Name: Wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 35 s
Description: Poznaj metodę wytwarzania kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura. Ta technika umożliwia jednoczesne wzmocnienie sygnałów motorycznych i stymulację sensoryczną, poprawiając funkcjonalność protez dla osób po amputacjach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować Jana Moon za fachową pomoc techniczną. Badania przedstawione w tym artykule zostały sfinansowane z grantu R21 (R21NS104584) dla SK.

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach są przeprowadzane za zgodą Komitetu ds. Użytkowania i Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Michigan.
UWAGA: Szczury-dawcy mają swobodny dostęp do jedzenia i wody przed procedurami dawstwa skóry i mięśni. Eutanazja jest wykonywana w głębokim znieczuleniu, po którym następuje dosercowe wstrzyknięcie chlorku potasu z wtórną metodą obustronnej odmy opłucnowej. W tym eksperymencie teoretycznie można wykorzystać każdy szczep szczura; jednak nasze laboratorium osiągnęło spójne wyniki zarówno u samców, jak i samic szczurów Fischer F344 (~200-250 g) w wieku od dwóch do czterech miesięcy. Szczury-dawcy muszą być izogeniczne w stosunku do szczurów doświadczalnych.
1. Przygotowanie przeszczepu skórnego
<ol>
	<li>Znieczulić szczura-dawcę w komorze indukcyjnej, wykorzystując roztwór 5% izofluranu w tlenie w tempie 0,8-1 l/min. Po znieczuleniu szczura wyjmij go z komory indukcyjnej i umieść na stożku nosowym do ponownego oddychania, obniżając izofluran do 2-2,5% w celu utrzymania znieczulenia.</li>
	<li>Podawać roztwór 0,02-0,03 ml karprofenu (50 mg/ml) w 0,2 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej podskórnie między łopatki w celu znieczulenia.</li>
	<li>Nałóż maść na sztuczne łzy na oba oczy, aby zapobiec owrzodzeniom rogówki.</li>
	<li>Za pomocą maszynki do strzyżenia ogol całe dolne kończyny tylne (kończyny), okolicę kostki i boki łap (łap).</li>
	<li>Oczyść wybraną tylną kończynę i podeszwową powierzchnię łapy alkoholem, a następnie roztworem jodopowidonu, kończąc na końcowym oczyszczeniu alkoholem w celu usunięcia resztek jodopowidonu.</li>
	<li>Za pomocą ręcznej wiertarki szybkoobrotowej z mikrosilnikiem i wyjmowanym okrągłym kamieniem polerskim o drobnym ziarnie (4000 obr./min), zadzioruj podeszwową powierzchnię łapy, aby usunąć naskórek. Podczas zadziorów stosuj kroplówki soli fizjologicznej, aby nie poparzyć skóry. Leżąca pod spodem skóra właściwa będzie miała błyszczący wygląd z punktowym krwawieniem.</li>
	<li>Załóż opaskę uciskową na kończynę dolną, aby spowolnić przepływ krwi.</li>
	<li>Usuń ostro skórę podeszwową skalpelem #15 i umieść w gazie zwilżonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu. Na tym etapie część tkanki ścięgnistej i łącznej zostanie z natury usunięta wraz ze skórą i zostanie usunięta później.</li>
	<li>Nałóż gazę na krwawiącą stopę, aby spowolnić krwotok. Powtórz kroki 1.5-1.9, jeśli wykonujesz dwie konstrukcje.</li>
	<li>Pod mikroskopem (20-krotne powiększenie) usuń ścięgno i tkankę łączną z głębokiej warstwy przeszczepu skóry za pomocą mikronożyczek. Uważaj, aby nie zrobić w szczepie. Cienki przeszczep skórny powinien być lekko nieprzezroczysty i zawierać tylko skórę właściwą o wymiarach około 0,5 cm x 1,0 cm.</li>
	<li>Umieść w gazie zwilżonej solą fizjologiczną, aż będzie gotowy do produkcji konstrukcji C-RPNI. Szczepy należy zużyć w ciągu 2 godzin od zbioru.</li>
</ol>
2. Przygotowanie przeszczepu mięśniowego
<ol>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie wzdłuż przedniej części dolnej kończyny tylnej od tuż nad kostką do tuż poniżej kolana za pomocą skalpela #15. Przeprowadź sekcję przez tkankę podskórną, aby odsłonić leżące pod nią mięśnie.</li>
	<li>W dystalnej części nacięcia odsłoń przyczepy ścięgniste mięśni kończyny dolnej. Piszczel przednia (TA) jest zazwyczaj największym i najbardziej wysuniętym do przodu mięśniem, a tuż pod i za tym mięśniem znajduje się prostownik palca długiego (EDL). Odizoluj dystalne ścięgno EDL od innych ścięgien w okolicy, uważając, aby w tym miejscu nie naciąć jego przyczepu.</li>
	<li>Zapewnij izolację prawidłowego ścięgna, wkładając oba zęby kleszczyka pod ścięgno i wywierając nacisk w górę, otwierając kleszcze, aby spowodować przemieszczenie ścięgna. Manipulacja tym ścięgnem powinna spowodować jednoczesne wyprostowanie wszystkich palców u stóp.</li>
	<li>Wykonaj dystalną tenotomię ostrymi nożyczkami do tęczówki i tępo oddziel mięsień od otaczających tkanek za pomocą tenotomii (lub innych nożyczek z końcówką) pracujących proksymalnie, aby znaleźć pochodzenie ścięgniste.</li>
	<li>Po uwidocznieniu ścięgna bliższego należy ponownie wykonać tenotomię za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki. Umieść przeszczep mięśniowy w gazie zwilżonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Po usunięciu wszystkich pożądanych przeszczepów od szczura-dawcy należy poddać eutanazji głównie przez wstrzyknięcie KCl do serca (1-2 mEq K+/kg), a następnie wtórną eutanazję z obustronnym nakłuciem odmy opłucnowej z ostrzem #15.</li>
</ol>
3. Wspólna izolacja i przygotowanie nerwu strzałkowego
<ol>
	<li>Znieczulić i zapewnić znieczulenie szczurowi doświadczalnemu zgodnie z protokołem opisanym w krokach 1.1-1.3.</li>
	<li>Ogol pożądane udo i oczyść je alkoholem, betadyną, kończąc na alkoholu, aby usunąć ślady betadyny.</li>
	<li>Przenieś zwierzę ze stołu chirurgicznego na stół mikroskopu operacyjnego i umieść na poduszce grzewczej z sondą temperatury w celu utrzymania temperatury ciała. Utrzymuj izofluran na poziomie 2-2,5%, a tlen na poziomie 0,8-1 l/min.</li>
	<li>Zaznacz nacięcie, rozciągające się od dystalnego do rwy kulszowej do dolnej części kolana. To oznaczenie powinno być niższe i odchylone od kości udowej. Wykonaj nacięcie ostrzem #15, nacinając powięź mięśnia dwugłowego uda.</li>
	<li>Ostrożnie przeprowadź sekcję mięśnia dwugłowego uda za pomocą hemostatu lub mikronożyczek z końcówką do przestrzeni leżącej pod mięśniem dwugłowym uda. 
	UWAGA: Nerw kulszowy porusza się mniej więcej w tym samym kierunku, co początkowe nacięcie, które zostało wykonane. Istnieją trzy gałęzie, zazwyczaj z nerwem strzałkowym tylnym i wspólnym nerwem strzałkowym i piszczelowym biegnącym odpowiednio powierzchownie i głęboko do kolana.</li>
	<li>Po zidentyfikowaniu wspólnego nerwu strzałkowego (CP), za pomocą pary mikro-, drobno zakończonych kleszczyków i mikronożyczek, ostrożnie odizoluj nerw CP od innych gałęzi kulszowych i usuń wszelkie zalegające dystalnie tkanki łącznej.</li>
	<li>W miejscu, w którym nerw przecina powierzchnię kolana, ostro przeciąć nerw za pomocą mikronożyczek. 
	UWAGA: Używanie ostrych nożyczek jest niezwykle ważne na tym etapie, ponieważ spowodowanie znacznego urazu nerwu może zwiększyć ryzyko powstania nerwiaka.</li>
	<li>Ostrożnie uwolnij pozostałą tkankę łączną z nerwu CP i pracuj proksymalnie, aby uwolnić nerw na długość około 2 cm.</li>
</ol>
4. Produkcja konstrukcji C-RPNI
<ol>
	<li>Usuń przeszczep mięśniowy z gazy zwilżonej solą fizjologiczną i usuń całą centralną tkankę ścięgnistą, a także mały centralny segment epimysium. Pozostaw ścięgniste końce nienaruszone.</li>
	<li>Korzystanie z 8-0 nylonowy szew, przymocuj epineurium przeciętego końca nerwu CP do obszaru przeszczepu mięśniowego pozbawionego epimysium za pomocą dwóch przerwanych szwów po obu stronach nerwu.</li>
	<li>Przymocuj przeszczep mięśniowy do okostnej kości udowej za pomocą pojedynczego nylonowego szwu przerywanego 6-0 zarówno proksymalnie, jak i dystalnie, z połączeniem nerwowo-mięśniowym skierowanym w stronę przeciwną od kości udowej. 
	UWAGA: Zabezpiecz mięsień tak, aby był na normalnej długości rozluźnienia. Staraj się nie rozciągać znacząco mięśnia ani nie pozostawiać zbyt dużej wiotkości podczas zabezpieczania.</li>
	<li>Postaw 8-0 ścieg nylonowy na dolnym, środkowym brzegu epimysium przeszczepu mięśniowego, mocując go do nerwu CP epineurium w taki sposób, aby stworzyć wiotkość nerwu w przeszczepie mięśniowym i pomóc złagodzić wszelkie przyszłe napięcia, na które może być narażony przy późniejszym poruszaniu się.</li>
	<li>Usuń przeszczep skóry z gazy nasączonej solą fizjologiczną i ułóż go na przeszczepie mięśniowym w taki sposób, aby całkowicie zakrył nerw i większość mięśnia. Upewnij się, że głęboki brzeg skóry właściwej spoczywa na mięśniu. Przytnij każdą skórę właściwą, która wystaje poza granicę mięśnia.</li>
	<li>Przymocuj przeszczep skóry do przeszczepu mięśniowego obwodowo za pomocą 8-0 Nylonowe szwy przerywane. Zazwyczaj stosuje się 4-8 całkowitych szwów w zależności od wielkości konstrukcji.</li>
	<li>Zamknij powięź mięśnia dwugłowego uda nad konstrukcją w biegu za pomocą szwu chromowego 5-0.</li>
	<li>Zamknij leżącą na powierzchni skórę za pomocą chromowego szwu 4-0 w stylu biegowym.</li>
	<li>Przetrzyj obszar operacyjny wacikiem nasączonym alkoholem i nałóż maść z antybiotykiem.</li>
	<li>Zaprzestań wziewnego środka znieczulającego i pozwól szczurowi dojść do siebie dzięki źródłom pożywienia i wody oddzielonym od kolegów z klatki.</li>
</ol>

<ol><li>Biddiss, E. A., Chau, T. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper+limb+prosthesis+use+and+abandonment%3A+A+survey+of+the+last+25+years%5BTitle%5D)+AND+%22Prosthetics+and+Orthotics+International%22%5BJournal%5D)">Upper limb prosthesis use and abandonment: A survey of the last 25 years.</a> Prosthetics and Orthotics International. 31 (3), 236-257 (2007).</li>
<li>Kung, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+peripheralnerve+interface+viability+and+signal+transduction+with+an+implanted+electrode%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Regenerative peripheralnerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).</li>
<li>Larson, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prototype+Sensory+Regenerative+Peripheral+Nerve+Interface+for+Artificial+Limb+Somatosensory+Feedback%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Prototype Sensory Regenerative Peripheral Nerve Interface for Artificial Limb Somatosensory Feedback.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (3 Suppl), 26-27 (2014).</li>
<li>Hijjawi, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+myoelectric+prosthesis+control+accomplished+using+multiple+nerve+transfers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved myoelectric prosthesis control accomplished using multiple nerve transfers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (7), 1573-1578 (2006).</li>
<li>Pylatiuk, C., Schulz, S., Döderlein, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Results+of+an+Internet+survey+of+myoelectric+prosthetic+hand+users%5BTitle%5D)+AND+%22Prosthetics+and+Orthotics+International%22%5BJournal%5D)">Results of an Internet survey of myoelectric prosthetic hand users.</a> Prosthetics and Orthotics International. 31 (4), 362-370 (2007).</li>
<li>Baghmanli, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+and+electrophysiologic+effects+of+poly%283%2C4-ethylenedioxythiophene%29+on+regenerating+peripheral+nerve+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Biological and electrophysiologic effects of poly(3,4-ethylenedioxythiophene) on regenerating peripheral nerve fibers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (2), 374-385 (2013).</li>
<li>Dhillon, G. S., Horch, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+neural+sensory+feedback+and+control+of+a+prosthetic+arm%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Neural+Systems+and+Rehabilitation+Engineering%22%5BJournal%5D)">Direct neural sensory feedback and control of a prosthetic arm.</a> IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 13 (4), 468-472 (2005).</li>
<li>Romo, R., Hernández, A., Zainos, A., Salinos, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somatosensory+discrimination+based+on+cortical+microstimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Somatosensory discrimination based on cortical microstimulation.</a> Nature. 392, 387-390 (1998).</li>
<li>O'Doherty, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+tactile+exploration+using+a+brain-machine-brain+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Active tactile exploration using a brain-machine-brain interface.</a> Nature. 479, 228-231 (2011).</li>
<li>Stein, R. B., Walley, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+comparison+of+upper+extremity+amputees+using+myoelectric+and+conventional+prostheses%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Physical+Medicine+and+Rehabilitation%22%5BJournal%5D)">Functional comparison of upper extremity amputees using myoelectric and conventional prostheses.</a> Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 64 (6), 243-248 (1983).</li>
<li>Millstein, S. G., Heger, H., Hunter, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prosthetic+Use+in+Adult+Upper+Limb+Amputees%3A+A+Comparison+of+the+Body+Powered+and+Electrically+Powered+Prostheses%5BTitle%5D)+AND+%22Prosthetics+and+Orthotics+International%22%5BJournal%5D)">Prosthetic Use in Adult Upper Limb Amputees: A Comparison of the Body Powered and Electrically Powered Prostheses.</a> Prosthetics and Orthotics International. 10 (1), 27-34 (1986).</li>
<li>Zollo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoring+tactile+sensations+via+neural+interfaces+for+real-time+force-and-slippage+closed-loop+control+of+bionic+hands%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Robotics%22%5BJournal%5D)">Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands.</a> Science Robotics. 4 (27), eaau9924(2019).</li>
<li>Tan, D. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+neural+interface+provides+long-term+stable+natural+touch+perception%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">A neural interface provides long-term stable natural touch perception.</a> Science Translational Medicine. 6 (257), 257ra138(2014).</li>
<li>Stieglitz, T., et al. On Biocompatibility and Stability of Transversal Intrafascicular Multichannel Electrodes-TIME. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStieglitz%2C+T+%22Converging+Clinical+and+Engineering+Research+on+Neurorehabilitation+II%22">Converging Clinical and Engineering Research on Neurorehabilitation II</a>. 15, 731-735 (2017).</li>
<li>Petrini, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Six-months+assessment+of+a+hand+prosthesis+with+intraneural+tactile+feedback%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Six-months assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback.</a> Annals of Neurology. 85 (1), 137-154 (2019).</li>
<li>Jung, R., Abbas, J., Kuntaegowdanahalli, S., Thota, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bionic+intrafascicular+interfaces+for+recording+and+stimulating+peripheral+nerve+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Bioelectronics+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers.</a> Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2018).</li>
<li>Micera, S., Navarro, X., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interfacing+With+the+Peripheral+Nervous+System+to+Develop+Innovative+Neuroprostheses%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Neural+Systems+and+Rehabilitation+Engineering%22%5BJournal%5D)">Interfacing With the Peripheral Nervous System to Develop Innovative Neuroprostheses.</a> IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 17 (5), 417-419 (2009).</li>
<li>Stieglitz, T., Schuettler, M., Schneider, A., Valderrama, E., Navarro, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+torque+development+in+the+rat+foot%3A+measurement+setup+and+results+from+stimulation+of+the+sciatic+nerve+with+polyimide-based+cuff+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Neural+Systems+and+Rehabilitation+Engineering%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes.</a> IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).</li>
<li>Polasek, K. H., Hoyen, H. A., Keith, M. W., Tyler, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+nerve+stimulation+thresholds+and+selectivity+using+a+multi-contact+nerve+cuff+electrode%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Neural+Systems+and+Rehabilitation+Engineering%22%5BJournal%5D)">Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode.</a> IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).</li>
<li>Nielson, K. D., Watts, C., Clark, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+nerve+injury+from+implantation+of+chronic+stimulating+electrodes+for+pain+control%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology%22%5BJournal%5D)">Peripheral nerve injury from implantation of chronic stimulating electrodes for pain control.</a> Surgical Neurology. 5 (1), 51-53 (1976).</li>
<li>Waters, R. L., McNeal, D. R., Faloon, W., Clifford, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+electrical+stimulation+of+the+peroneal+nerve+for+hemiplegia.+Long-term+clinical+follow-up%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery%22%5BJournal%5D)">Functional electrical stimulation of the peroneal nerve for hemiplegia. Long-term clinical follow-up.</a> Journal of Bone and Joint Surgery. 67 (5), 792-793 (1985).</li>
<li>Larsen, J. O., Thomsen, M., Haugland, M., Sinkjaer, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degeneration+and+regeneration+in+rabbit+peripheral+nerve+with+long-term+nerve+cuff+electrode+implant%3A+a+stereological+study+of+myelinated+and+unmyelinated+axons%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Degeneration and regeneration in rabbit peripheral nerve with long-term nerve cuff electrode implant: a stereological study of myelinated and unmyelinated axons.</a> Acta Neuropathologica. 96 (4), 365-378 (1998).</li>
<li>Krarup, C., Loeb, G. E., Pezeshkpour, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conduction+studies+in+peripheral+cat+nerve+using+implanted+electrodes%3A+III.+The+effects+of+prolonged+constriction+on+the+distal+nerve+segment%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Conduction studies in peripheral cat nerve using implanted electrodes: III. The effects of prolonged constriction on the distal nerve segment.</a> Muscle Nerve. 12 (11), 915-928 (1989).</li>
<li>Micera, S., Navarro, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bidirectional+interfaces+with+the+peripheral+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22International+Review+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Bidirectional interfaces with the peripheral nervous system.</a> International Review of Neurobiology. 86, 23-38 (2009).</li>
<li>Urbanchek, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscale+Electrode+Implantation+during+Nerve+Repair%3A+Effects+on+Nerve+Morphology%2C+Electromyography%2C+and+Recovery+of+Muscle+Contractile+Function%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Microscale Electrode Implantation during Nerve Repair: Effects on Nerve Morphology, Electromyography, and Recovery of Muscle Contractile Function.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 128 (4), 270e-278e (2011).</li>
<li>Yoshida, K., Horch, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+stimulation+of+peripheral+nerve+fibers+using+dual+intrafascicular+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Selective stimulation of peripheral nerve fibers using dual intrafascicular electrodes.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 40 (5), 492-494 (1993).</li>
<li>Branner, A., Stein, R. B., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+stimulation+of+cat+sciatic+nerve+using+an+array+of+varying+length+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Selective stimulation of cat sciatic nerve using an array of varying length microelectrodes.</a> Journal of Neurophysiology. 85 (4), 1585-1594 (2001).</li>
<li>Zheng, X. J., Zhang, J., Chen, T., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinally+implanted+intrascicular+electrodes+for+stimulating+and+recording+fascicular+physioelectrical+signals+in+the+sciatic+nerve+of+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Longitudinally implanted intrascicular electrodes for stimulating and recording fascicular physioelectrical signals in the sciatic nerve of rabbits.</a> Microsurgery. 23, 268-273 (2003).</li>
<li>del Valle, J., Navarro, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interfaces+with+the+peripheral+nerve+for+the+control+of+neuroprostheses%5BTitle%5D)+AND+%22International+Review+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Interfaces with the peripheral nerve for the control of neuroprostheses.</a> International Review of Neurobiology. 109, 63-83 (2013).</li>
<li>Stiller, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Meta-Analysis+of+Intracortical+Device+Stiffness+and+Its+Correlation+with+Histological+Outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Micromachines%22%5BJournal%5D)">A Meta-Analysis of Intracortical Device Stiffness and Its Correlation with Histological Outcomes.</a> Micromachines. 9 (9), 443(2018).</li>
<li>Hanson, T., Diaz-Botia, C., Kharazia, V., Maharbiz, M., Sabes, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+%22sewing+machine%22+for+minimally+invasive+neural+recording%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">The "sewing machine" for minimally invasive neural recording.</a> bioRxiv. , Published online (2019).</li>
<li>Yang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioinspired+neuron-like+electronics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Materials%22%5BJournal%5D)">Bioinspired neuron-like electronics.</a> Nature Materials. 18, 510-517 (2019).</li>
<li>Irwin, Z. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+recording+of+hand+prosthesis+control+signals+via+a+regenerative+peripheral+nerve+interface+in+a+rhesus+macaque%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">Chronic recording of hand prosthesis control signals via a regenerative peripheral nerve interface in a rhesus macaque.</a> Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046007(2016).</li>
<li>Kubiak, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abstract+24%3A+Successful+Control+of+Virtual+and+Robotic+Hands+using+Neuroprosthetic+Signals+from+Regenerative+Peripheral+Nerve+Interfaces+in+a+Human+Subject%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Global+Open%22%5BJournal%5D)">Abstract 24: Successful Control of Virtual and Robotic Hands using Neuroprosthetic Signals from Regenerative Peripheral Nerve Interfaces in a Human Subject.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 6 (4), 19-20 (2018).</li>
<li>Sando, I. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dermal-Based+Peripheral+Nerve+Interface+for+Transduction+of+Sensory+Feedback%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Dermal-Based Peripheral Nerve Interface for Transduction of Sensory Feedback.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 136 (4 Suppl), 19-20 (2015).</li>
<li>Kubiak, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abstract+36%3A+Viability+and+Signal+Transduction+with+the+Composite+Regenerative+Peripheral+Nerve+Interface+%28C-RPNI%29%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Global+Open%22%5BJournal%5D)">Abstract 36: Viability and Signal Transduction with the Composite Regenerative Peripheral Nerve Interface (C-RPNI).</a> Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 7 (4), 26-27 (2019).</li>
<li>Kubiak, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abstract+QS18%3A+Neural+Signal+Transduction+with+the+Muscle+Cuff+Regenerative+Peripheral+Nerve+Interface%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Global+Open%22%5BJournal%5D)">Abstract QS18: Neural Signal Transduction with the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 7 (4 Suppl), 114(2019).</li>
<li>Woo, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utilizing+nonvascularized+partial+skeletal+muscle+grafts+in+peripheral+nerve+interfaces+for+prosthetic+control%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Utilizing nonvascularized partial skeletal muscle grafts in peripheral nerve interfaces for prosthetic control.</a> Journal of the American College of Surgeons. 219 (4), e136-e137 (2014).</li>
<li>Sporel-Özakat, R. E., Edwards, P. M., Hepgul, K. T., Savas, A., Gispen, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+reducing+autotomy+in+rats+after+peripheral+nerve+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions.</a> Journal of Neuroscience Methods. 36 (2-3), 263-265 (1991).</li>
<li>Carr, M. M., Best, T. J., Mackinnon, S. E., Evans, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain+differences+in+autotomy+in+rats+undergoing+sciatic+nerve+transection+or+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair.</a> Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).</li>
</ol>

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

C-RPNI to nowatorska konstrukcja, która zapewnia jednoczesne wzmocnienie sygnałów odprowadzających motorycznych nerwu docelowego z zapewnieniem aferentnego sensorycznego sprzężenia zwrotnego. W szczególności C-RPNI ma wyjątkową użyteczność dla osób żyjących z amputacjami bliższymi, ponieważ ich pęczki motoryczne i czuciowe nie mogą być łatwo mechanicznie oddzielone podczas operacji. Zamiast tego C-RPNI wykorzystuje nieodłączne preferencyjne właściwości reinerwacyjne samego nerwu, aby zachęcić do reinerwacji włókien czuci...

Amputacje kończyn dotykają prawie 1 na 190 Amerykanów1, a ich częstość występowania ma wzrosnąć z 1,6 miliona obecnie do ponad 3,6 miliona do 2050 roku2. Pomimo udokumentowanego stosowania od ponad tysiąca lat, idealna proteza nie została jeszcze zrealizowana3. Obecnie istnieją złożone protezy zdolne do wielu manipulacji stawami, które mogą odtwarzać wiele funkcji motorycznych natywnej kończyny4,5. Jednak urządzenia te nie są uważane za intuicyjne, ponieważ pożądany ruch protezy jest zwykle funkcjonalnie oddzielony od wejściowego sygnału sterującego. Użytkownicy zazwyczaj uważają te "zaawansowane protezy" za trudne do nauczenia się i dlatego nie nadają się do codziennego użytku1,6. Ponadto złożone protezy dostępne obecnie na rynku nie zapewniają żadnego znaczącego stopnia subtelnego sensorycznego sprzężenia zwrotnego dla odpowiedniej kontroli. Zmysł dotyku i propriocepcja są niezbędne do wykonywania codziennych zadań, a bez nich proste czynności, takie jak podniesienie filiżanki kawy, stają się uciążliwe, ponieważ opierają się wyłącznie na wskazówkach wizualnych7,8,9. Z tych powodów zaawansowane protezy wiążą się ze znacznym stopniem zmęczenia psychicznego i często są opisywane jako uciążliwe i niezadowalające5,10,11. Aby temu zaradzić, niektóre laboratoria badawcze opracowały protezy zdolne do zapewnienia ograniczonego stopnia sensorycznej informacji zwrotnej poprzez bezpośrednią interakcję neuronową12,13,14,15, ale informacja zwrotna jest często ograniczona do małych, rozproszonych obszarów na dłoniach i palcach12,13, a odczucia były czasami bolesne i nienaturalne15. W wielu z tych badań niestety brakuje znaczącej długoterminowej obserwacji i histologii nerwów, aby określić miejscowy wpływ na tkanki, jednocześnie odnotowując awarię interfejsu w skali tygodni do miesięcy16.
Dla tej populacji, idealne urządzenie protetyczne zapewniłoby wysoką wierność kontroli motorycznej wraz ze znaczącym somatosensorycznym sprzężeniem zwrotnym z otoczenia danej osoby przez całe jej życie. Kluczowe znaczenie dla zaprojektowania tej idealnej protezy ma opracowanie stabilnego, niezawodnego interfejsu, który pozwoliłby na jednoczesną transmisję aferentnych informacji somatosensorycznych z odprowadzającymi sygnałami motorycznymi. Najbardziej obiecującymi z obecnych interfejsów człowiek-maszyna są te, które wchodzą w bezpośrednią interakcję z obwodowym układem nerwowym, a ostatnie osiągnięcia w dziedzinie protetyki neurozintegrowanej przyczyniły się do wypełnienia luki między sygnałami bioelektrycznymi i mechanicznymi17. Obecnie wykorzystywane interfejsy obejmują: elastyczne płytki nerwowe14,15,18, pozaneuronowe elektrody mankietowe13,19,20,21,22,23, elektrody penetrujące tkanki24,25,31,32, oraz elektrody wewnątrzpęczkowe26,27,28. Jednak każda z tych metod wykazała ograniczenia w odniesieniu do specyficzności nerwów, uszkodzenia tkanek, zwyrodnienia aksonów, wyczerpania mieliny i/lub tworzenia się tkanki bliznowatej związanej z przewlekłą reakcją na ciało obce w mieszkaniu16,17,18,19. Ostatnio postulowano, że przyczyną ewentualnej awarii wszczepionej elektrody jest znacząca różnica w modułach Younga między materiałem elektronicznym a natywną tkanką nerwową. Tkanka mózgowa jest codziennie poddawana znacznym mikroruchom i wysunięto teorię, że naprężenie ścinające wywołane różnicami w modułach Younga powoduje stan zapalny i ostatecznie trwałe bliznowacenie30,31,32. Efekt ten jest często potęgowany w kończynach, gdzie nerwy obwodowe podlegają zarówno fizjologicznym mikroruchom, jak i celowym makroruchom kończyn. Ze względu na ten ciągły ruch, uzasadnione jest stwierdzenie, że wykorzystanie całkowicie abiotycznego interfejsu nerwów obwodowych nie jest idealne, a interfejs ze składnikiem biologicznym byłby bardziej odpowiedni.
Aby zaspokoić to zapotrzebowanie na komponent biologiczny, nasze laboratorium opracowało biotyczny interfejs nerwowy zwany Regeneracyjnym Interfejsem Nerwu Obwodowego (RPNI) do integracji przeciętych nerwów obwodowych w szczątkowej kończynie za pomocą urządzenia protetycznego. Wytwarzanie RPNI polega na chirurgicznym wszczepieniu nerwu obwodowego do autologicznego wolnego przeszczepu mięśniowego, który następnie rewaskularyzuje się i unerwia. Nasze laboratorium opracowało ten biologiczny interfejs nerwowy w ciągu ostatniej dekady, odnosząc sukcesy we wzmacnianiu i przekazywaniu sygnałów motorycznych w połączeniu z wszczepionymi elektrodami zarówno w badaniach na zwierzętach, jak i na ludziach, co pozwala na odpowiednią kontrolę protetyczną o wielu stopniach swobody2,34. Ponadto oddzielnie zademonstrowaliśmy sensoryczne sprzężenie zwrotne za pomocą nerwów obwodowych osadzonych w przeszczepach skórnych, określanych jako Dermal Sensory Interface (DSI)3,35. W przypadku amputacji bardziej dystalnych możliwe jest jednoczesne użycie tych konstruktów, ponieważ pęczki motoryczne i czuciowe w docelowym nerwie obwodowym mogą być chirurgicznie oddzielone. Jednak w przypadku amputacji na bardziej proksymalnym poziomie nie jest to możliwe ze względu na przenikanie się włókien motorycznych i czuciowych. Kompozytowy regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych (C-RPNI) został opracowany do amputacji bardziej proksymalnych i polega na wszczepieniu mieszanego nerwu czuciowo-ruchowego do konstruktu składającego się z wolnego przeszczepu mięśniowego przymocowanego do segmentu przeszczepu skórnego (ryc. 1). Nerwy obwodowe wykazują preferencyjne ukierunkowane unerwienie, dzięki czemu włókna czuciowe ponownie unerwiają przeszczep skórny i włókna ruchowe, przeszczep mięśniowy. Konstrukt ten ma zatem zdolność do jednoczesnego wzmacniania sygnałów motorycznych, zapewniając jednocześnie somatosensoryczne sprzężenie zwrotne36 (Rysunek 2), co pozwala na realizację idealnej, intuicyjnej, złożonej protezy.

<table><tbody><tr><td>#15 Skalpel</td><td>Aspen Surgical, Inc</td><td>Ref 371115</td><td>Ostrza chirurgiczne ze stali węglowej z żeberkami (#15)</td></tr><tr><td>4-0 Szew chromowy</td><td>Ethicon</td><td>SKU# 1654G</td><td>P-3 Igła do odwróconego cięcia</td></tr><tr><td>5-0 Szew chromowy</td><td>Ethicon</td><td>SKU# 687G</td><td>P-3 Igła do odwróconego cięcia</td></tr><tr><td>6-0 Ethilon Seture</td><td></td><td>Ethicon SKU# 697G</td><td>P-1 Igła do odwróconego cięcia (szew nylonowy)</td></tr><tr><td>8-0 Szew monofilamentowy</td><td>AROSurgical</td><td>T06A08N14-13</td><td>poliamidowy szew monofilamentowy na gwintowanej igle stożkowej</td></tr><tr><td>Szczury eksperymentalne</td><td>Envigo</td><td>F344-NH-sd</td><td>Szczury to Fischer F344 Szczep</td></tr><tr><td>Fluriso (izofluoran)</td><td>VetOne</td><td>13985-528-40</td><td>Wziewna znieczulająca</td></tr><tr><td>wiertarka szybkoobrotowa z mikrosilnikiem z Stone</td><td>Master</td><td>Mechanic Model 151369</td><td>Ręczne narzędzie obrotowe; zestaw zawiera wiele drobnych kamieni</td></tr><tr><td></td><td>kriogenicznych Tlenowe gazy kriogeniczne</td><td>UN1072</td><td>Standardowe kanistry z tlenem klasy medycznej</td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>APP Pharmaceuticals</td><td>63323-965-20</td><td>Forma do wstrzykiwań, 2 mEq / ml</td></tr><tr><td>Povidone Jodine USP</td><td>MediChoice</td><td>65517-0009-1</td><td>10% roztwór do stosowania miejscowego, można używać jednej butelki do wielu przygotowań chirurgicznych</td></tr><tr><td>Maść okulistyczna Puralube Vet</td><td>Dechra</td><td>17033-211-38</td><td>Maść chroniąca rogówkę do stosowania podczas zabiegu</td></tr><tr><td>Rimadyl (Caprofen)</td> <td>Zoetis, Inc.</td><td>NADA# 141-199</td><td>Forma do wstrzykiwań, 50 mg / ml</td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Leica</td><td>Model M60</td><td>Użytkownik może dostosować powiększenie do swoich preferencji</td></tr><tr><td>Instrumenty chirurgiczne</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>Różni</td><td>użytkownicy mogą wybierać instrumenty zgodnie z osobistymi preferencjami lub z tego, co jest obecnie dostępne w ich laboratorium</td></tr><tr><td>Maść z potrójnym antybiotykiem</td><td>MediChoice</td><td>39892-0830-2</td><td>Maść jest dostarczana w sterylnych, jednorazowych opakowaniach</td></tr><tr><td>VaporStick 3</td><td>Surgivet</td><td>V7015</td><td>Wieża anestezjologiczna z miejscem na butlę z izofluoranem i tlenem</td></tr><tr><td>Webcol Alcohol Prep</td><td>Coviden</td><td>Ref 6818</td><td>Chusteczki nasączone alkoholem; użyj nowej chusteczki do każdego przygotowania</td></tr></tbody></table>

wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (c-rpni) u dorosłego szczura

Fabrication of the Composite Regenerative Peripheral Nerve Interface (C-RPNI) in the Adult Rat

Ostatnie postępy w neuroprotetyce umożliwiły osobom żyjącym z utratą kończyn odtwarzanie wielu funkcji charakterystycznych dla nieobecnej kończyny, a często osiąga się to poprzez integrację z obwodowym układem nerwowym. Niestety, obecnie stosowane metody często wiążą się ze znacznym uszkodzeniem tkanek, co uniemożliwia długotrwałe stosowanie. Ponadto urządzenia te często nie mają żadnego znaczącego stopnia sensorycznego sprzężenia zwrotnego, ponieważ ich złożona konstrukcja tłumi wszelkie wibracje lub inne odczucia, na których użytkownik mógł wcześniej polegać podczas korzystania z prostszych protez. Kompozytowy regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych (C-RPNI) został opracowany jako stabilny, biologiczny konstrukt zdolny do wzmacniania odprowadzających sygnałów nerwu ruchowego przy jednoczesnym zapewnieniu aferentnego sensorycznego sprzężenia zwrotnego. C-RPNI składa się z odcinka wolnego przeszczepu skóry i mięśni zabezpieczonego wokół docelowego mieszanego nerwu czuciowo-ruchowego, z preferencyjnym unerwieniem nerwu ruchowego przeszczepu mięśniowego i unerwieniem nerwu czuciowego przeszczepu skórnego. U szczurów konstrukt ten zademonstrował generowanie złożonych potencjałów czynnościowych mięśni (CMAP), wzmacniając sygnał docelowego nerwu z poziomu mikro- i miliwoltowego, przy średnim stosunku sygnału do szumu wynoszącym około 30-50. Stymulacja składnika skórnego konstruktu generuje złożone potencjały czynnościowe nerwu czuciowego (CSNAP) na nerwie proksymalnym. W związku z tym konstrukt ten ma obiecującą przyszłą użyteczność w kierunku realizacji idealnej, intuicyjnej protezy.

Wytworzenie konstrukcji uznaje się za niepowodzenie, jeśli u szczurów rozwinie się infekcja lub nie przeżyją one znieczulenia chirurgicznego. Wcześniejsze badania wykazały, że konstrukty te wymagają około trzech miesięcy na rewaskularyzację i reinerwację2,3,17,36. Po trzy miesięcznym okresie rekonwalescencji można przeprowadzić testy konstrukcji w celu zbadania ...

Poniższy manuskrypt opisuje nowatorską metodę rozwoju biologicznego, zamkniętego systemu neuronowego sprzężenia zwrotnego, zwanego kompozytowym regeneracyjnym interfejsem nerwów obwodowych (C-RPNI). Konstrukt ten ma zdolność integracji z nerwami obwodowymi w celu wzmocnienia odprowadzających sygnałów motorycznych, jednocześnie zapewniając aferentne sensoryczne sprzężenie zwrotne.

Wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura

Recent advances in neuroprosthetics have enabled those living with extremity loss to reproduce many functions native to the absent extremity, and this is ...

Nasz protokół jest znaczący, ponieważ umożliwia jednoczesne wzmacnianie sygnału nerwu ruchowego wraz z zapewnieniem aferentnej stymulacji nerwów czuciowych poprzez wykorzystanie biologicznego interfejsu nerwów obwodowych. Technika ta może zapewnić realistyczne urządzenie protetyczne dla osób po amputacji, ponieważ C-RPNI umożliwia jednoczesną kontrolę motoryczną i czuciowe sprzężenie zwrotne w tym samym interfejsie nerwów obwodowych. Wiele osób żyjących po amputacji porzuca zaawansowane urządzenia neuroprotetyczne, ponieważ brakuje im intuicyjnego sterowania i znaczącego sensorycznego sprzężenia zwrotnego.Ta technika zapewnia jedno i drugie i może zapobiec porzuceniu protezy. Technika ta może być stosowana u osób ze słabymi lub nieobecnymi kończynami lub deficytami sensorycznymi, zapewniając dalszy wgląd w systemy sprzężenia zwrotnego, które zapewniają precyzyjną i intuicyjną kontrolę kończyn. Wykonywanie operacji nerwów obwodowych jest trudne, ponieważ margines błędu jest niewielki.Używanie wysokiej jakości instrumentów i częste ćwiczenia to najlepsze sposoby na zapewnienie sukcesu. Techniki chirurgiczne są niezwykle trudne do przekazania i nauczenia się z formatu literackiego. Obserwowanie każdego kroku związanego z produkcją konstrukcji jest kluczem do opanowania metody.Aby przygotować przeszczep skóry, po potwierdzeniu braku reakcji na szczypanie palca u nogi, nałóż maść na oczy znieczulonego szczura. Za pomocą maszynki do strzyżenia ogol całą dolną kończynę tylną, okolicę kostki i boki łapy. Zdezynfekuj wybraną kończynę tylną na podeszwowej powierzchni łapy sekwencyjnym roztworem alkoholowo-jodopowidonowym i oczyść alkoholem.Za pomocą ręcznej wiertarki szybkoobrotowej z mikrosilnikiem ze zdejmowanym okrągłym kamieniem polerskim o drobnym ziarnie, zadzioruj podeszwową powierzchnię łapy, aby usunąć naskórek z prędkością 4 000 obrotów na minutę, stosując krople soli fizjologicznej, aby nie poparzyć skóry. Leżąca pod spodem skóra właściwa będzie miała błyszczący wygląd z punktowym krwawieniem. Załóż opaskę uciskową na kończynę dolną, aby spowolnić przepływ krwi i użyj skalpela numer 15, aby ostro usunąć skórę podeszwową.Umieść skórę w gazie zwilżonej solą fizjologiczną, aby zapobiec wysuszeniu i przyłóż gazę do krwawiącej stopy, aby spowolnić krwotok. Umieść skórę pod mikroskopem preparacyjnym i za pomocą mikronożyczek usuń wszelkie ścięgna i tkankę łączną z głębokiej warstwy przeszczepu skóry. Przerzedzony przeszczep skórny powinien być lekko nieprzezroczysty, zawierać tylko skórę właściwą i mieć wymiary około 0,5 na jeden centymetr.Następnie umieść tkankę w nowym kawałku gazy zwilżonej solą fizjologiczną, aż do momentu skonstruowania. Aby przygotować przeszczep mięśniowy, użyj skalpela numer 15, aby wykonać podłużne nacięcie wzdłuż przedniej części dolnej kończyny tylnej od tuż nad kostką do tuż poniżej kolana. Przeprowadź sekcję przez tkankę podskórną, aby odsłonić leżące pod nią mięśnie.W dystalnej części nacięcia odsłoń przyczepy ścięgniste mięśni kończyny dolnej. Kość piszczelowa przednia jest zazwyczaj największą i najbardziej wysuniętą do przodu mięśnią. Tuż pod i za tym mięśniem leży prostownik palca długiego.Aby odizolować dystalne ścięgno prostownika długiego palca od innych ścięgien w okolicy, włóż oba zęby kleszczy pod ścięgno i otwórz kleszcze, aby wywrzeć nacisk w górę, aby spowodować wychylenie ścięgna. Manipulacja ścięgnem powinna spowodować jednoczesne wyprostowanie wszystkich palców u stóp. Użyj ostrych nożyczek tęczówki, aby wykonać dystalną tenotomię i użyj tenomoty, aby tępo oddzielić mięsień od otaczającej tkanki, pracując proksymalnie, aby znaleźć pochodzenie ścięgna.Gdy można uwidocznić ścięgno proksymalne, użyj nożyczek tęczówki, aby wykonać drugą tenotomię i umieść przeszczep mięśniowy w gazie zwilżonej solą fizjologiczną. W celu wyizolowania i przygotowania nerwu strzałkowego wspólnego należy ogolić jedno udo i zdezynfekować odsłoniętą skórę sekwencyjnym środkiem oczyszczającym alkohol-betadyna-alkohol. Umieść znieczulonego szczura na poduszce grzewczej pod mikroskopem chirurgicznym i zaznacz nacięcie od dystalnej do wcięcia kulszowego do dolnej części kolana dolnej i odchylonej od kości udowej.Następnie użyj skalpela numer 15, aby wykonać nacięcie wzdłuż znaku przez leżącą pod spodem powięź dwugłową uda. Ostrożnie przeprowadź sekcję przez mięsień dwugłowy uda do przestrzeni pod mięśniem dwugłowym uda. Po zidentyfikowaniu wspólnego nerwu strzałkowego użyj mikro kleszczyków i mikronożyczek z cienką końcówką, aby ostrożnie odizolować wspólny nerw strzałkowy od innych gałęzi kulszowych.Usuń pozostałą tkankę łączną dystalnie i w miejscu, w którym nerw przecina powierzchnię kolana, ostro przeciąć nerw za pomocą mikronożyczek. Następnie ostrożnie uwolnij pozostałą tkankę łączną ze wspólnego nerwu strzałkowego i pracuj proksymalnie, aby uwolnić nerw na długość około dwóch centymetrów. Nerwy są delikatne, a drobne potknięcia mogą powodować trwałe deficyty funkcjonalne.Częsta praktyka, precyzyjne narzędzia chirurgiczne oraz idealne ułożenie i podparcie dłoni są kluczem do opanowania tej techniki. Aby wytworzyć konstrukt C-RPNI, umieść przeszczep mięśniowy pod mikroskopem preparacyjnym i usuń całą centralną tkankę ścięgnistą, a także mały centralny segment epimysium, pozostawiając nienaruszone ścięgnaste końce. Korzystanie z 8-0 Nylonowy szew i dwa przerwane szwy, przymocuj epineurium przeciętego końca wspólnego nerwu strzałkowego do obszaru przeszczepu mięśniowego pozbawionego epimysium po obu stronach nerwu.Przymocuj przeszczep mięśniowy do okostnej kości udowej za pomocą pojedynczego nylonowego szwu przerywanego 6-0 zarówno proksymalnie, jak i dystalnie, z połączeniem nerwowo-mięśniowym skierowanym w stronę przeciwną do kości udowej. Postaw 8-0 Ścieg nylonowy na dolnym środkowym brzegu epimysium przeszczepu mięśniowego, mocujący go do wspólnego nerwu strzałkowego epineurium, aby stworzyć wiotkość nerwu w przeszczepie mięśniowym. Umieść przeszczep skóry na przeszczepie mięśniowym tak, aby całkowicie zakrywał nerw i większość mięśnia, a głęboki brzeg skóry właściwej spoczywał na mięśniu.Przytnij dowolną skórę właściwą, która wystaje poza granicę mięśnia i użyj 8-0 Nylonowe szwy przerywane w celu obwodowego zabezpieczenia przeszczepu skóry do przeszczepu mięśniowego. Zamknij powięź mięśnia dwugłowego uda nad konstrukcją w sposób biegowy za pomocą szwu chromowego 5-0 i zamknij przylegającą skórę szwem chromowym 4-0 w stylu biegowym. Następnie zamień obszar chirurgiczny na wapic nasączony alkoholem i nałóż maść z antybiotykiem, zanim pozwolisz szczurowi dojść do siebie dzięki źródłom pożywienia i wody oddzielonym od współwięźniów z klatki z monitorowaniem aż do pełnego leżenia.Jeśli się powiedzie, chirurgiczne odsłonięcie konstruktów po trzech miesiącach ujawni ponownie unaczynione mięśnie i skórę, a delikatne ściskanie wspólnego nerwu strzałkowego kleszczami proksymalnymi do konstruktu spowoduje widoczny skurcz mięśni. Analiza histologiczna powinna wykazać żywotną skórę, nerwy i mięśnie. Barwienie immunologiczne ujawni również ponowne unerwienie nerwów ruchowych i czuciowych odpowiednio do ich połączeń nerwowo-mięśniowych i narządów końcowych czuciów.Badania elektrofizjologiczne można przeprowadzić na tych konstruktach in vivo, jak wykazano, na przykład po trzech i dziewięciu miesiącach od wytworzenia C-RPNI. W tym miejscu przedstawiono pojedyncze i sumujące się złożone potencjały czynnościowe mięśni oraz złożone sygnały potencjałów czynnościowych nerwów czuciowych uzyskane podczas badań elektrofizjologicznych w formie graficznej. Nieoptymalne wyniki w przeszczepie mięśniowym są wskazywane przez stłumione sygnały, które nie mają charakterystycznego złożonego przebiegu potencjału czynnościowego mięśni.Nieoptymalne wyniki na poziomie składnika skórnego zwykle wiążą się z tłumieniem kształtu fali ze znacznym szumem tła. Dobrej jakości instrumenty to podstawa. Nożyczki powinny być ostre, a kleszcze powinny być z cienką końcówką, aby ułatwić niezwykle precyzyjne obchodzenie się z przeszczepami skórnymi i nerwami bez uszkodzenia.Po wytworzeniu metoda ta może być wykorzystana w badaniach elektrofizjologicznych w celu dalszego scharakteryzowania możliwości sygnalizacyjnych, zapewniając lepszy wgląd w eferentne i aferentne pętle sprzężenia zwrotnego. Chociaż C-RPNI pozwala na sensoryczne sprzężenie zwrotne, nie jest jasne, czy można ustanowić system sprzężenia zwrotnego w pętli zamkniętej dla propriocepcji. Obecnie zajmujemy się tym pytaniem w laboratorium.

fabrication-composite-regenerative-peripheral-nerve-interface-c-rpni

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Uraz rdzenia kręgowego zaburza komunikację z mózgiem. Aby przywrócić utraconą łączność, wykorzystujemy przeszczep nerwu obwodowego, który stanowi podłoże dla regenerujących się włókien, w połączeniu z czynnikami neurotroficznymi i enzymami modyfikującymi macierz, które usuwają cząsteczki hamujące w celu promowania wzrostu na duże odległości.

Połączenie przeszczepu nerwu obwodowego i modulacji macierzy w celu naprawy uszkodzonego rdzenia kręgowego szczura

Źródło: Svientek, S. R., et al. Wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura.  J. Vis. Exp. (2020).Film ten demonstruje chirurgiczną konstrukcję kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) w szczurzym modelu uszkodzenia nerwów obwodowych. Zabieg polega na przymocowaniu przeciętego nerwu strzałkowego do przeszczepu mięśniowego i nałożeniu na niego przeszczepu skóry w celu pobudzenia regeneracji nerwów. Z biegiem czasu...

Budowa kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych w szczurzym modelu uszkodzenia nerwu

Istniejące podejścia do konstruowania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych nerwów obwodowych do użytku u małych gryzoni często wymagają specjalistycznego sprzętu i/lub wysoko wykwalifikowanego personelu. W tym protokole demonstrujemy proste, tanie podejście do wytwarzania przewlekle wszczepialnych elektrod mankietowych i wykazujemy ich skuteczność w stymulacji nerwu błędnego (VNS) u szczurów.

Przygotowanie elektrod stymulujących nerwy obwodowe do przewlekłej implantacji u szczurów

To jest protokół chirurgicznego wszczepienia i obsługi bezprzewodowo zasilanego interfejsu dla nerwów obwodowych. Pokazujemy użyteczność tego podejścia na przykładach stymulatorów nerwów umieszczonych na nerwie kulszowym lub przeponowym szczura.

Implantacja i sterowanie bezprzewodowymi, bezbateryjnymi systemami do łączenia nerwów obwodowych

Ten manuskrypt dostarcza innowacyjnej metody rozwoju biologicznego interfejsu nerwów obwodowych, zwanego Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI).  Ten konstrukt chirurgiczny może wzmacniać sygnały odprowadzające motoryczne nerwu obwodowego, aby ułatwić dokładne wykrywanie intencji motorycznej i potencjalną kontrolę urządzeń egzoszkieletowych.

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych

Ten protokół opisuje przygotowanie całej tkanki nerwowej rwy kulszowej szczura do elektrofizjologicznej stymulacji ex vivo i zapis w regulowanej środowiskowo, dwukomorowej, perfundowanej kąpieli solankowej.

Przygotowanie nerwu kulszowego szczura do neurofizjologii ex vivo

Tutaj opisujemy procedurę chirurgiczną przeprowadzania operacji Regenerative Peripheral Nerve Interface (RPNI) w leczeniu bólu neuropatycznego po amputacji w kontekście międzynarodowego, randomizowanego badania kontrolowanego (RCT) (ClinicalTrials.gov, NCT05009394). RCT porównuje RPNI z dwiema innymi technikami chirurgicznymi, a mianowicie celowanym unerwieniem mięśni (TMR) i wycięciem nerwiaka połączonego z transpozycją domięśniową.

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych: protokół chirurgiczny dla randomizowanego kontrolowanego badania w bólu po amputacji

Czujniki „e-DNA”, czyli bezodczynnikowe biosensory elektrochemiczne, które wykazują wysoką skuteczność nawet podczas bezpośredniej analizy krwi i innych złożonych matryc, zostały zaadaptowane do wykrywania szerokiego zakresu analitów w postaci kwasów nukleinowych, białek i małych cząsteczek. W niniejszej pracy przedstawiamy ogólną procedurę wytwarzania i stosowania takich czujników.

Wytwarzanie elektrochemicznych biosensorów DNA do bezodczynnikowej detekcji kwasów nukleinowych, białek i małych cząsteczek

Niniejszy artykuł opisuje podejście w zakresie biofabrykacji: osadzanie polisacharydów reagujących na bodźce w obecności spolaryzowanych elektrod w celu stworzenia biokompatybilnych filmów, które mogą zostać funkcjonalizowane komórkami lub białkami. Przedstawiamy laboratoryjną strategię wytwarzania tych filmów, a także ich podstawowe zastosowania w tworzeniu interaktywnych, biofunkcjonalizowanych powierzchni dla aplikacji typu lab-on-a-chip.

Łączenie interfejsu bioelektronicznego za pomocą biofabrykacji

Celem tego protokołu jest stworzenie trójwymiarowego odpowiednika skóry o pełnej grubości, który przypomina naturalną skórę. Dzięki specjalnie skonstruowanemu zautomatyzowanemu urządzeniu do nawijania można generować precyzyjne i powtarzalne rany przy zachowaniu bezpłodności.

Generowanie trójwymiarowego ekwiwalentu skóry o pełnej grubości i automatycznego nawijania

Poznaj metodę wytwarzania kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura. Ta technika umożliwia jednoczesne wzmocnienie sygnałów motorycznych i stymulację sensoryczną, poprawiając funkcjonalność protez dla osób po amputacjach.

Wytwarzanie kompozytowego regeneracyjnego interfejsu nerwów obwodowych (C-RPNI) u dorosłego szczura

Przeglądaj więcej filmów