Name: Mysi model niekompletnie wyciętego mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 15 s
Description: Poznaj model mysiego niekompletnego wycięcia mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych. Ta metoda standaryzuje ilość rany i pozostałego guza, umożliwiając badania przedkliniczne nowych strategii leczenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca jest wspierana przez granty z Sock it to Sarcoma! Australijskie i Nowozelandzkie Stowarzyszenie Mięsaków, Fundacja Badań nad Białaczką i Rakiem Dzieci oraz Nieustająca Filantropia. WJ jest wspierany przez stypendium Simona Lee i stypendium badawcze z National Health and Medical Research Council oraz Cancer Council WA.

Zwierzęta użyte w tych eksperymentach zostały pozyskane z Animal Resource Centre (Perth, Australia Zachodnia). Zwierzęta były utrzymywane w standardowych warunkach wolnych od patogenów w Harry Perkins Institute of Medical Research Bioresources North Facility (Perth, Australia Zachodnia). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Badań Medycznych Harry'ego Perkinsa. W eksperymentach tych wykorzystano myszy BALB/c w wieku 8-12 tygodni. Linia komórkowa włókniakomięsaka WEHI 164 została uzyskana z CellBank Australia (Westmead, NSW).
1. Inokulacja komórek
<ol>
	<li>Przygotowanie komórek i zwierząt
	<ol>
		<li>Upewnij się, że linia komórkowa jest utrzymywana w zalecanym pożywce. Na przykład, utrzymuj linię komórkową WEHI 164 w pożywce Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 uzupełnioną 2 mM L-glutaminy, 10% płodowej surowicy bydlęcej, 20 mM HEPES, 0,05 mM 2-merkaptoetanolu, 100 U/ml penicyliny i 100 μg/ml streptomycyny. 
		UWAGA: Komórki pasażowe co najmniej 3 i do 5 razy po wyjęciu z magazynu kriogenicznego. Aby zapewnić optymalną żywotność komórek, komórki powinny być dzielone, gdy zlewają się w 70-80%. Linie komórek nowotworowych powinny być badane na obecność mykoplazmy, ponieważ infekcja może zmienić wzrost komórek i wpływać na odpowiedź immunologiczną in vivo.</li>
		<li>Dzień przed inokulacją należy ogolić myszy na prawym dolnym boku za pomocą maszynki do strzyżenia. 
		UWAGA: W tym eksperymencie wykorzystano samice myszy BALB/c w wieku od 8 do 12 tygodni o normalnej wadze (16 -22 gramów).</li>
		<li>W dniu inokulacji należy pobrać komórki WEHI 164, gdy 70-80% zlewają się przez trypsynizację.
		<ol>
			<li>Odessać pożywkę hodowlaną z kolb do hodowli tkankowych, a następnie dodać sterylny roztwór buforowany fosforanem (1x PBS), aby usunąć pozostałe ślady płodowej surowicy bydlęcej (FBS).</li>
			<li>Odessać PBS z kolb do hodowli tkankowych. Dodać 3 ml 0,05% trypsyny (dla kolby T75), a następnie zamieszać kolbę tak, aby cała powierzchnia kolby z komórkami była pokryta trypsyną.</li>
			<li>Inkubować kolbę w inkubatorze o temperaturze 37 °C, 5% CO2 przez 3 minuty. Okresowo sprawdzać komórki, stukając w boki kolby, aby zobaczyć, czy komórki się przemieściły.</li>
			<li>Wyjąć kolby z inkubatora do hodowli komórkowych i dodać 5 ml pożywki uzupełnionej FBS w celu zneutralizowania trypsyny. 
			UWAGA: Nie pozostawiaj komórek w trypsynie dłużej niż to konieczne, ponieważ może to uszkodzić komórki i prowadzić do niskiej żywotności komórek.</li>
			<li>Odpipetować zawiesinę wiele razy, aby uzyskać zawiesinę jednokomórkową. Przenieść zawiesinę komórek do stożkowej probówki wirówkowej.</li>
			<li>Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Umyj komórki trzy razy w 1x PBS.
		<ol>
			<li>Ponownie zawiesić komórki w 50 ml sterylnego 1x PBS i umyć komórki, pipetując zawiesinę komórek w górę iw dół. Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.</li>
			<li>Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki w 15 ml sterylnego 1x PBS. Umyj komórki, pipetując zawiesinę komory w górę iw dół. Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.</li>
			<li>Odessać supernatant i ponownie zawiesić komórki dokładnie w 10 ml sterylnego 1x PBS. Umyć komórki jak w kroku 1.1.4.2 i przenieść niewielką ilość (około 100 μl) zawiesiny komórek do probówki wirówkowej w celu zliczenia. Granulki wirować z prędkością 350 x g przez 3 min.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Określ liczbę komórek za pomocą metody wykluczenia błękitu Trypana za pomocą hemocytometru lub automatycznego licznika komórek. Zawiesić komórki w sterylnym 1x PBS w stężeniu 5 x 106 komórek/ml. Utrzymuj zawiesinę komórek na lodzie. 
		UWAGA: Żywotność komórek nowotworowych powinna być równa lub wyższa niż 80%, aby zapewnić powtarzalny wzrost guza.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Inokulacja podskórna
	<ol>
		<li>Dokładnie wymieszać zawiesinę komórek i napełnić strzykawkę igłą 26 G 100 μl zawiesiny komórek (5 x 105 komórek) w sterylnym 1x PBS. Powtórzyć mieszanie komórek przed załadowaniem następnej strzykawki. 
		UWAGA: Utrzymuj komórki na lodzie przez cały czas trwania zabiegu, aby zachować żywotność.</li>
		<li>Odpowiednio unieruchom, zapewniając dostęp do prawego dolnego boku. Zaszczepij mysz podskórnie na ogolonym prawym dolnym boku. 
		UWAGA: Upewnij się, że inokulacja nie znajduje się w otrzewnej, lekko unosząc igłę, która powinna być widoczna pod skórą. Po zaszczepieniu pod skórą powinna uformować się grudka przypominająca bąbelki.</li>
		<li>Monitoruj myszy zgodnie z obowiązującymi zatwierdzeniami etycznymi i wykonaj resekcję chirurgiczną, gdy guzy urosną do rozmiaru około 50 mm2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Częściowa chirurgiczna resekcja guza
UWAGA: Ten protokół wymaga DWÓCH badaczy; jednego do zabiegów chirurgicznych (CHIRURG), a drugiego do monitorowania myszy (ASSISTANT).
<ol>
	<li>Przygotowanie do zabiegu
	<ol>
		<li>W 12 dniu po inokulacji, gdy guzy osiągną rozmiar około 50 mm2, podaj myszom 100 μl (0,1 mg / kg) buprenorfiny s.c. w kark szyi, 30 minut przed zabiegiem.</li>
		<li>Ustaw obszar operacyjny za pomocą poduszki rozgrzewającej pokrytej płaszczem stołowym i ustaw stożek nosowy do znieczulenia. Sterylizuj narzędzia chirurgiczne przed użyciem i między każdym zwierzęciem za pomocą sterylizatora kulek termicznych, pozwalając narzędziom ostygnąć przed użyciem. Miej następujący sprzęt chirurgiczny czysty i w zasięgu ręki: chlorheksydyna, wacik, gaza, żel do oczu, dwa zakrzywione kleszcze, nożyczki, aplikator do klipsów, środek do usuwania klipsów, wkłady do klipsów (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A, 2B).</li>
		<li>Ogrzej komorę grzewczą do 37 °C i ustaw kolejną poduszkę grzewczą do odzysku (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C). Umieść wysterylizowane narzędzia na sterylnej powierzchni, takiej jak autoklawowane podkładki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>znieczulenie
	<ol>
		<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej i znieczul mysz 4% izofluranem (4% w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 1 l/min), aż częstość oddechów zwolni do około 60 oddechów na minutę (1 na sekundę) (zwykle trwa to <1 min). 
		UWAGA: Nie zostawiaj myszy w komorze zbyt długo, ponieważ może to doprowadzić do uduszenia i śmierci. Miej tylko jedną mysz pod narkozą na raz.</li>
		<li>Przenieś mysz na poduszkę grzewczą na stole operacyjnym, umieść mysz z nosem w stożku nosowym i utrzymuj stan znieczulenia za pomocą 3-4% izofluranu w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 0,5 l/min. Monitoruj częstość oddechów, aby upewnić się, że głębokość znieczulenia jest utrzymana. 
		UWAGA: ASYSTENT musi monitorować oddech myszy przez cały czas trwania zabiegu, aby zapewnić utrzymanie prawidłowego poziomu znieczulenia. Zmniejsz stężenie środka znieczulającego, jeśli oddech staje się zbyt wolny lub zwiększ stężenie, jeśli głębokość znieczulenia jest zbyt płytka. Jeśli mysz zacznie sapać, wyjmij mysz ze stożka nosowego, zmniejsz stężenie środka znieczulającego i poczekaj, aż oddychanie się unormuje, zanim ponownie umieścisz ją na stożku nosowym.</li>
		<li>Wykonaj "test szczypania" i "test odruchu rogówkowego"14, aby upewnić się, że mysz jest w pełni znieczulona przed rozpoczęciem operacji. 
		UWAGA: Ruch jakiejkolwiek części myszy wskazuje, że mysz nie jest w pełni znieczulona. Zwierzęciu należy natychmiast podać dodatkowe znieczulenie poprzez zwiększenie stężenia środka znieczulającego.</li>
		<li>Zakryj oczy myszy niewielką ilością żelu okulistycznego, aby uniknąć wysuszenia oczu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zabieg chirurgiczny (CHIRURG)
	<ol>
		<li>Przetrzyj obszar chirurgiczny 3 razy alkoholową chlorheksydyną. Za pomocą kleszczy i nożyczek wykonaj proste nacięcie o długości 1 cm wzdłuż grzbietu, w odległości 3 mm od guza (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A, 3B). 
		UWAGA: Standaryzacja nacięcia do 1 cm u każdej myszy (za pomocą linijki) pozwala na równomierną ocenę gojenia się ran między myszami. Umiejscowienie nacięcia w odległości 3 mm od guza pozwala na późniejsze doguzowe leczenie uzupełniające bez wycieku z rany.</li>
		<li>Za pomocą pęsety odciągnij powięź i podskórną tkankę tłuszczową między guzem a otrzewną. Guz podskórny jest zwykle przyczepiony do strony skóry.</li>
		<li>Otwórz ranę, delikatnie przytrzymując skórę po stronie nośnej guza za pomocą pęsety i "odwróć" guz tak, aby był widoczny na zewnątrz (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3C, 3D). 
		UWAGA: Odcinek guza, który ma zostać usunięty, powinien znajdować się najbliżej otworu, aby mieć wystarczającą ilość skóry, aby zamknąć ranę. Uważaj, aby nie przeciąć skóry podczas usuwania guza.</li>
		<li>Za pomocą nożyczek odetnij torebkę guza od połowy, którą chcesz usunąć, zaczynając od podstawy guza znajdującej się najbliżej otworu.</li>
		<li>W przypadku 50% operacji debulk przeciąć w poprzek środka guza. Za pomocą zakrzywionych kleszczy zgarnij część guza, która ma zostać usunięta (50%); Zbierz wszelkie pozostałości z obszaru zdeluzowanego.</li>
		<li>W przypadku 75% debulkacji wykonaj 50% debulkację guza, jak w części 2.3.5 powyżej. Następnie przetnij na pół pozostałe 50% guza i zgarnij 25% guza, używając zakrzywionych kleszczy, jak opisano powyżej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamykanie pola operacyjnego
	<ol>
		<li>Umieść pozostały guz z powrotem pod skórą i za pomocą kleszczy ściągnij płaty skóry do siebie i wyrównaj skórę wzdłuż rany.</li>
		<li>Trzymaj skórę razem w odległości 5 mm od krawędzi rany i użyj klipsów chirurgicznych, aby zamknąć ranę, zaczynając od strony najbliższej kleszczy. Zastosuj tyle klipsów, ile potrzeba, aby upewnić się, że żadna tkanka pod spodem nie jest odsłonięta. Ogólnie rzecz biorąc, stosuje się od trzech do czterech klipsów z odstępami 2 mm między klipsami. 
		UWAGA: Jeśli jakiekolwiek klipsy nie są dobrze nałożone, usuń je za pomocą narzędzia do usuwania klipów i zastąp je nowymi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odzyskiwanie myszy (ASSISTANT)
	<ol>
		<li>Pozwól myszom dojść do siebie, umieszczając je w ciepłej (37 °C) komorze grzewczej.</li>
		<li>Umieść klatkę myszy na poduszce grzewczej. Monitoruj myszy w komorze grzewczej, dopóki nie wyzdrowieją ze znieczulenia (obudzą się i będą chodzić), a następnie umieść myszy z powrotem w klatce. Pozostaw klatkę na poduszce grzewczej na kolejne 10 minut, aż myszy staną się bardziej aktywne.</li>
		<li>Podawaj myszom mokre i miękkie jedzenie. Monitoruj myszy 1 godzinę po operacji pod kątem rekonwalescencji i upewnij się, że klipsy pozostają na swoim miejscu. Upewnij się, że klatka jest w połowie włączona/do połowy odsunięta od poduszki grzewczej, aby umożliwić zwierzętom samoregulację temperatury bez opieki.</li>
		<li>Podaj myszom 0,1 mg/kg buprenorfiny (100 μl podskórnie w kark szyi), 6-8 godzin po zabiegu (pod koniec dnia). Monitoruj myszy wcześnie następnego ranka i ponownie podaj im 0,1 mg/kg buprenorfiny (100 μl podskórnie w kark szyi). W razie potrzeby podawaj więcej mokrej karmy.</li>
		<li>Monitoruj myszy codziennie przez następne siedem dni. Klipsy można usunąć po siedmiu dniach za pomocą narzędzia do usuwania klipsów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Leczenie uzupełniające lub neoadjuwantowe
	<ol>
		<li>Leczenie myszy w okresie okołooperacyjnym terapią (neo)adjuwantową w dowolnym momencie, w zależności od interesującego ich leczenia.</li>
		<li>Na przykład potraktuj myszy jedną dawką 100 μg anty-CTLA-4 dootrzewnowo (i.p.) w 15 dniu po inokulacji lub trzema dawkami 200 μg anty-PD-1 i.p. w 15, 17 i 19 dniu po inokulacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kontrole eksperymentalne
	<ol>
		<li>Korzystając z tego modelu do oceny skutków stanu zapalnego/gojenia się ran, należy rozważyć użycie następujących grup kontrolnych: 1) kontrola bez operacji (leczenie może być nadal podawane donowotworowo); 2) Pozorna kontrola chirurgiczna: Wykonuje się nacięcie chirurgiczne w skórze; Guz jest manipulowany i odsłaniany, ale żadna tkanka nowotworowa nie jest usuwana; Rana jest zamykana klipsami.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Orosco, R. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positive+Surgical+Margins+in+the+10+Most+Common+Solid+Cancers%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Positive Surgical Margins in the 10 Most Common Solid Cancers.</a> Scientific Reports. 8 (1), 5686(2018).</li>
<li>Haas, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perioperative+Management+of+Extremity+Soft+Tissue+Sarcomas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Perioperative Management of Extremity Soft Tissue Sarcomas.</a> Journal of Clinical Oncology. 36 (2), 118-124 (2018).</li>
<li>Brennan, M. F., Antonescu, C. R., Moraco, N., Singer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+learned+from+the+study+of+10%2C000+patients+with+soft+tissue+sarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Lessons learned from the study of 10,000 patients with soft tissue sarcoma.</a> Annals of Surgery. 260 (3), 416-421 (2014).</li>
<li>Smith, H. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+disease+relapse+in+primary+extremity+soft-tissue+sarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Patterns of disease relapse in primary extremity soft-tissue sarcoma.</a> British Journal of Surgery. 103 (11), 1487-1496 (2016).</li>
<li>Uramoto, H., Tanaka, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recurrence+after+surgery+in+patients+with+NSCLC%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Lung+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Recurrence after surgery in patients with NSCLC.</a> Translational Lung Cancer Research. 3 (4), 242-249 (2014).</li>
<li>Stojadinovic, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+prognostic+significance+of+microscopic+margins+in+2%2C084+localized+primary+adult+soft+tissue+sarcomas%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Analysis of the prognostic significance of microscopic margins in 2,084 localized primary adult soft tissue sarcomas.</a> Annals of Surgery. 235 (3), 424-434 (2002).</li>
<li>Krall, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+systemic+response+to+surgery+triggers+the+outgrowth+of+distant+immune-controlled+tumors+in+mouse+models+of+dormancy%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">The systemic response to surgery triggers the outgrowth of distant immune-controlled tumors in mouse models of dormancy.</a> Science Translational Medicine. 10 (436), (2018).</li>
<li>Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+surgery+and+immunotherapy%3A+turning+an+immunosuppressive+effect+into+a+therapeutic+opportunity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+for+ImmunoTherapy+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity.</a> Journal for ImmunoTherapy of Cancer. 6 (1), 86(2018).</li>
<li>Predina, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+surgical+models+of+postoperative+tumor+recurrence+for+preclinical+adjuvant+therapy+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Characterization of surgical models of postoperative tumor recurrence for preclinical adjuvant therapy assessment.</a> American Journal of Translational Research. 4 (2), 206-218 (2012).</li>
<li>Talmadge, J. E., Singh, R. K., Fidler, I. J., Raz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+models+to+evaluate+novel+and+conventional+therapeutic+strategies+for+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Murine models to evaluate novel and conventional therapeutic strategies for cancer.</a> American Journal of Pathology. 170 (3), 793-804 (2007).</li>
<li>Khong, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+efficacy+of+tumor+debulking+surgery+is+improved+by+adjuvant+immunotherapy+using+imiquimod+and+anti-CD40%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">The efficacy of tumor debulking surgery is improved by adjuvant immunotherapy using imiquimod and anti-CD40.</a> BMC Cancer. 14, 969(2014).</li>
<li>Broomfield, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial%2C+but+not+complete%2C+tumor-debulking+surgery+promotes+protective+antitumor+memory+when+combined+with+chemotherapy+and+adjuvant+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Partial, but not complete, tumor-debulking surgery promotes protective antitumor memory when combined with chemotherapy and adjuvant immunotherapy.</a> Cancer Research. 65 (17), 7580-7584 (2005).</li>
<li>Predina, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+positive-margin+resection+model+recreates+the+postsurgical+tumor+microenvironment+and+is+a+reliable+model+for+adjuvant+therapy+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Biology+%26+Therapy%22%5BJournal%5D)">A positive-margin resection model recreates the postsurgical tumor microenvironment and is a reliable model for adjuvant therapy evaluation.</a> Cancer Biology & Therapy. 13 (9), 745-755 (2012).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Overwijk, W. W., Restifo, N. P. B16 as a mouse model for human melanoma. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOverwijk%2C+WW+%22Current+Protocols+in+Immunology%22">Current Protocols in Immunology</a>. , Chapter 20, Unit 20-21 (2001).</li>
<li>Predina, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+the+local+tumor+microenvironment+in+recurrent+cancers+may+explain+the+failure+of+vaccines+after+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Changes in the local tumor microenvironment in recurrent cancers may explain the failure of vaccines after surgery.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (5), E415-E424 (2013).</li>
<li>Endo, M., Lin, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+margins+in+the+management+of+extremity+soft+tissue+sarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Chinese+Clinical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Surgical margins in the management of extremity soft tissue sarcoma.</a> Chinese Clinical Oncology. 7 (4), 37(2018).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Efficacy+of+Neoadjuvant+Compared+to+Adjuvant+Immunotherapy+to+Eradicate+Metastatic+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Discovery%22%5BJournal%5D)">Improved Efficacy of Neoadjuvant Compared to Adjuvant Immunotherapy to Eradicate Metastatic Disease.</a> Cancer Discovery. 6 (12), 1382-1399 (2016).</li>
<li>Park, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+release+of+perioperative+immunotherapy+prevents+tumor+recurrence+and+eliminates+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Extended release of perioperative immunotherapy prevents tumor recurrence and eliminates metastases.</a> Science Translational Medicine. 10 (433), (2018).</li>
<li>Tai, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+tumor+model+of+surgical+stress+to+explore+the+mechanisms+of+postoperative+immunosuppression+and+evaluate+novel+perioperative+immunotherapies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of postoperative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies.</a> Journal of Visualized Experiments. (85), e51253(2014).</li>
<li>Gast, C. E., Shaw, A. K., Wong, M. H., Coussens, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+Procedures+and+Methodology+for+a+Preclinical+Murine+Model+of+De+Novo+Mammary+Cancer+Metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis.</a> Journal of Visualized Experiments. (125), (2017).</li>
<li>Qiu, W., Su, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+orthotopic+pancreatic+tumor+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Development of orthotopic pancreatic tumor mouse models.</a> Methods in Molecular Biology. 980, 215-223 (2013).</li>
<li>Erstad, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+and+heterotopic+murine+models+of+pancreatic+cancer+and+their+different+responses+to+FOLFIRINOX+chemotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Orthotopic and heterotopic murine models of pancreatic cancer and their different responses to FOLFIRINOX chemotherapy.</a> Disease Models & Mechanisms. 11 (7), (2018).</li>
</ol>

Brak ujawniania informacji.

Udostępniamy protokół dla mysiego modelu niepełnej chirurgicznej resekcji mięsaka tkanek miękkich w celu przetestowania terapii okołooperacyjnych. Ustandaryzowaliśmy również nacięcie chirurgiczne, aby umożliwić ocenę gojenia się ran między myszami po leczeniu.
Umieszczenie guza jest ważną częścią tego protokołu. Zdecydowaliśmy się na podskórny model guza, aby umożliwić łatwy chirurgiczny dostęp do miejsca guza i podawanie terapii miejscowych przy minimalnym obciążeniu myszy. Ważne jest również...

Chirurgia pozostaje główną opcją leczenia wielu guzów litych1, w tym mięsaków tkanek miękkich2,3. Pomimo ulepszeń w technikach chirurgii nowotworowej i kombinacji z terapiami (neo)adjuwantowymi, nadal istnieje wysokie ryzyko nawrotu raka i przerzutów po pierwotnej resekcji guza4,5. W mięsakach tkanek miękkich nawroty występują szczególnie lokoregionalnie, w miejscu operacji, co skutkuje zwiększoną zachorowalnością i śmiertelnością. W warunkach klinicznych uzyskanie wystarczająco szerokich marginesów może być trudne (np. ze względu na ograniczenia anatomiczne), co skutkuje niepełną resekcją i późniejszym nawrotem nowotworu6. Wiadomo, że stres chirurgiczny i następujący po nim proces gojenia się ran tworzą immunosupresyjne mikrośrodowisko guza sprzyjające nawrotom nowotworu7,8. Dlatego odkrycie i opracowanie nowych metod leczenia mięsaków tkanek miękkich, w szczególności immunoterapii, powinno w idealnym przypadku uwzględniać reakcję na gojenie się ran chirurgicznych.
Większość badań przedklinicznych dotyczących terapii adjuwantowych jest początkowo przeprowadzana przy użyciu podskórnych modeli myszy syngenicznych lub ksenotransplantacyjnych, bez uwzględniania stresu chirurgicznego i reakcji na gojenie się ran9,10. W związku z tym opracowaliśmy syngeniczny podskórny model mięsaka tkanek miękkich myszy z niekompletną resekcją chirurgiczną. Komórki włókniakomięsaka WEHI 164 są inokulowane podskórnie, a po ustaleniu guzów usuwamy 50-75% masy guza (ryc. 1A-E). Guzy konsekwentnie odrastają z pozostałego guza. Model ten pozwala na testowanie terapii adjuwantowych z uwzględnieniem wpływu stresu chirurgicznego na gojenie się ran. Podobne modele chirurgiczne niepełnej resekcji zostały wykorzystane w wielu badaniach przez kilka grup i okazały się powtarzalne i skuteczne11,12,13. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis tego protokołu.

<table><tbody><tr><td>Strzykawka insulinowa 26 gauge 0,5 ml</td><td>Becton Dickinson, Australia</td><td>326769</td><td>Brak</td></tr><tr><td>2-merkaptoetanol</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>21985023</td><td>Brak Maszyna</td></tr> do <tr><td>gazów anestetycznych</td><td>Darvall Vet, Australia</td><td>SKU: 2848</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Anti-CTLA-4</td><td>BioXcell, Stany Zjednoczone</td><td>BE0164</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Anti-PD-1</td><td>BioXcell, Stany Zjednoczone</td><td>BP0273</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Chlorowodorek buprenorfiny do wstrzykiwań, 0,3 mg/ml</td><td>RB healthcare UK Limited, Wielka Brytania</td><td>55175</td><td>Zamówienie na receptę</td></tr><tr><td>Peeling chirurgiczny z chlorheksydyną 4%</td><td>Perigo Australia, Australia</td><td>CHL01449F(peeling</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Surowica bydlęca</td><td>płodu CellSera, Australia</td><td>AU-FBS-PG</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Kleszcze Fine 10,5 cm</td><td>Dom chirurgiczny, Australia</td> <td>ZachodniaCC74110</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Kleszcze Cienkie 12 cm Ząbkowany</td><td>Dom chirurgiczny, Australia Zachodnia</td><td>CC74212</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Kleszcze Halsted 14 cm</td><td>Dom chirurgiczny, Australia Zachodnia</td><td>CD01114</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Komora grzewcza</td><td>Datesand Ltd, Wielka Brytania</td><td>Mini-Thermacage</td><td>Brak</td></tr><tr><td>HEPES (1M)</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>15630080</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Henry Schein Animal Health, Australia</td><td>SKU: 29405</td><td>Zamówienie na receptę</td></tr><tr><td>Maść nawilżająca do oczu</td><td>Alcon</td><td>n/a</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Penicylina/streptomycyna 1000X</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>15140122</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Roztwór buforowany fosforanem 10x</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>70013-032</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Reflex 7mm Klipsy</td><td>Zdolne naukowy, Australia</td><td>AS59038</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Aplikator do spinek do ran Reflex 7 mm</td><td>Able scientific, Australia</td><td>AS59036</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Odruchowy środek do usuwania klipsów do ran</td><td>Able scientific, Australia</td><td>AS59037</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Obwód oddechowy znieczulenia dla gryzoni Qube</td><td>Darvall Vet, Australia#</td><td>7885</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium + L-glutamina</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>21870092</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Nożyczki Iris STR 11 cm</td><td>Dom chirurgiczny, Australia Zachodnia</td><td>KF3211</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Nożyczki Iris STR 9 cm</td><td>Dom chirurgiczny, Australia Zachodnia</td><td>JH4209</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Mała komora indukcyjna</td><td>Darvall Vet, Australia</td><td>SKU: 9630</td><td>Brak</td></tr><tr><td>TrypLE express 1x</td><td>Life Technologies Australia Pty Ltd</td><td>12604-021</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Germinator 500 Sterylizator z kulkami szklanymi</td><td>Cellpoint Scientific Inc., USA</td><td>5-1460-DK</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model niekompletnie wyciętego mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych

A Mouse Model of Incompletely Resected Soft Tissue Sarcoma for Testing (Neo)adjuvant Therapies

Chirurgia jest często pierwszym sposobem leczenia wielu guzów litych. Jednak często dochodzi do nawrotów miejscowych po pierwotnej resekcji guza, pomimo terapii adjuwantowej lub neoadjuwantowej. Dzieje się tak, gdy marginesy chirurgiczne nie są wystarczająco wolne od guza, co powoduje powstawanie szczątkowych komórek rakowych. Z biologicznego i immunologicznego punktu widzenia operacja nie jest wydarzeniem zerowym; Wiadomo, że środowisko gojenia się ran indukuje zarówno szlaki pro-, jak i przeciwnowotworowe. W związku z tym modele przedkliniczne do opracowywania leków mających na celu zapobieganie nawrotom miejscowym powinny uwzględniać resekcję chirurgiczną podczas testowania nowych terapii (neo)adjuwantowych, aby modelować warunki kliniczne u pacjentów leczonych chirurgicznie.
Tutaj opisujemy mysi model niekompletnej chirurgicznej resekcji mięsaka tkanek miękkich WEHI 164, który umożliwia testowanie terapii (neo)adjuwantowych w warunkach reakcji na gojenie się ran. W tym modelu usuwa się 50% lub 75% guza, pozostawiając część tkanki rakowej in situ w celu modelowania ciężkiej choroby resztkowej po operacji w warunkach klinicznych. Model ten pozwala na testowanie terapii w kontekście zabiegu chirurgicznego, przy jednoczesnym uwzględnieniu reakcji na gojenie się ran, która może wpływać na skuteczność leczenia (neo)adjuwantowego. Niekompletna resekcja chirurgiczna powoduje powtarzalny odrost guza u wszystkich myszy przy braku leczenia uzupełniającego. Leczenie uzupełniające blokadą punktów kontrolnych powoduje zmniejszenie odrastania guza. Model ten jest zatem odpowiedni do testowania terapii w kontekście operacji odciążającej i związanej z nią reakcji na gojenie się ran i może być rozszerzony na inne rodzaje raka litego.

Wzrost guza do rozmiaru 50 mm2 jest idealną wielkością do częściowego debulkingu. Niepełna resekcja chirurgiczna guzów o wielkości 50 mm2 prowadzi do 100% (n=5) powtarzalnego odrostu guzów w przypadku braku adjuwantowej immunoterapii (Rycina 4A). Następnie wykorzystaliśmy ten model do przetestowania adjuwantowych immunoterapii z użyciem przeciwciał przeciwko cząsteczkom punktów kontrolnych: białku 4 związanemu z limfocyt...

W tym protokole opisujemy mysi model niekompletnej chirurgicznej resekcji mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych.

Mysi model niekompletnie wyciętego mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych

Surgery is often the first treatment for many solid tumors. However, local relapses frequently occur following primary tumor resection, despite adjuvant ...

Protokół ten ma na celu naśladowanie klinicznego otoczenia choroby resztkowej po operacji odciążenia guza, a tym samym pozwala nam testować nowe terapie przeciwnowotworowe w kontekście gojenia się ran pooperacyjnych. Zaletą tej techniki jest to, że pozwala na standaryzację ilości zadanej rany i ilości guza, który pozostał. Technika ta jest szczególnie ważna dla badań przedklinicznych, ponieważ identyfikuje nowe metody leczenia nowotworów, że nawroty występują miejscowo, czego przykładem jest mięsak tkanek miękkich.Ta wizualna demonstracja ma kluczowe znaczenie dla zademonstrowania techniki inwersji, która pozwala nam odsłonić guz przyczepiony do strony skóry. Rozpocznij tę procedurę od podskórnej inokulacji przygotowanych komórek rakowych u myszy, zgodnie z opisem w protokole tekstowym. W 12 dniu, po inokulacji, gdy guzy osiągnęły rozmiar około 50 milimetrów kwadratowych, podaj myszom 100 mikrolitrów buprenorfiny podskórnie w kark szyi, 30 minut przed operacją.Ustaw obszar operacyjny z poduszką grzewczą pokrytą płaszczem stołowym i ustaw stożek nosowy do znieczulenia. Ułóż czysty sprzęt chirurgiczny tak, aby był w zasięgu ręki, w tym chlorheksadynę, wacik, gazę, żel do oczu, dwa zakrzywione kleszcze, nożyczki, aplikator do klipsów, narzędzie do usuwania klipsów i wkłady do klipsów. Podgrzej komorę grzewczą do 37 stopni Celsjusza i ustaw kolejną poduszkę grzewczą w celu odzysku.Należy pamiętać, że ta procedura wymaga dwóch osób. Asystent musi uważnie monitorować oddech myszy podczas zabiegu. Po znieczuleniu myszy zgodnie z opisem w protokole tekstowym wykonaj test szczypania i test odruchu rogówkowego, aby upewnić się, że mysz jest w pełni znieczulona przed rozpoczęciem operacji.Zakryj oczy myszy niewielką ilością żelu okulistycznego, aby uniknąć wysuszenia oczu. Rozpocznij tę operację od pobrania wymazu z obszaru operacyjnego chlorheksadyną. Za pomocą kleszczy i nożyczek wykonaj jednocentymetrowe proste nacięcie wzdłuż strony grzbietowej, trzy milimetry od guza.Nie przecinaj skóry bezpośrednio zakrywającej guz, ponieważ nie zagoi się on dobrze. Unikaj używania skalpela do przecinania guza i używaj pęsety do nabierania kawałków. Za pomocą pęsety odciągnij powięź i podskórną tkankę tłuszczową między guzem a otrzewną.Guz podskórny jest zwykle przyczepiony do strony skóry. Otwórz ranę, delikatnie przytrzymując skórę po stronie guza za pomocą pęsety i odwróć guz tak, aby był widoczny na zewnątrz. Za pomocą nożyczek odetnij torebkę guza od połowy, którą chcesz usunąć, zaczynając od podstawy guza znajdującej się najbliżej otworu.W przypadku 50% operacji debulk przeciąć w poprzek środka guza. Za pomocą zakrzywionych kleszczy zgarnij część guza, która ma zostać usunięta. Zbierz wszelkie pozostałości z obszaru debulacji.Aby uzyskać 75% objętości, zacznij od wykonania 50% debulk guza, a następnie odetnij o połowę pozostałe 50% guza. Zgarnij 25% guza za pomocą zakrzywionych kleszczy. Aby zamknąć pole operacyjne, umieść pozostały guz z powrotem pod skórą i za pomocą kleszczy ściągnij płaty skóry do siebie i wyrównaj skórę wzdłuż rany.Przytrzymaj skórę razem pięć milimetrów od krawędzi rany i użyj klipsów chirurgicznych, aby zamknąć ranę, zaczynając od boku, najbliżej kleszczy. Zastosuj tyle klipsów, ile potrzeba, aby upewnić się, że żadna tkanka pod spodem nie jest odsłonięta. Ogólnie rzecz biorąc, stosuje się od trzech do czterech klipów z dwumilimetrowymi odstępami między klipami.Pozwól myszom dojść do siebie, umieszczając je w ciepłej komorze grzewczej. Umieść klatkę myszy na poduszce grzewczej. Monitoruj myszy w komorze grzewczej, dopóki nie wyzdrowieją ze znieczulenia.Następnie włóż myszy z powrotem do klatki, pozostaw klatkę na poduszce grzewczej na kolejne 10 minut, aż myszy staną się bardziej aktywne. Podawaj myszom mokre i miękkie jedzenie. Monitoruj myszy godzinę po zabiegu w celu powrotu do zdrowia.Ponownie monitoruj myszy pod koniec dnia i następnego ranka i upewnij się, że klipsy pozostają na swoim miejscu. Myszy należy leczyć okołooperacyjnie terapią adwentową lub neoadjuwantową w dowolnym momencie, w zależności od interesującego Cię leczenia. Na przykład myszom należy podać jedną dawkę 100 mikrogramów anty-CTLA-4 dootrzewnowo w 15 dniu po inokulacji.Alternatywnie, potraktuj myszy trzema dawkami po 200 mikrogramów anty-PD-1 dootrzewnowo w dniach 15, 17 i 19 po inokulacji. Niepełna resekcja chirurgiczna guzów o powierzchni 50 milimetrów kwadratowych, oznaczona tutaj linią przerywaną, powoduje 100% powtarzalny odrost guzów przy braku immunoterapii uzupełniającej. Dlatego wzrost guza do wielkości 50 milimetrów kwadratowych jest idealnym rozmiarem do częściowego zmniejszenia objętości.Model ten został następnie wykorzystany do przetestowania immunoterapii adjuwantowych z wykorzystaniem przeciwciał przeciwko modułom punktów kontrolnych, cytotoksycznemu białku czterem związanym z limfocytami T i receptorowi programowanej śmierci jeden. Leczenie myszy anty-CTLA-4 spowodowało wyleczenie na poziomie 80%Podczas gdy leczenie myszy anty-PD-1 spowodowało wyleczenie na poziomie 25%Odpowiedź na anty-PD-1 daje możliwość przetestowania go w nowych kombinacjach, aby jeszcze bardziej poprawić wskaźnik odpowiedzi. Ważne jest, aby pozostały guz pozostał przyczepiony do skóry, w przeciwnym razie dopływ krwi zostanie odcięty, a guz stanie się martwiczy.Po tej procedurze guzy można analizować różnymi metodami, takimi jak cytometria przepływowa, w celu oceny, jak operacja wpływa na komórki naciekające nowotwór. Ten mysi model pozwolił nam zbadać, w jaki sposób gojenie się ran wpływa na immunoterapię nowotworów.

a-mouse-model-incompletely-resected-soft-tissue-sarcoma-for-testing

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film opisuje protokół tworzenia mysiego modelu spontanicznych przerzutów ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów z rakiem jelita grubego lub PDX. Te modele ksenoprzeszczepów częściowo naśladują cechy ludzkich nowotworów i rozumieją krytyczne aspekty nowotworów złośliwych u ludzi, w tym inwazję i przerzuty.

Mysie modele spontanicznych przerzutów: platforma do badania potencjału przerzutowego komórek raka jelita grubego wstrzykiwanych ortotopowo

Ten film ilustruje testowanie terapii uzupełniającej lub dodatkowej na modelu mysim z niekompletnie wyciętymi guzami podskórnymi. Mysz z częściowo wyciętym guzem jest leczona przeciwciałem skierowanym przeciwko antycytotoksycznemu białku komórek regulatorowych T, potencjalnie zmniejszając odrost guza i sugerując skuteczną terapię uzupełniającą.

Terapia uzupełniająca w modelu mysim z niecałkowicie wyciętym guzem podskórnym

Źródło: Alomari, S., et al. Wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności. J. Vis. Exp. (2022)Ten film pokazuje zastosowanie minimalnie inwazyjnego systemu resekcji (MIRS) do wycięcia tkanki nowotworowej od znieczulonej myszy, której wszczepiono guz. Procedura polega na przymocowaniu myszy do ramy stereotaktycznej, ponownym otwarciu poprzedniego miejsca operowanego w celu uzyskania dostępu do mózgu i wprowadzeniu specjalistycznej...

Resekcja guza mózgu u myszy przy użyciu minimalnie inwazyjnego systemu resekcji

Model stresu chirurgicznego guza myszy jest używany do zbadania, w jaki sposób pooperacyjne tłumienie odporności sprzyja chorobie przerzutowej i do oceny immunostymulujących terapii okołooperacyjnych.

Mysi model stresu chirurgicznego w celu zbadania mechanizmów pooperacyjnej immunosupresji i oceny nowych immunoterapii okołooperacyjnych

Modele spontanicznej progresji choroby raka nerkowokomórkowego z przerzutami (RCC) mogą być używane do oceny leczenia w klinicznie istotnych warunkach. Protokół ten demonstruje różne procedury ortotopowej implantacji komórek nowotworowych nerki, prawidłowej nefrektomii, a na koniec przedstawia przewodnik po sekcji zwłok do wizualnej i bioluminescencyjnej oceny obciążenia i lokalizacji przerzutów.

Modelowanie spontanicznego przerzutowego raka nerkowokomórkowego (mRCC) u myszy po nefrektomii

Opisany jest ortotopowy model pierwotnego guza raka piersi i chirurgiczne usunięcie pierwotnego guza w celu przedłużenia życia myszy w celu wytworzenia spontanicznych przerzutów. Wzrost i progresja guza są monitorowane i oznaczane ilościowo za pomocą obrazowania fluorescencyjnego lucyferazy.

Ortotopowy mysi model spontanicznych przerzutów raka piersi

Brakuje modeli przedklinicznych oceniających terapię adjuwantową ukierunkowaną na przerzuty raka piersi. Aby temu zaradzić, opracowaliśmy mysi model przerzutów de novo gruczolakoraka sutka do płuc, w którym terapie stosowane w trybie adjuwantowym (pooperacyjna resekcja guzów pierwotnych) mogą być oceniane pod kątem skuteczności w oddziaływaniu na wcześniej zasiane przerzuty do płuc.

Procedury chirurgiczne i metodyka przedklinicznego mysiego modelu przerzutów raka sutka de novo

Implementacja ortotopowego modelu raka nerkowokomórkowego u myszy immunokompetentnych daje badaczowi klinicznie istotny system zdefiniowany przez obecność pierwotnego guza nerki i przerzutów do płuc u tego samego zwierzęcia. System ten może być stosowany do przedklinicznego testowania różnych metod leczenia in vivo.

Syngeniczny mysi model przerzutowego raka nerkowokomórkowego do ilościowej i podłużnej oceny terapii przedklinicznych

Bezpośrednie wstrzykiwanie pęcherzyków zewnątrzkomórkowych pochodzenia rakowego (EV) prowadzi do przeprogramowania szpiku kostnego, co wspomaga postęp nowotworu; jednak nie jest jasne, które komórki pośredniczą w tym efekcie. W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół badania interakcji nowotworowo-mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) za pośrednictwem EV in vivo, ujawniając kluczową rolę MSC edukowanych przez EV w przerzutach.

Przedkliniczny mysi model kostniakomięsaka w celu zdefiniowania komunikacji za pośrednictwem pęcherzyków zewnątrzkomórkowych między guzem a mezenchymalnymi komórkami macierzystymi

W kontekście klinicznym, pacjenci z zlokalizowanym rakiem trzustki zostaną poddani pankreatektomii, a następnie leczeniu uzupełniającemu. Przedstawiony tutaj protokół ma na celu ustanowienie bezpiecznej i skutecznej metody modelowania tego scenariusza klinicznego u nagich myszy, poprzez ortotopową implantację raka trzustki, a następnie dystalną pankreatektomię i splenektomię.

Ortotopowy resekcyjny mysi model raka trzustki

Unikalna metoda chirurgicznej resekcji raka płaskonabłonkowego jamy ustnej powstałych w jamie ustnej została przedstawiona tutaj.

Translacyjnie istotny model resekcji guza dla przedklinicznych modeli myszy raka płaskonabłonkowego jamy ustnej

Poznaj model mysiego niekompletnego wycięcia mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych. Ta metoda standaryzuje ilość rany i pozostałego guza, umożliwiając badania przedkliniczne nowych strategii leczenia.

Mysi model niekompletnie wyciętego mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych

Przeglądaj więcej filmów