmakologiczne, jak i genetyczne modele zwierzęce. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis, w jaki sposób słuchowe reakcje pnia mózgu mogą być z powodzeniem rejestrowane i analizowane u myszy.

Akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy

Brainstem evoked response audiometry (BERA) is of central relevance in the clinical neurophysiology. As other evoked potential (EP) techniques, such as ...

Protokół ten zawiera szczegółowe informacje o tym, jak planować, przeprowadzać i analizować reakcje słuchowe pnia mózgu wywołane kliknięciem i dźwiękiem u myszy. Główną zaletą tej techniki jest to, że pozwala na złożone i szybkie profilowanie słuchowe farmakologicznych i zmutowanych modeli myszy. Nowe informacje na temat wczesnej fazy APP i związanych z nią zmian w przetwarzaniu słuchowym u myszy i szczurów można przełożyć na ludzi.Dlatego metoda ta ma kluczowe znaczenie w charakterystyce i fenotypowaniu chorób słuchowych, neurologicznych i słuchowych. Metoda ta jest najważniejsza dla identyfikacji dyakuzy, niedoczynności słuchowej i anaguzii. Na przykład w metabolicznym, metabolicznym, wrodzonym i aspi-met-acury ubytku słuchu związanym z wiekiem, wywołanym hałasem, a także w deficytach słuchu spowodowanych deformacjami lub wadami rozwojowymi, urazami i nowotworami.Użytkownicy, którzy nie mają styczności z tą techniką, powinni zwrócić szczególną uwagę na prawidłowe elektrorozmieszczanie i przedeksperymentalną kalibrację systemu. Wizualna demonstracja metody ma kluczowe znaczenie dla zilustrowania znieczulenia, rejestracji ABR, procesów filtrowania ABR i zautomatyzowanych neuroterapii ABR. Zacznij od włączenia przedwzmacniacza podłączonego do mikrofonu, co najmniej pięć minut przed kalibracją, aby umożliwić zrównoważenie systemu.Włącz oscyloskop. Następnie umieść mikrofon podłączony do przedwzmacniacza wewnątrz sześciennej kostki tłumiącej dźwięk, aby naśladować eksperymentalne mysie ucho. Następnie otwórz dostępne na rynku oprogramowanie do przetwarzania i akwizycji i zaprogramuj protokoły bodźców dla kliknięć i impulsów tonów.Zacznij od jednostki bodźca kliknięcia, aby przeprowadzić analizę i określić progi kliknięć. Następnie następuje symetria ABR lewego i prawego ucha. A później amplitudy i opóźnienia ABR.Następnie użyj tego samego oprogramowania, aby zweryfikować protokół stymulacji impulsów tonalnych za pomocą oprogramowania do projektowania bodźców Sig-Gen RZ. I sprawdza ustawienia bodźca w oprogramowaniu do akwizycji Bio-Sig RZ. Zaprogramuj odpowiedni zakres częstotliwości do testowania, w zależności od kwestii naukowej, i upewnij się, że zakresy częstotliwości, które mają być zastosowane, spełniają możliwości techniczne głośnika.W celu uśrednienia ustaw liczbę sekwencyjnych bodźców akustycznych, na przykład kliknięć lub wybuchów tonów, na 300 razy, z częstotliwością 20 na sekundę; średni czas trwania 25 milisekund i współczynnik wzmocnienia przedwzmacniacza, 20 razy. Następnie sprawdź odpowiednią częstotliwość próbkowania dla akwizycji danych ABR, a następnie przepuść filtr za pomocą sześciosondażowego filtru o wartości masła. W razie potrzeby aktywuj filtr wycinający.Rozpocznij kalibrację serii tonów, wybierając kalibrację:CAL200K file; w oprogramowaniu, aby aktywować tryb konfiguracji kalibracji. I wybierz obwody zgodnie z warunkami eksperymentalnymi. Użyj systemu procesora, aby wykonać procedurę kalibracji.Upewnij się, że specyfikacje techniczne mikrofonu i głośnika pod względem poziomu ciśnienia akustycznego lub limitów SPL, zakresu częstotliwości i dystrybucji są zgodne. Następnie wybierz i uruchom wstępnie zdefiniowany protokół stymulacji kliknięć. Uruchom SPL jednym kliknięciem, aby sprawdzić, czy spektrum bodźców dźwiękowych jest analizowane przez szybką transformację oscyloskopu w trybie online, spełnia wymagania.Wybierz i uruchom wstępnie zdefiniowany protokół stymulacji impulsami tonalnymi w zakresie od jednego do 42 kiloherców. Potwierdź spektrum częstotliwości zarejestrowanych akustycznych bodźców testowych za pomocą oscyloskopu i FFT online. Na koniec zakończ kalibrację impulsów tonów, ładując utworzony plik kalibracyjny do protokołu bodźca impulsu impulsu tonu.Zacznij od umieszczenia znieczulonej myszy w kabinie wygłuszającej, wyłożonej pianką akustyczną. W celu zarejestrowania monofonicznych potencjałów słuchowych wywołanych pniem mózgu należy umieścić podskórne elektrody ze stali nierdzewnej w wierzchołku, osiowym oka szpilkowym i brzuszno-bocznym prawej lub lewej małżowiny usznej, w zależności od mierzonego ucha. Z drugiej strony, w przypadku nagrań binauralnych, umieść elektrody ujemne zarówno na prawej, jak i lewej małżowinie usznej.Umieść elektrodę masową na biodrze zwierzęcia. Przed włożeniem uformuj kształt haczyka na końcu elektrody ze stali nierdzewnej, aby zagwarantować podskórne mocowanie elektrod. A po włożeniu prawidłowo umieść mównicę myszy 10 centymetrów naprzeciwko głośnika.Podłącz wszystkie elektrody do stopnia głównego i sprawdź ich impedancję. Następnie przed każdym zapisem wykonaj pomiary impedancji wszystkich elektrod, aby zweryfikować prawidłowe ustawienie elektrod i przewodność. Nagrywaj ABR w warunkach swobodnego pola za pomocą jednego głośnika.Na koniec przeprowadź analizę ABR za pomocą automatycznego wykrywania progów i analizy opóźnień fal, aby określić dodatnie szczyty i ujemne fale. Pierwszym krokiem w analizie ogólnej sprawności słuchowej było zbadanie ABR wywołanych kliknięciami dla różnych SPL, od zera do 90, za pomocą zautomatyzowanego systemu wykrywania progów ABR. Przeanalizowano potencjalne zmiany w poziomach progowych ABR wywołane różnymi częstotliwościami wybuchów tonów.W przykładowych liniach myszy Cav3.2 plus, minus i Cav3.2 minus, minus wykazywały podwyższone progi słyszenia związane z kliknięciem i impulsem tonu w porównaniu z grupą kontrolną. Na koniec przeprowadzono funkcję wzrostu amplitudy ABR wywołaną kliknięciem oraz analizę opóźnienia kształtu fali ABR za pomocą podejścia falkowego. To ostatnie pozwala na wgląd w możliwy przestrzenno-czasowy wpływ interesującego genu na przetwarzanie informacji słuchowych w obrębie ucha wewnętrznego i pnia mózgu.Prawidłowe umieszczenie elektrody ABR w pomiarze małżowiny usznej i kalibracja systemu są niezbędne do wykonania tej techniki. Przedstawione tutaj podejście słuchowe może być również wykorzystywane w połączeniu z systemem telemetrycznym do analizy złożonych, średnich opóźnień i późnych słuchowych potencjałów wywołanych. Pomaga to w charakterystyce i fenotypowaniu chorób słuchowych, neurologicznych i neurologicznych.

data-acquisition-analysis-brainstem-evoked-response-audiometry

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisano szybką i niedrogą metodę behawioralnego wyznaczania parametrów słuchowych, takich jak progi słyszalności, zaburzenia słuchu czy percepcje fantomowe (subiektywny szum uszny). Metoda ta wykorzystuje hamowanie wstępne (pre-pulse inhibition) reakcji przestrachu akustycznego i może być łatwo zaimplementowana w komputerze osobistym przy użyciu programowalnego przetwornika AD/DA oraz czujnika piezoelektrycznego.

Tani układ do behawioralnej audiometrii u gryzoni

Ten film demonstruje metodę rejestrowania słuchowych reakcji pnia mózgu (ABR) u szczurzych szczeniąt. Przedstawiono w nim etapy umieszczania elektrod, stosowania bodźców dźwiękowych i analizy przetwarzania sygnału w pniu mózgu w celu oceny odpowiedzi neuronalnych.

Rejestrowanie słuchowych reakcji pnia mózgu u szczeniaka szczura

Ten film pokazuje procedurę wszczepienia urządzenia ślimakowego ogłuszonej myszy i zastosowania bodźców elektrycznych do rejestrowania słuchowych reakcji pnia mózgu. Procedura ta umożliwia zrozumienie podstawowych mechanizmów elektrycznego słyszenia i może przyczynić się do postępu w technologii implantów ślimakowych i neurobiologii słuchowej.

Rejestrowanie wywołanych elektrycznie reakcji słuchowych pnia mózgu u głuchej myszy

Ten film demonstruje metodę oceny synaps wstęgowych w określonych regionach ślimaka myszy. Wykorzystuje techniki barwienia immunologicznego i obrazowania konfokalnego w celu identyfikacji funkcjonalnych synaps w różnych regionach częstotliwości w każdym skręcie ślimaka.

Ocena synaps wstęgowych w określonych obszarach częstotliwości ślimaka myszy

Źródło: Lee, D., et. al. Zmodyfikowane warunki eksperymentalne dla ubytku słuchu wywołanego hałasem u myszy oraz ocena funkcji słuchu i uszkodzenia zewnętrznych komórek rzęsatych. J. Vis. Exp. (2023)Ten film pokazuje pomiar słuchowej odpowiedzi pnia mózgu (ABR) u myszy. Elektrody umieszcza się na głowie, za uchem i w pobliżu ogona znieczulonej myszy. Dostarczane są bodźce akustyczne o różnym natężeniu, a generowane sygnały elektryczne są rejestrowane jako przebiegi.

Pomiar słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy

Ten protokół opisuje metody rejestrowania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u pourodzonych szczurzych szczeniąt. Aby zbadać rozwój funkcjonalny zewnętrznych komórek rzęsatych, opisano krok po kroku eksperymentalną procedurę rejestracji klamry krosowej całej komórki w izolowanych zewnętrznych komórkach rzęsatych.

Rejestracja słuchowej odpowiedzi pnia mózgu i zewnętrznego zacisku krosowego całych komórek rzęsatych u szczurów po urodzeniu

Zwierzęce modele implantów ślimakowych mogą poszerzyć wiedzę na temat technologicznych podstaw leczenia trwałego odbiorczego ubytku słuchu za pomocą stymulacji elektrycznej. W badaniu przedstawiono protokół chirurgiczny ogłuszenia i implantacji ślimakowej zestawu elektrod u myszy, a także ocenę funkcjonalną z odpowiedzią słuchową pnia mózgu.

Operacja wszczepienia implantu ślimakowego i elektrycznie wywołane nagrania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy C57BL/6

Ten manuskrypt opisuje eksperymentalny protokół oceny cech morfologicznych i statusu funkcjonalnego synaps wstęgowych u normalnych myszy. Prezentowany model nadaje się również do modeli z ograniczeniami synaptopatii ślimakowej wywołanych hałasem i związanych z wiekiem. Omówiono również korelacyjne wyniki poprzednich badań na myszach.

Ocena morfologiczna i funkcjonalna synaps wstęgowych w określonych obszarach częstości ślimaka myszy

Tutaj prezentujemy protokół dla mysiego modelu ubytku słuchu wywołanego hałasem (NIHL). Aby wywołać NIHL, opracowaliśmy nowe i proste urządzenie wykorzystujące tekturę falistą, klatkę pułapkę na szczury i głośnik. Odpowiedź słuchowa pnia mózgu i obrazowanie immunofluorescencyjne zostały wykorzystane do oceny odpowiednio funkcji słuchu i uszkodzenia zewnętrznych komórek rzęsatych.

Zmodyfikowane warunki eksperymentalne dla ubytku słuchu wywołanego hałasem u myszy oraz ocena funkcji słuchu i uszkodzenia zewnętrznych komórek rzęsatych

Ten artykuł opisuje półautomatyczny pomiar amplitud i opóźnień pierwszych pięciu szczytów i dołków w przebiegu odpowiedzi słuchowej pnia mózgu. Dodatkowa procedura kompiluje dane i dodaje adnotacje do arkusza kalkulacyjnego w celu analizy przez eksperymentatora. Te bezpłatne procedury komputerowe są wykonywane przy użyciu pakietu statystycznego R. o otwartym kodzie źródłowym.

Półautomatyczna analiza amplitudy piku i opóźnienia dla przebiegów odpowiedzi słuchowej pnia mózgu przy użyciu R

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Poznaj metodę audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy do analizy przetwarzania słuchowego i deficytów neurologicznych. Technika ta umożliwia szybką i precyzyjną ocenę funkcji słuchowej w modelach genetycznych i farmakologicznych.

Akwizycja i analiza danych w audiometrii odpowiedzi wywołanej pniem mózgu u myszy

Przeglądaj więcej filmów