ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy za wsparcie Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong and Macau) (81922079), Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 and 17123419) oraz Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) na eksperymenty z obrazowaniem małych zwierząt.

Protokół opisany poniżej jest zgodny z wytycznymi Uniwersytetu w Hongkongu dotyczącymi opieki nad zwierzętami. Zwierzętami wykorzystanymi w badaniu były 8-tygodniowe myszy C57BL/6J.
1. Zabiegi chirurgiczne na zwierzętach i wyzwanie zimnem
<ol>
	<li>Wykonać sekcję międzyłopatkową BAT (iBAT).
	<ol>
		<li>Znieczulenie myszy przez dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy/ksylazyny (100 mg/kg masy ciała ketaminy i 10 mg/kg masy ciała ksylazyny). Po znieczuleniu zgol włosy myszy od szyi do tuż poniżej łopatek.</li>
		<li>Po dezynfekcji umieść myszy na poduszce grzewczej i wykonaj 2 cm nacięcie wzdłuż grzbietowej linii środkowej myszy.</li>
		<li>Zdemontować podkładki iBAT (obustronne). W grupie pozorowanej należy wykonać to samo nacięcie, ale pozostawić podkładki iBAT w stanie nienaruszonym.</li>
		<li>Zamknij nacięcie za pomocą klipsów ze stali nierdzewnej o średnicy 7 mm po ustaniu krwawienia.</li>
		<li>Po zabiegu chirurgicznym podawaj myszom meloksykam (5 mg/kg w wodzie do picia) przez 6 dni i umieść je na oddziale intensywnej terapii (OIOM) przez 14 dni. Usuń klipsy, gdy tylko rana się zagoi (7-10 dni).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zimne wyzwanie myszy: Trzymaj myszy w temperaturze termoneutralnej (30 °C) przez 14 dni. W dniu 13 należy wstępnie schłodzić klatki dla zwierząt w niskiej temperaturze (6 °C) przez noc. W dniu 14 umieść myszy w temperaturze 6 °C w komorze środowiskowej na 7 dni. Umieść dwie myszy w każdej klatce.</li>
</ol>
2. Kalibracje Micro-PET/MR i konfiguracja przepływu pracy
UWAGA: Obrazowanie Micro-PET/MR jest wykonywane przy użyciu sekwencyjnego systemu PET/MR (patrz Tabela Materiałów). Każda mysz jest umieszczana na stole do obrazowania; najpierw skanuj za pomocą MR w poszukiwaniu anatomicznego odniesienia (widok zwiadowczy) przed przejściem do środka pola widzenia PET (FOV) w celu statycznego [18F]FDG PET, a następnie obrazowania MR w celu odniesienia anatomicznego. W oprogramowaniu obsługującym skaner tworzony jest proces obrazowania (patrz tabela materiałów), aby umożliwić zautomatyzowane, sekwencyjne skanowanie PET/MR przed sesją obrazowania.
<ol>
	<li>Utwórz przepływ pracy obrazowania w oprogramowaniu operacyjnym, który obejmuje statyczną akwizycję PET, akwizycję MRI w celu korekcji tłumienia oraz odniesienie anatomiczne przy użyciu odpowiednio obrazowania 3D z wagą T1 i obrazowania 2D ważonego metodą T2.</li>
	<li>Aby uzyskać PET, ustaw dyskryminację na poziomie 400-600 keV, izotop badania F-18, tryb koincydencji 1-5 i 20 minut skanowania.</li>
	<li>Aby uzyskać MR ważony T1 (dla korekcji tłumienia), ustaw Gradient Echo-3D (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, liczba wzbudzeń (NEX) = 3, 28 warstw o grubości 0,9 mm, rozmiar woksela = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).</li>
	<li>Aby uzyskać T2-ważony MR (anatomiczne odniesienie), ustaw Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 plastry o grubości 0,9 mm, rozmiar woksela = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3).</li>
	<li>Aby zrekonstruować PET, użyj algorytmu Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 iteracji, 6 podzbiorów) z trybem 1-3 koincydencji oraz z poprawkami zaniku, czasu martwego, losowego, tłumienia i rozproszenia, aby stworzyć obrazy o ogólnym rozmiarze woksela 0,3 mm3</li>.
	<li>Wykonaj test aktywności PET skanera micro-PET/MR na dzień przed rozpoczęciem badania obrazowego, aby sprawdzić dokładność oznaczania ilościowego PET.
	<ol>
		<li>Przygotować strzykawkę o pojemności 5 ml wypełnioną [18F]FDG zgodnie z zaleceniami producenta (140-220 μCi/5-8 MBq w wodzie lub soli fizjologicznej).</li>
		<li>Zapisać aktywność strzykawki za pomocą kalibratora dawki (patrz Tabela materiałów) i zanotować czas pomiaru.</li>
		<li>Wybierz opcję Interpolowana elipsa ROI, aby narysować wolumen zainteresowania (VOI) na zrekonstruowanym obrazie w celu porównania odzyskanej aktywności z wartością zmierzoną zgodnie z powyższym opisem. Odzyskana aktywność dla dobrze skalibrowanego skanera jest dokładna z dokładnością do ±5%.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Wstrzyknięcie [18F]FDG
<ol>
	<li>Zamów u dostawcy dawkę kliniczną [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) w celu jej dostarczenia do laboratorium obrazowania około 30 minut przed pierwszym planowanym wstrzyknięciem. Upewnij się, że nosisz odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE), takie jak fartuch laboratoryjny, rękawice, osobisty dozymetr promieniowania, np. Palce, całe ciało podczas odbierania paczki zawierającej materiały radioaktywne. Regularnie zmieniaj rękawice, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu radioaktywności i maksymalnie zwiększyć odległość od źródła promieniowania.</li>
	<li>Użyj kleszczyków, aby ostrożnie przenieść fiolkę z zapasem [18F]FDG za osłonę stołu z blokiem L.</li>
	<li>Dozować podwielokrotność [18F]FDG i rozcieńczyć wysterylizowanym roztworem soli fizjologicznej, aby uzyskać całkowite stężenie aktywności na poziomie 200-250 μCi/7-9 MBq) w 100-150 μL.</li>
	<li>Narysować roztwór [18F]FDG do strzykawki z igłą o pojemności 1 ml (patrz Tabela materiałów), zmierzyć radioaktywność za pomocą kalibratora dawki ustawionego na F-18 i zapisać czas pomiaru.</li>
	<li>Należy zanotować masę ciała myszy przed wstrzyknięciem. Przygotowany roztwór [18F]FDG wstrzyknąć przez żyłę ogonową. Należy zwrócić uwagę na czas wstrzykiwania i pozostałość radioaktywności strzykawki, aby umożliwić korekcję próchnicy.</li>
	<li>Umieść mysz z powrotem w klatce i pozwól [18F]FDG wchłonąć przez 60 minut przed skanowaniem PET.</li>
	<li>Oblicz wstrzykniętą aktywność [18F]FDG, korzystając z następującego wzoru11: 
	Aktywność iniekcyjna (μCi/MBq) 
	= Aktywność w strzykawce przed wstrzyknięciem 
	- aktywność w strzykawce po wstrzyknięciu</li>
</ol>
4. Akwizycja Micro-PET/MR
<ol>
	<li>Włącz nagrzewnicę powietrza do łóżka myszy, aby umożliwić przepływ ciepłego powietrza.</li>
	<li>Znieczulić mysz za pomocą 5% izofluranu (1 l/min medyczny O2). Po wywołaniu przenieś mysz do ciepłego łóżka myszy i utrzymuj znieczulenie na poziomie 2%-3% izofluranu przez stożek maski na nos. Umieść głowę myszy leżącą na drążku gryzowym i upewnij się, że mysz nie wystaje poza średnicę łóżka. Zastosuj lubrykant do oczu, aby uniknąć wysuszenia i powstawania owrzodzeń rogówki.</li>
	<li>Monitoruj temperaturę ciała i częstość oddechów odpowiednio za pomocą sondy termicznej i podkładki oddechowej. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 36-37 °C, a częstość oddechów na poziomie 70-80 oddechów na minutę (bpm), dostosowując poziom izofluranu.</li>
	<li>Wykonaj widok zwiadowczy, aby określić pozycję myszy. Dostosuj pozycję łoża myszy tak, aby obejmowała cały korpus myszy i upewniła się, że środkowe pole widzenia MR znajduje się na środku korpusu myszy.</li>
	<li>W oknie Pozyskiwanie PET w oknie listy badań wybierz opcję Scan Range on Previous Acquisition (Zakres skanowania przy poprzedniej akwizycji), aby użyć pozycji widoku zwiadowcy, jak opisano powyżej. Kliknij Przygotuj, aby przesunąć legowisko dla zwierząt z MR do PET. Wybierz przycisk OK, aby rozpocząć skanowanie PET. Zapisać dawkę iniekcji i czas pomiaru przed i po podaniu [18F]FDG w Radiopharmaceutical Editor. Wprowadź wagę myszy w menu Informacje o temacie.</li>
	<li>Po zakończeniu skanowania PET wybierz opcję Przygotuj się do przejścia do MR i zakończ wszystkie akwizycje MR w oknie listy badań. Wybierz przycisk OK, aby rozpocząć skanowanie MR.</li>
	<li>Po zakończeniu całego procesu pracy krótko oceń jakość uzyskanych obrazów MR za pomocą oprogramowania do post-processingu (patrz Tabela materiałów). Kliknij przycisk Home, aby przesunąć łóżko myszy z MR do pierwotnej pozycji.</li>
	<li>Ostrożnie wyjmij mysz ze skanera i umieść ją z powrotem w czystej klatce z podgrzewaną podkładką pod spodem, aby umożliwić odzyskanie w ciepłym otoczeniu. Zaopatrz mysz w jedzenie i wodę. System jest teraz gotowy na następną mysz w kolejce.</li>
	<li>Aby zrekonstruować dane, wybierz opcję PET Acquisition (Akwizycja PET) w menu Raw Scan (Skanowanie RAW), aby załadować zakończone skanowanie PET. Wybierz opcję T1-weighted MR Acquisition (Akwizycja MR metodą T1) w celu utworzenia mapy materiałów. Zrekonstruuj dane zgodnie z powyższym opisem (patrz krok 2.5).</li>
	<li>Postępuj zgodnie z lokalnymi i instytutowymi przepisami dotyczącymi pielęgnacji i obsługi myszy po obrazowaniu PET. Wszystkie zużyte strzykawki/igły, rękawiczki, pościel i kał należy traktować jako odpady radioaktywne, które wymagają specjalnego obchodzenia się/utylizacji zgodnie z lokalnymi przepisami.</li>
</ol>
5. Analiza po obrazowaniu
<ol>
	<li>Otwórz oprogramowanie do analizy obrazu (patrz tabela materiałów) i kliknij Załaduj dane DICOM, aby pobrać odpowiednie obrazy MR i PET.</li>
	<li>Wykonaj jednoczesną rejestrację obrazów MR i PET, przeciągając te obrazy do okna wyświetlacza. Kliknij funkcję automatycznej rejestracji.
	<ol>
		<li>Wybierz opcję Transformacja sztywna w menu rozwijanym Registration Setup (Ustawienia rejestracji). Zaznacz opcje Shift i Rotation (Przesuń) w menu Rigid/Affine.</li>
		<li>Wybierz Akwizycję MR ważoną T1 jako odniesienie i akwizycję PET jako Reslice w menu Global Role Selection (Globalny wybór roli).</li>
		<li>Sprawdź rejestrację we wszystkich trzech wymiarach, aby upewnić się, że obrazy MR i PET są idealnie wyrównane. Aby dostosować go ręcznie, kliknij Rejestracja ręczna.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj interpolowanego zwrotu z inwestycji w elipsę, aby narysować VOI na interesującej tkance, tj. iBAT i pachwinowej białej tkance tłuszczowej (iWAT) za pomocą obrazu MR w celach informacyjnych. Użyj narzędzi Pędzel i Gumka, aby zdefiniować obramowanie VOI; stąd anatomia tkanek. Upewnij się, że nie ma nakładającego się wychwytu, używając obrazu PET, aby uniknąć rozlania się z sąsiednich narządów. Powtarzaj proces slajd po slajdzie, aż zostanie nakreślony cały VOI. W razie potrzeby edytuj VOI, aby zachować spójne woluminy VOI między każdą myszą.</li>
	<li>Użyj Ellipsoid VOI, aby narysować 3 mm3 VOI na płucu jako narząd odniesienia. Unikaj rozlania się z sąsiedniego serca i mięśni.</li>
	<li>Po zakończeniu kliknij Pokaż tabelę ROI, aby zmienić nazwę każdego VOI. Zapisz średnią radioaktywność za pomocą VOI i objętość tkanki w arkuszu kalkulacyjnym. Zarchiwizuj rysunki VOI i dane obrazowania na urządzeniu do przechowywania danych.</li>
	<li>Oblicz znormalizowaną wartość absorpcji (SUV) dla wszystkich VOI, korzystając z następującego równania11: 
	Średnia SUV = radioaktywność VOI w kBq / (Rozpad - skorygowana dawka wstrzyknięta w kBq / masa ciała myszy w kg), przy założeniu gęstości tkanki 1 g/ml. </li>
</ol>

<ol><li>Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+we+talk+about+when+we+talk+about+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">What we talk about when we talk about fat.</a> Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).</li>
<li>Cannon, B., Brown Nedergaard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((adipose+tissue%3A+function+and+physiological+significance%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Review%22%5BJournal%5D)">adipose tissue: function and physiological significance.</a> Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).</li>
<li>Jal Wu,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beige+adipocytes+are+a+distinct+type+of+thermogenic+fat+cell+in+mouse+and%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and.</a> 150 (2), 366-376 (2012).</li>
<li>Cypess, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+human+brown+adipose+tissue+by+a+beta3-adrenergic+receptor+agonist%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist.</a> Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).</li>
<li>Ishibashi, J., Seale, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beige+can+be+slimming%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Beige can be slimming.</a> Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).</li>
<li>Jal Schulz, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brown-fat+paucity+due+to+impaired+BMP+signalling+induces+compensatory+browning+of+white+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat.</a> Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).</li>
<li>Pal Cohen,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ablation+of+PRDM16+and+beige+adipose+causes+metabolic+dysfunction+and+a+subcutaneous+to+visceral+fat+switch%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch.</a> Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).</li>
<li>Mal Cypess, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+importance+of+brown+adipose+tissue+in+adult+humans%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans.</a> New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).</li>
<li>Aal vander Lans, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cold+acclimation+recruits+human+brown+fat+and+increases+nonshivering+thermogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis.</a> Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).</li>
<li>Jal Hanssen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-term+cold+acclimation+improves+insulin+sensitivity+in+patients+with+type+2+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus.</a> Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).</li>
<li>Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+imaging+of+brown+fat+in+mice+with+18F-FDG+micro-PET%2FCT%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).</li>
<li>Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+PET%2FCT+imaging+using+a+multiple-mouse+imaging+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).</li>
<li>Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D-printable+platform+for+high-throughput+small-animal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).</li>
<li>Jal Andersson,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+cold-induced+brown+adipose+tissue+glucose+uptake+rate+measured+by+%2818%29F-FDG+PET+using+infrared+thermography+and+water-fat+separated+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI.</a> Scientific Reports. 9 (18), 12358(2019).</li>
<li>Eal Lundstrom,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brown+adipose+tissue+estimated+with+the+magnetic+resonance+imaging+fat+fraction+is+associated+with+glucose+metabolism+in+adolescents%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Obesity%22%5BJournal%5D)">Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents.</a> Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).</li>
<li>Eal Lundstrom,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+cooling-reheating+protocol+indicates+decreased+fat+fraction+via+lipid+consumption+in+suspected+brown+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue.</a> PLoS One. 10 (4), 0126705(2015).</li>
<li>Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medullary+reticular+neurons+mediate+neuropeptide+Y-induced+metabolic+inhibition+and+mastication%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication.</a> Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).</li>
<li>Jal Fueger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+animal+handling+on+the+results+of+18F-FDG+PET+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).</li>
<li>Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+mouse+tail-vein+injections+both+qualitatively+and+quantitatively+on+small-animal+PET+tail+scans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine+Technology%22%5BJournal%5D)">Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans.</a> Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

W pracy opisano obrazowanie i kwantyfikację funkcjonalnej brązowej i beżowej tkanki tłuszczowej u małych zwierząt za pomocą PET/MR. Metoda ta wykorzystuje niemetabolizowalny analog glukozy [18F]FDG jako biomarker obrazowy, aby w sposób nieinwazyjny zidentyfikować tkanki tłuszczowe o wysokim zapotrzebowaniu na glukozę. MR zapewnia dobry kontrast tkanek miękkich i może lepiej odróżnić tkankę tłuszczową tłuszczu od sąsiednich tkanek miękkich i mięśni. W połączeniu z PET umożliwia to obrazowanie i ilościowe określ...

W odpowiedzi na zmieniające się potrzeby żywieniowe, tkanka tłuszczowa służy jako magazyn energii do przyjęcia trybu magazynowania lub mobilizacji lipidów w celu zaspokojenia potrzeb organizmu1. Co więcej, tkanka tłuszczowa pełni również kluczową funkcję w termoregulacji, poprzez proces zwany termogenezą bez dreszczy, zwany również termogenezą fakultatywną. Zazwyczaj osiąga się to za pomocą brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT), która wyraża obfity poziom białka rozprzęgającego błonę mitochondriów 1 (UCP1). Jako nośnik protonów, UCP1 wytwarza ciepło poprzez rozprzęganie transportu protonów i produkcji ATP2. Po stymulacji zimnem termogeneza w BAT jest uruchamiana przez aktywację współczulnego układu nerwowego (SNS), a następnie uwalnianie noradrenaliny (NE). NE wiąże się z receptorami adrenergicznymi β3 i prowadzi do podwyższenia wewnątrzkomórkowego cyklicznego AMP (cAMP). W konsekwencji, zależne od cAMP/PKA zaangażowanie CREB (cAMP response element-binding protein) stymuluje transkrypcję Ucp1 poprzez bezpośrednie wiązanie z elementami odpowiedzi CREB (CRE)2. Oprócz BAT, brązowe adipocyty znajdują się również w białej tkance tłuszczowej i dlatego nazywane są komórkami beżowymi lub brite (brązowymi w białym)1,3. W odpowiedzi na określone bodźce (takie jak zimno), te skądinąd spokojne beżowe komórki są przebudowywane, aby wykazywać wiele brązowych cech, w tym wielopunktowe kropelki lipidów, gęsto upakowane mitochondria i zwiększoną ekspresję UCP13,4,5.
Badania na zwierzętach wykazały, że brązowe i beżowe adipocyty mają wiele korzyści metabolicznych poza działaniem redukującym tkankę tłuszczową, w tym uwrażliwianie na insulinę, obniżanie poziomu lipidów, przeciwzapalne i przeciwmiażdżycowe6,7. U ludzi ilość beżowej/brązowej tkanki tłuszczowej jest odwrotnie skorelowana z wiekiem, wskaźnikiem insulinooporności i zaburzeniami kardiometabolicznymi8. Co więcej, aktywacja beżowo-brązowych adipocytów u ludzi przez aklimatyzację do zimna lub agonistę receptora adrenergicznego β3 zapewnia ochronę przed szeregiem zaburzeń metabolicznych4,9,10. Te dowody łącznie wskazują, że indukcja brązowej i beżowej tkanki tłuszczowej jest potencjalną strategią terapeutyczną w leczeniu otyłości i związanych z nią powikłań medycznych8.
Ciekawe, chociaż mają podobną funkcję, beżowe i klasyczne brązowe adipocyty pochodzą z różnych prekursorów i są aktywowane przez nakładające się na siebie, ale odrębne mechanizmy1. Dlatego obrazowanie in vivo i kwantyfikacja brązowych i beżowych adipocytów są niezbędne do lepszego zrozumienia kontroli molekularnej tych tkanek tłuszczowych. Obecnie 18pozytonowych badań emisyjnych (PET) F-fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG) w połączeniu z tomografią komputerową (CT) pozostaje złotym standardem w charakterystyce termogenicznych komórek brązowych i beżowych w badaniach klinicznych<klasa sup = "xref">8. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) wykorzystuje silne pola magnetyczne i impulsy o częstotliwości radiowej do tworzenia szczegółowych struktur anatomicznych. W porównaniu z tomografią komputerową, rezonans magnetyczny generuje obrazy narządów i tkanek miękkich o wyższej rozdzielczości. Poniżej przedstawiono protokół wizualizacji i kwantyfikacji funkcjonalnych brązowych i beżowych tłuszczów w modelach mysich po aklimatyzacji do ekspozycji na zimno, co jest powszechnym i najbardziej niezawodnym sposobem wywoływania brązowienia tkanki tłuszczowej. Metoda ta może być zastosowana do charakterystyki termogenicznych magazynów tłuszczowych w małych modelach zwierzęcych z dużą precyzją.

<table><tbody><tr><td>0,9% sterylna sól fizjologiczna</td><td>BBraun</td><td></td><td>0,9% chlorek sodu do infuzji dożylnej, 500 ml</td></tr><tr><td>strzykawka 5 ml</td><td>Terumo</td><td>SS05L</td><td>5 ml strzykawka Luer Lock</td></tr><tr><td>Kalibrator dawki</td><td>Biodex</td><td></td><td>Atomlab 500</td></tr><tr><td>Smar do oczu</td><td>Alcon Duratears</td><td></td><td>Sterylna maść nawilżająca do oczu, 3,5 g</td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa</td><td>Terumo</td><td>10ME2913</td><td>Strzykawka insulinowa 1 ml z igłą</td></tr><tr><td>Oprogramowanie InterView Fusion</td><td>Mediso</td><td>Wersja 3.03</td><td>Oprogramowanie do przetwarzania końcowego i analizy obrazu</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Chanelle Pharma</td><td></td><td>Iso-Vet, znieczulenie wziewne, 250 ml</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>HK-37715</td><td>Ketamina 10% roztwór do wstrzykiwań, 10 ml</td></tr><tr><td>tlenu medycznego</td> Sprężony gaz <td>Linde HKO</td><td>101-HR</td><td>, czystość 99,5%</td></tr><tr><td>Metacam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td></td><td>5 mg/ml Meloksykam roztwór do wstrzykiwań dla psów i kotów, 10 ml</td></tr><tr><td>skaner nanoScan PET/MR</td><td>Oprogramowanie Mediso</td><td></td><td>3 Tesla MR</td></tr><tr><td>Nucline nanoScan</td><td>Skaner Mediso</td><td>w wersji 3.0</td><td> oprogramowanie operacyjne</td></tr><tr><td>Klipsy do ran</td><td>Reflex 7</td><td>203-100</td><td>7mm Klipsy do nawijania ze stali nierdzewnej, 20 klipsów</td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Alfasan International BV</td><td>HK-56179</td><td>Ksylazyna 2% roztwór do wstrzykiwań, 30 ml</td></tr></tbody></table>

wizualizacja i kwantyfikacja brązowych i beżowych tkanek tłuszczowych u myszy za pomocą obrazowania [18f]fdg micro-pet/mr

Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Brązowe i beżowe adipocyty są teraz uznawane za potencjalne cele terapeutyczne dla otyłości i zespołów metabolicznych. Nieinwazyjne metody obrazowania molekularnego są niezbędne, aby zapewnić krytyczny wgląd w te termogeniczne magazyny tłuszczu. W tym miejscu w protokole przedstawiono metodę obrazowania opartą na PET/MR do oceny aktywności brązowych i beżowych adipocytów w mysiej międzyłopatkowej brunatnej tkance tłuszczowej (iBAT) i pachwinowej podskórnej białej tkance tłuszczowej (iWAT). Wizualizację i kwantyfikację termogenicznych magazynów tkanki tłuszczowej uzyskano przy użyciu [18F]FDG, niemetabolizowanego analogu glukozy, jako radioznacznika, w połączeniu z precyzyjnymi informacjami anatomicznymi dostarczonymi przez obrazowanie MR. Obrazowanie PET/MR przeprowadzono 7 dni po aklimatyzacji do zimna i przeprowadzono ilościowe oznaczanie sygnału [18F] FDG w różnych magazynach tłuszczu w celu oceny względnej mobilizacji termogenicznych tkanek tłuszczowych. Usunięcie iBAT znacznie zwiększyło wychwyt wywołany zimnem [18F] FDG w iWAT u myszy.

W badaniu tym trzy grupy myszy (n = 3 na grupę) poddano obrazowaniu micro-PET/MR, przy czym były one utrzymywane w warunkach termoneutralności (30 °C) lub zimna (6 °C) przez 7 dni. Jednej grupie myszy (n = 3) usunięto iBAT (iBATx) przed ekspozycją na zimno (Rysunek 1A). Metoda ta doprowadziła do zmiany aktywności białej tkanki tłuszczowej u wszystkich trzech myszy. W szczególności, przy użyciu obrazowania micro-PET/MR zaobserwowano znaczny wzrost wychwytu [18F]FDG w iWAT (<strong ...

Funkcjonalne obrazowanie i ilościowe określanie termogenicznych magazynów tłuszczu u myszy przy użyciu podejścia opartego na obrazowaniu mikro-PET/MR.

Wizualizacja i kwantyfikacja brązowych i beżowych tkanek tłuszczowych u myszy za pomocą obrazowania [18F]FDG Micro-PET/MR

Brown and beige adipocytes are now recognized as potential therapeutic targets for obesity and metabolic syndromes. Non-invasive molecular imaging methods ...

Obrazowanie PET/MR pozwala na pomiary zarówno jakościowe, jak i ilościowe tych metabolicznie aktywnych brązowych i beżowych adipocytów u żywych zwierząt, dzięki czemu aktywność tych tak zwanych adipocytów termogenicznych może być mierzona na podstawie funkcjonalnej. Główną zaletą tej techniki jest to, że umożliwia ona pozyskiwanie i łączenie skanów PET i MRI na tym samym obiekcie, umożliwiając w ten sposób precyzyjne i jednoczesne pozyskiwanie termogenicznych adipocytów w różnych magazynach małego zwierzęcia. Metodę tę można łatwo przenieść do dowolnego systemu przedklinicznego lub zmodyfikować do formatu o wysokiej przepustowości poprzez jednoczesne obrazowanie wielu myszy, zwiększając w ten sposób moc statystyczną danych obrazowania przy zmniejszonych kosztach i czasie.Aby pobrać brązową tkankę tłuszczową między łopatkami, umieść znieczuloną 8-tygodniową mysz C57 Black 6 na poduszce grzewczej i wykonaj 2-centymetrowe nacięcie wzdłuż grzbietowej linii środkowej. Usuń podkładki iBAT z obszaru międzyłopatkowego. Po ustaniu krwawienia użyj 7-milimetrowych klipsów ze stali nierdzewnej, aby zamknąć nacięcie.Po zebraniu wszystkich iBAT myszy należy umieścić na oddziale intensywnej terapii przez 14 dni. Podawaj myszom 5 miligramów na kilogram meloksykamu przez sześć dni i usuń klipsy, gdy tylko rana się zagoi. Aby umożliwić automatyczne sekwencyjne skanowanie PET/MR przed sesją obrazowania, ustaw poziom dyskryminacji na 400 do 600 kiloelektronowoltów, tryb ufności na 1-3, czas skanowania na 20 minut, a izotop badania na F-18, aby ustawić przepływ pracy dla akwizycji PET.Aby uzyskać rezonans magnetyczny zależny od T1 w celu korekcji tłumienia, ustaw parametry Gradient Echo-3D. Aby uzyskać rezonans magnetyczny zależny od T2 jako odniesienie anatomiczne, ustaw parametry Fast-spin Echo 2D. Aby umożliwić rekonstrukcję obrazów PET, należy użyć algorytmu Tera-Tomo 3D z trybem koincydencji ustawionym na 1-3 oraz z ustawionymi poprawkami zaniku, czasu martwego, losowego, tłumienia i rozproszenia, aby utworzyć obrazy o całkowitym rozmiarze woksela wynoszącym 0,3 milimetra sześciennego.Na dzień przed rozpoczęciem badania obrazowego w celu sprawdzenia dokładności ilościowego oznaczania PET należy założyć odpowiednie środki ochrony osobistej i napełnić 5-mililitrową strzykawkę F18-FDG zgodnie z zaleceniami producenta. Użyć kalibratora dawki, aby zarejestrować aktywność strzykawki i zanotować czas pomiaru. W oprogramowaniu użyj interpolowanego zwrotu z inwestycji elipsy, aby narysować interesującą objętość na zrekonstruowanym obrazie strzykawki i porównać odzyskaną aktywność z wartością zmierzoną za pomocą kalibratora dawki.W dniu eksperymentu obrazowego za pomocą kleszczy ostrożnie umieść fiolkę podstawową 18F-FDG za osłoną stołową z blokiem L i rozcieńcz podwielokrotność radioizotopu w 100 do 150 mikrolitrach sterylnego roztworu soli fizjologicznej do całkowitego stężenia aktywności od 200 do 250 mikrokiurów. Pobrać roztwór 18F-FDG do 1-mililitrowej strzykawki wyposażonej w igłę i zmierzyć radioaktywność za pomocą kalibratora dawki, jak pokazano. Zapisz masę myszy, która ma być zobrazowana przed wstrzyknięciem roztworu 18F-FDG do żyły ogonowej.Należy zwrócić uwagę na czas wstrzykiwania i resztkową radioaktywność strzykawki, aby umożliwić korekcję zaniku. Następnie umieść mysz z powrotem w klatce na 60 minut. Aby obliczyć aktywność wstrzykniętego 18F-FDG, należy odjąć aktywność w strzykawce przed wstrzyknięciem od aktywności zmierzonej po wstrzyknięciu.Pod koniec okresu absorpcji izotopów promieniotwórczych włączyć nagrzewnicę powietrza łoża myszy skanera micro-PET/MR. Umieść znieczuloną mysz z wstrzykniętą FDG na podkładce oddechowej w łóżku skanera i wykonaj widok zwiadowczy, aby określić pozycję myszy. Dostosuj położenie łóżka myszy tak, aby można było obserwować całe ciało, upewniając się, że środek pola widzenia MRI pokrywa się ze środkiem ciała.W obszarze PET Acquisition (Akwizycja PET) wybierz opcję Scan Range on Previous Acquisition (Zakres skanowania przy poprzedniej akwizycji), aby użyć pozycji widoku zwiadowcy, a następnie kliknij przycisk Prepare (Przygotuj), aby przenieść legowisko zwierząt z MR do PET. Wybierz przycisk OK, aby rozpocząć skanowanie PET. Zapisać dawkę i czas wstrzyknięcia mierzone przed i po podaniu 18F-FDG w Radiofarmaceutyk Editorze i wprowadzić masę ciała myszy w menu Subject Information (Informacje o temacie).Po zakończeniu skanowania PET wybierz opcję Przygotuj do przejścia do obrazowania MR i zakończ wszystkie akwizycje MR w oknie listy badań. Wybierz przycisk OK, aby rozpocząć skanowanie MR. Po zakończeniu całego przepływu pracy krótko oceń jakość uzyskanych obrazów MR w oprogramowaniu do przetwarzania końcowego i kliknij przycisk Home, aby przesunąć łóżko myszy z MR do pierwotnej pozycji.Po zobrazowaniu wszystkich myszy, aby zrekonstruować dane w menu Raw Scan, wybierz opcję PET Acquisition, aby załadować ukończone skanowanie PET i wybierz T1-weighted MR Acquisition, aby umożliwić utworzenie mapy materiałów. Następnie użyj algorytmu Tera-Tomo 3D, aby zrekonstruować dane, jak pokazano. Usunięcie iBAT przed leczeniem zimnem zmienia aktywność iWAT, na co wskazuje niezwykły wzrost wychwytu 18F-FDG obserwowany w iWAT za pomocą obrazowania mikro-PET/MR.Ponadto adipocyty wieloplamkowe, które są charakterystycznie obserwowane w beżowej tkance tłuszczowej, są bardziej wyraźne w iWAT od myszy po usunięciu iBAT w porównaniu z morfologią adipocytów obserwowaną w iWAT od zwierząt pozorowanych. Myszy leczone zimnem, pozorowane wykazują znacznie podwyższony wychwyt 18F-FDG w iBAT. Myszy, u których usunięto iBAT przed leczeniem zimnem, wykazują najwyższy wychwyt 18F-FDG w iWAT.Rzeczywiście, ekspozycja na zimno powoduje siedmiokrotny wzrost wychwytu 18F-FDG w iBAT myszy operowanych pozorowo, podczas gdy usunięcie iBAT u myszy wywołanych zimnem powoduje ośmiokrotny wzrost wychwytu 18F-FDG w porównaniu z myszami neutralnymi termicznie, u których obserwuje się tylko skromny dwukrotny wzrost. Podczas próby tej procedury umieszczenie każdej myszy w tej samej pozycji przy każdym akwizycji PET/MRI jest ważne, aby poprawić wizualizację i kwantyfikację brązowych i beżowych adipocytów w różnych regionach. Stosując tę metodę i wraz z innymi metodami MRI, takimi jak dyfuzja za pomocą obrazowania lub termometria, można uzyskać więcej informacji na temat rozmieszczenia przestrzennego i częstości występowania brązowych i beżowych adipocytów u myszy, które potencjalnie można przełożyć na ludzi.Metoda ta pozwala naukowcom na zbadanie funkcji tych termogenicznych brązowych i beżowych adipocytów. Dlatego są one szczególnie skuteczne podczas badania nieklinicznych szlaków termogenicznych, w których te klasyczne markery nie są zmieniane ani regulowane w górę.

visualization-quantification-brown-beige-adipose-tissues-mice-using

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Analiza zawartości tłuszczu jest rutynowo przeprowadzana w badaniach z wykorzystaniem mysich modeli otyłości. Nowoczesne metody obrazowania i analizy tomografii komputerowej (CT) małych zwierząt umożliwiają szczegółową, podłużną analizę zawartości tłuszczu. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy procedury krok po kroku dotyczące wykonywania obrazowania CT, analizy oraz wizualizacji u małych zwierząt.

Segmentacja i pomiar objętości tkanki tłuszczowej w mysich modelach otyłości z wykorzystaniem komputerowej tomografii rentgenowskiej

Opisano metodę obrazowania funkcjonalnego brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) u myszy, w której pobór 18F-fluorodeoksygukozy (FDG) przez BAT stymulowany zimnem jest oceniany nieinwazyjnie przy użyciu standaryzowanego protokołu micro-PET/CT. Metoda ta jest wiarygodna i czuła w wykrywaniu różnic w aktywności BAT w modelach mysich.

Obrazowanie funkcjonalne brunatnej tkanki tłuszczowej u myszy z wykorzystaniem micro-PET/CT z 18F-FDG

W tym raporcie wideo pokazujemy zastosowanie obrazowania luminescencyjnego Cerenkov (CLI) do międzyłopatkowej brązowej tkanki tłuszczowej u myszy w warunkach aktywowanych i depresyjnych.

Obrazowanie luminescencyjne Carenkowa brązowej tkanki tłuszczowej między łopatkami

Przedstawiona tutaj metoda wykorzystuje 18pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET-CT) F-Fluorodeoxyglucose (18F-FDG) oraz rezonansu magnetycznego (MRI) oddzielonego tłuszczem i wodą, z których każdy jest skanowany po 2 godzinach ekspozycji na warunki termoneutralne (24 °C) i zimne (17 °C) w celu zmapowania brązowej tkanki tłuszczowej (BAT) u dorosłych ludzi.

Ludzkie brązowe magazyny tkanki tłuszczowej automatycznie segmentowane za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej i zarejestrowanych obrazów rezonansu magnetycznego

Korzystając z darmowego, otwartego oprogramowania, opracowaliśmy analityczne podejście do ilościowego określania całkowitej i regionalnej objętości brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) oraz aktywności metabolicznej BAT przy użyciu 18F-FDG PET/CT.

Kwantyfikacja całego ciała i regionu aktywnej ludzkiej brunatnej tkanki tłuszczowej przy użyciu 18F-FDG PET/CT

Tutaj prezentujemy protokół pomiaru aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej po posiłku u ludzi i zwierząt laboratoryjnych.

Termografia w podczerwieni do wykrywania zmian w aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej

Preadipocyty są izolowane z frakcji naczyniowej zrębu międzyłopatkowej brązowej tkanki tłuszczowej od nowonarodzonych myszy i różnicowane w komórki, które gromadzą kropelki lipidów, wyrażają markery molekularne i pokazują morfologię mitochondriów dojrzałych brązowych adipocytów. Komórki te są dalej analizowane za pomocą immunofluorescencji i transmisyjnej mikroskopii elektronowej.

Różnicowanie i obrazowanie brązowych adipocytów z frakcji zrębowej naczyniowej tkanki tłuszczowej śródłopatkowej od nowonarodzonych myszy

Komora pomiarowa analitycznej ultrawirówki (AUC) mieści próbkę oraz bufor referencyjny i podczas eksperymentów jest poddawana działaniu wysokiej próżni oraz prędkościom rotacji do 60 000 rpm. Niniejszy film zaprezentuje rygorystyczną dbałość o szczegóły, która jest niezbędna podczas montażu, napełniania i centrowania tego kluczowego elementu eksperymentu AUC.

Montaż, napełnianie i centrowanie celi pomiarowej analitycznej ultrawirówki

Pierwotne białe preadipocyty wyizolowane z białych tkanek tłuszczowych u myszy mogą być różnicowane na komórki beżowe/brite. Przedstawiono niezawodny system modelu komórkowego do badania molekularnej regulacji "brązowienia" białego tłuszczu.

Izolacja i różnicowanie komórek naczyniowych zrębu do komórek beżowych/brite

Tradycyjne metody oceny różnicowania adipogennego są tanie i łatwe w użyciu, ale nie są specyficzne dla zmian w ekspresji genów. Opracowaliśmy test do ilościowego określania różnicowania komórek mezenchymalnych w dojrzałe adipocyty przy użyciu markera specyficznego dla linii. Test ten ma różnorodne zastosowania w badaniach podstawowych i medycynie klinicznej.

Wizualizacja i kwantyfikacja potencjału różnicowania adipogennego komórek mezenchymalnych za pomocą markera specyficznego dla linii

Poznaj metodę obrazowania PET/MR z użyciem [18F]FDG do wizualizacji i kwantyfikacji aktywności brązowych i beżowych adipocytów u myszy. Protokół umożliwia nieinwazyjną ocenę tkanki tłuszczowej termogennej w warunkach aklimatyzacji do zimna.

Wizualizacja i kwantyfikacja brązowych i beżowych tkanek tłuszczowych u myszy za pomocą obrazowania [¹⁸F]FDG Micro-PET/MR

Przeglądaj więcej filmów