Name: Rejestracja szybkości wypalania węzłów zatokowo-przedsionkowych za pomocą matrycy mikroelektrod w celu identyfikacji wewnętrznych wad rozrusznika serca u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 20 s
Description: Poznaj metodę rejestracji szybkości wypalania węzłów zatokowo-przedsionkowych za pomocą matrycy mikroelektrod w celu identyfikacji wewnętrznych wad rozrusznika serca u myszy. Ta technika umożliwia dokładne pomiary bez zaawansowanego szkolenia z elektrofizjologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez National Institutes of Health, granty o numerach R01NS100954 i R01NS099188.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Ćwiczenie i opanowanie procesu preparacji SAN jest konieczne, ponieważ tkanka jest delikatna, a zdrowa tkanka jest niezbędna do udanego nagrania. Podczas sekcji SAN niezbędna jest prawidłowa orientacja, aby uzyskać odpowiedni obszar tkanki. Jednak pierwotna orientacja serca może zostać łatwo utracona podczas procesu sekcji, co komplikuje to przedsięwzięcie. Dlatego, aby zapewnić prawidłową orientację lewo-prawo, przedsionki powinny być sprawdzone wzrokowo. Zazwyczaj prawy przedsionek jest bardziej przezroczysty, podczas ...

Serce jest złożonym organem, rządzonym zarówno przez wewnętrzne jak i zewnętrzne wpływy, takie jak te, które pochodzą z mózgu. Węzeł zatokowo-przedsionkowy (SAN) to zdefiniowany obszar w sercu, w którym znajdują się komórki rozrusznika serca (zwane również komórkami zatokowo-przedsionkowymi lub komórkami SA) odpowiedzialne za inicjację i utrwalenie bicia serca ssaków1,2. Wewnętrzne tętno to tętno napędzane przez komórki rozrusznika serca bez wpływu innych wpływów sercowych lub neurohumoralnych, ale tradycyjne pomiary tętna u ludzi i żywych zwierząt, takie jak elektrokardiogramy, odzwierciedlają zarówno rozrusznik serca, jak i wpływy neuronalne na serce. Najbardziej zauważalny wpływ neuronalny na komórki SA pochodzi z autonomicznego układu nerwowego, który stale moduluje wzorce odpalania, aby spełnić fizjologiczne wymagania organizmu3. Na poparcie tej tezy można znaleźć zarówno projekcje współczulne, jak i przywspółczulne w pobliżu klasy SAN<sup="xref">4. Wewnętrzny sercowo-nerwowy układ nerwowy (ICNS) jest kolejnym ważnym czynnikiem neuronalnym, w którym sploty zwojowe, szczególnie w prawym przedsionku, unerwiają i regulują aktywność SAN5,6.
Zrozumienie deficytów rozrusznika serca jest klinicznie ważne, ponieważ dysfunkcja może leżeć u podstaw wielu zaburzeń serca, a także przyczyniać się do ryzyka innych powikłań. Zespół chorej zatoki (SSS) to kategoria chorób charakteryzujących się dysfunkcją węzła zatokowo-przedsionkowego, która utrudnia prawidłowe rozruszniki serca7,8. SSS może objawiać się bradykardią zatokową, przerwami w zatokach, zatrzymaniem zatok, blokadą wyjścia zatokowo-przedsionkowego oraz naprzemiennymi bradyarrytmiami i tachyarytmiami9 i może prowadzić do powikłań, w tym zwiększonego ryzyka udaru zatorowego i nagłej śmierci8,10. Osoby z zespołem Brugadów, zaburzeniem serca charakteryzującym się migotaniem komór ze zwiększonym ryzykiem nagłej śmierci sercowej, są bardziej narażone na zdarzenia arytmogenne, jeśli mają również współistniejącą dysfunkcję SAN11,12. Dysfunkcja zatok jednosionkowych może mieć również konsekwencje fizjologiczne wykraczające poza serce. Na przykład zaobserwowano, że SSS wywołuje drgawki u pacjenta z powodu hipoperfuzji mózgowej13.
Aby zidentyfikować deficyty stymulatora zatokowo-przedsionkowego, wewnętrzne tętno musi być określone poprzez pomiar aktywności SAN bez wpływu autonomicznego układu nerwowego lub czynników humoralnych. Klinicznie można to w przybliżeniu określić za pomocą farmakologicznej blokady autonomicznej14, ale ta sama technika może być również zastosowana w modelach ssaków do badania wewnętrznej funkcji serca15,16. Chociaż takie podejście blokuje dużą część wpływów neuronalnych i pozwala na badanie serca in vivo, nie eliminuje całkowicie wszystkich zewnętrznych wpływów na serce. Inną techniką badawczą stosowaną do badania wewnętrznej funkcji serca w modelach zwierzęcych są izolowane zapisy serca przy użyciu serc z perfuzją Langendorffa, które zazwyczaj obejmują pomiary za pomocą elektrogramów, stymulacji lub wieloelektrodowych matryc nasierdziowych17,18,19,20. Chociaż ta technika jest bardziej specyficzna dla funkcji serca, ponieważ polega na usunięciu serca z organizmu, na pomiary mogą nadal wpływać mechanoelektryczne mechanizmy autoregulacyjne, które mogą wpływać na wewnętrzne pomiary tętna21. Izolowane zapisy serca mogą być nadal pod wpływem regulacji autonomicznej za pośrednictwem ICNS5,6,22,23. Co więcej, utrzymanie fizjologicznie istotnej temperatury serca, która ma kluczowe znaczenie dla pomiarów czynności serca, może być trudne w przypadku izolowanych podejść do serca20. Bardziej bezpośrednią metodą badania funkcji SAN jest specyficzne wyizolowanie tkanki SAN i zmierzenie jej aktywności. Można to osiągnąć za pomocą pasków SAN (izolowana tkanka SAN) lub izolowanych komórek rozrusznika serca SAN24,25. Oba wymagają wysokiego stopnia przeszkolenia technicznego, ponieważ sieć SAN jest bardzo małym i wysoce zdefiniowanym regionem, a izolacja komórek stanowi jeszcze większe wyzwanie, ponieważ dysocjacja może zaszkodzić ogólnemu zdrowiu komórki, jeśli nie zostanie przeprowadzona prawidłowo. Co więcej, techniki te wymagają specjalistycznych umiejętności elektrofizjologicznych, aby można było skutecznie rejestrować z tkanki lub komórek za pomocą indywidualnych mikroelektrod rejestrujących.
W tym protokole opisujemy technikę zapisu SAN in vitro za pomocą matrycy mikroelektrod (MEA) w celu uzyskania wewnętrznych pomiarów tętna. Podejście to ma tę zaletę, że wysoce szczegółowe zapisy elektrofizjologiczne są dostępne dla badaczy nieposiadających intensywnych umiejętności elektrofizjologicznych. MEA były wcześniej używane do badania funkcji kardiomiocytów w pierwotnych hodowlach kardiomiocytów26,27,28,29,30,31,32, arkusze kardiologiczne33,34,35,36,37,38,39, and tissue whole mounts40,41,42,43,44,45,46,47. Poprzednie prace zostały również wykonane w celu zbadania potencjałów pola w sieci SAN tissue41,42. W tym miejscu przedstawiamy metodologię korzystania z MEA do rejestrowania i analizowania mysich wewnętrznych szybkości uruchamiania sieci SAN. Opisujemy również, w jaki sposób ta technika może być wykorzystana do testowania farmakologicznego wpływu leków na wewnętrzne szybkości wypalania SAN, dostarczając przykładowy eksperyment pokazujący działanie 4-aminopirydyny (4-AP), bramkowanego napięciem blokera kanału K+. Korzystając ze zdefiniowanych anatomicznych punktów orientacyjnych, możemy dokładnie zarejestrować SAN bez konieczności wykonywania rozległych sekcji tkanek lub izolacji komórek wymaganych innymi metodami. Chociaż MEA może być zbyt kosztowna, nagrania zapewniają wysoce szczegółowe i wiarygodne pomiary rozrusznika serca, które można wykorzystać w szerokim zakresie zastosowań klinicznych i fizjologicznych.

<table><tbody><tr><td>4-aminopirydyna</td><td>Sigma</td><td>A78403-25G</td><td></td></tr><tr><td>igła strzykawkowa o rozmiarze 22</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-5A</td><td>Używana do rozwarstwiania</td></tr><tr><td>igły strzykawkowej o rozmiarze 23</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-6C</td><td>Używana do rozwarstwiania</td></tr><tr><td>szalek Petriego 60 mm</td><td>Genesee Scientific</td><td>32-105G</td><td></td></tr><tr><td>500 ml Butelka Pyrex</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-414-1C</td><td>Służy do przechowywania roztworów</td></tr><tr><td>1000 ml Butelka Pyrex</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-414-1D</td><td>Służy do przechowywania roztworów</td></tr><tr><td>Kleszcze do kości</td><td>Narzędzia do nauki o</td> naczyniu <td>16060-11</td><td></td></tr><tr><td>Dwuwodny chlorek wapnia (CaCl2&middot; 2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5080-500G</td><td></td></tr><tr><td>Carbogen (95% O2, 5% CO2)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Castroviejo, 4"</td><td>Narzędzia do nauki o naprawach</td><td>15024-10</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glukoza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7021-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Komputer</td><td></td><td></td> <td>do akwizycji danychprocesor: Intel Xeon lub Intel Core i7, pamięć: 8 GB, dysk twardy: 1 TB, karta graficzna: NVIDIA lub wbudowana, ekran: 1920x1080</td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td>Jenco</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szpilki preparacyjne</td><td>Narzędzia do nauki o narodzinach</td><td>26002-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #2 Kleszcze do laminektomii</td><td>Narzędzia naukowe</td><td>11223-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #55 Kleszcze</td><td>Narzędzia do nauki o nauce</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Extra Fine Graefe Kleszcze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11152-10</td><td></td></tr><tr><td>Szklana komora</td><td>Grainger</td><td>49WF30</td><td>Służy do eutanazji</td></tr><tr><td>myszy Zestaw kotwic harfy</td><td>Warner Instruments</td><td>&nbsp; SHD-22CL/15 WI 64-0247</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Fisher Chemicals</td><td>SA48-4</td><td>Używany do równoważenia pH</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13013-14</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Aurobindo Pharma Limited IDA, Pashamylaram</td><td>NDC 63739-953-25</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375-250G</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop odwrócony</td><td>Motic</td><td>AE2000</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1389</td><td></td></tr><tr><td>Taśma laboratoryjna</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-950</td><td></td></tr><tr><td>Światło do mikroskopu preparacyjnego</td><td>Dolan-Jenner</td><td>MI150DG 660000391014</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek magesu (MgCl2)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>208337-100G</td><td></td></tr><tr><td>MED64 Wzmacniacz głowicowy</td><td>MED64</td><td>MED-A64HE1S</td><td></td></tr><tr><td>MED64 Wzmacniacz główny</td><td>MED64</td><td>MED-A64MD1A</td><td></td></tr><tr><td>MED64 Nasadka perfuzyjna</td><td>MED64</td><td>MED-KCAP01</td><td></td></tr><tr><td>MED64 Zestaw uchwytu rurki perfuzyjnej</td><td>MED64</td><td>MED-KPK02</td><td></td></tr><tr><td>MED64 ThermoConnector</td><td>MED64</td><td>MED-CP04</td><td></td></tr><tr><td>Mesh</td><td>&nbsp; Warner Instruments</td><td>640246</td><td></td></tr><tr><td>Matryca mikroelektrod (MEA)</td><td>Alpha Med Scientific</td><td>MED-R515A</td><td></td></tr><tr><td>Mobius Software</td><td>WitWerx Inc.</td><td></td><td>Specjalne oprogramowanie dla MED64</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Fisher Chemicals</td><td>S320-500</td><td>Używany do równoważenia pH</td></tr><tr><td>Normalna sól</td> fizjologiczna <td>Ultigiene</td><td>NDC 50989-885-17</td><td></td></tr><tr><td>Pędzel malarski</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC1751733</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Genesee Scientific</td><td>PM-996</td><td></td></tr><tr><td>Pompa perystaltyczna</td><td>Gilson</td><td>F155009</td><td></td></tr><tr><td>Rurka pompy perystaltycznej</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-171-298</td><td>1/8 '' Średnica wewnętrzna</td></tr><tr><td>Polietylenoimina</td><td>Sigma</td><td>P3143</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu (KCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333-500G</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan potasu jednozasadowy (KH2PO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5655-500G</td><td></td></tr><tr><td>Sód Wodorowęglan</td><td>Sigma</td><td>S6297</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu (NaCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S671-3</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw elastomerów Sylgruard Dow</td><td>Corning</td><td>184 SIL ELAST KIT 0,5 kg</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu jednozasadowy</td><td>Sigma</td><td>S6566</td><td></td></tr><tr><td>Tetraboran sodu</td><td>Sigma</td><td>S9640</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Narzędzia</td> <td>do nauki14074-09</td><td></td></tr><tr><td>Pipety transferowe (z podziałką 3 ml)</td><td>Samco Scientific</td><td>225</td><td></td></tr></tbody></table>

rejestracja szybkości wypalania węzłów zatokowo-przedsionkowych za pomocą matrycy mikroelektrod w celu identyfikacji wewnętrznych wad rozrusznika serca u myszy

Microelectrode Array Recording of Sinoatrial Node Firing Rate to Identify Intrinsic Cardiac Pacemaking Defects in Mice

Węzeł zatokowo-przedsionkowy (SAN), znajdujący się w prawym przedsionku, zawiera komórki rozrusznika serca, a dysfunkcja tego obszaru może powodować tachykardię lub bradykardię. Wiarygodna identyfikacja wad rozrusznika serca wymaga pomiaru wewnętrznego tętna poprzez znaczne zapobieganie wpływowi autonomicznego układu nerwowego, który może maskować deficyty tętna. Tradycyjne metody analizy wewnętrznej funkcji rozrusznika serca obejmują indukowaną lekiem blokadę autonomiczną do pomiaru częstości akcji serca in vivo, izolowane zapisy serca do pomiaru wewnętrznego tętna oraz zapisy paska zatokowo-przedsionkowego lub jednokomórkowego patch-clamp komórek rozrusznika serca w celu pomiaru szybkości spontanicznego wyzwalania potencjału czynnościowego. Jednak te bardziej tradycyjne techniki mogą być trudne technicznie i trudne do wykonania. W tym miejscu przedstawiamy nową metodologię pomiaru wewnętrznej szybkości wyzwalania serca poprzez wykonywanie zapisów matrycy mikroelektrod (MEA) preparatów węzłów zatokowo-przedsionkowych z całą mocowaniem od myszy. MEA składają się z wielu mikroelektrod ułożonych w siatkowy wzór do rejestrowania potencjałów pola zewnątrzkomórkowego in vitro. Opisana tutaj metoda ma tę zaletę, że jest stosunkowo szybsza, prostsza i bardziej precyzyjna niż poprzednie podejścia do rejestrowania wewnętrznego tętna, a jednocześnie umożliwia łatwe badanie farmakologiczne.

Po pozostawieniu tkanki w naczyniu w celu aklimatyzacji przez 15 min, rejestruje się 10 jednominutowych przebiegów. Nasz obecny protokół zakłada rejestrację aktywności przez ponad godzinę, jednak w nieopublikowanych danych, których tutaj nie przedstawiono, zarejestrowaliśmy stabilne wzorce wyładowań przez ≥4 h. Jeśli preparat eksperymentalny nadaje się do zbierania danych, każdy kanał rejestracji powinien wykazywać spójne i równomiernie rozmieszczone powtarzające się przebiegi falowe (tzn. kolce) o jednolitym kształcie d...

Ten protokół ma na celu opisanie nowej metodologii pomiaru wewnętrznej szybkości wypalania serca za pomocą rejestracji matrycy mikroelektrod całej tkanki węzła zatokowo-przedsionkowego w celu identyfikacji wad rozrusznika serca u myszy. W tej metodzie można również wprowadzić środki farmakologiczne, aby zbadać ich wpływ na wewnętrzne rozruszniki serca.

Rejestracja szybkości wypalania węzłów zatokowo-przedsionkowych za pomocą matrycy mikroelektrod w celu identyfikacji wewnętrznych wad rozrusznika serca u myszy

The sinoatrial node (SAN), located in the right atrium, contains the pacemaker cells of the heart, and dysfunction of this region can cause tachycardia or ...

Pomiar wewnętrznego tętna jest ważnym wskaźnikiem zdrowia serca. Ta technika dokładnie mierzy ten wskaźnik, wykluczając większość zakłócających wpływów na węzeł zatokowo-przedsionkowy. Zapis MEA wewnętrznego tętna rejestruje dokładne dane dotyczące szybkości wypalania, podobnie jak zapisy jednokomórkowe bez intensywnego szkolenia elektrofizjologicznego.Osoby korzystające z tej techniki mogą mieć trudności z uzyskaniem zdrowych preparatów tkankowych we wczesnych eksperymentach, więc przećwicz sekcję i zoptymalizuj i ustawienia zbierania danych przed rozpoczęciem właściwego zbierania danych. Procedurę zademonstrują doktorzy Man Si i Praveen Kumar, doktoranci z moim laboratorium. Zacznij od przytrzymania skóry myszy poddanej eutanazji hemostatem i użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać poprzeczne nacięcie w skórze tuż pod dnem klatki piersiowej od lewego łuku żebrowego do prawego łuku żebrowego.Użyj nożyczek chirurgicznych, aby rozciąć otrzewną i ostrożnie oddziel wątrobę od przepony bez nacinania wątroby, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu. Naciąć przeponę wzdłuż klatki piersiowej, aby odsłonić jamę piersiową. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby przeciąć boczne ściany klatki piersiowej od krawędzi łuków żebrowych aż do obojczyków, aby odsłonić serce, a następnie użyj igły strzykawkowej o rozmiarze 23, aby przypiąć klatkę piersiową do ramienia.Za pomocą pipety transferowej upuścić ciepły heparynizowany kompletny roztwór Tyrode'a na serce, aby było wilgotne. Przytrzymaj płuca bardzo cienkimi kleszczami Graefe i odetnij tchawicę nożyczkami chirurgicznymi, aby usunąć płuca. Aby usunąć serce, przytrzymaj wierzchołek serca bardzo cienkimi kleszczami Graefe i przetnij aortę i żyłę główną dolną nożyczkami chirurgicznymi.Przenieść serce na szalkę Petriego zawierającą utwardzony elastomer silikonowy i użyć pipety do przenoszenia do kąpieli serca w dwóch do trzech mililitrach ciepłego heparynizowanego kompletnego roztworu Tyrode. Przymocuj wierzchołek serca do naczynia za pomocą szpilki do rozwarstwienia. Przytrzymaj żyłę główną dolną za pomocą kleszczy laminektomijnych Dumont 2.Włóż igłę strzykawki o rozmiarze 22 przez żyłę główną dolną i górną, aby zlokalizować ich położenie w prawym przedsionku, który określa również przybliżone położenie węzła zatokowo-przedsionkowego. Przytrzymaj prawy wyrostek przedsionka za pomocą kleszczy laminektomijnych Dumont 2 i włóż szpilkę do wypreparowania przez prawy przydatek przedsionka, aby utrzymać go na miejscu. Powtórz tę samą procedurę dla uszka lewego przedsionka, a następnie wyjmij igłę strzykawki, która obejmuje żyłę główną.Użyj nożyczek Castroviejo, aby usunąć wierzchołek serca, wykonując poprzeczne nacięcie w poprzek komór w celu uwolnienia krwi z serca, a następnie umyj serce, dodając ciepły heparynizowany kompletny roztwór Tyrode. Użyj nożyczek Castroviejo, aby przeciąć wzdłuż przegrody przedsionkowo-komorowej, aż przedsionki zostaną oddzielone od komór i utrzymuj nacięcie bliżej komory. Przeciąć wzdłuż przegrody międzytętniczej, aby usunąć lewe przedsionki.Umieść szpilki do wycinki na obrzeżach prawego przedsionka, aby leżało płasko. Usuń pozostały tłuszcz, naczynia lub tkanki z przedsionka za pomocą nożyczek Castroviejo i zlokalizuj węzeł zatokowo-przedsionkowy w prawym przedsionku. Dodaj roztwór Tyrode'a do modelu roztworu wejściowego i włącz przepływ gazu karbogenicznego, aby natlenić roztwór Tyrode.Ustaw pompę perystaltyczną na 25 obr./min, co daje natężenie przepływu dwóch mililitrów na minutę. Po uruchomieniu pompy należy upewnić się, że bufor nie wycieka z układu i ustawić regulator temperatury na 37 stopni Celsjusza. Użyj kleszczyków Dumont 55, aby przenieść wypreparowaną tkankę z preparowanej szalki Petriego na siatkę matrycy mikroelektrod.Delikatnie ułóż tkankę miękkim pędzlem, aby nałożyć na nią obszar węzła zatokowo-przedsionkowego siatki elektrod. Następnie umieść siatkę na tkance za pomocą kleszczyków kostnych lub dowolnych zakrzywionych kleszczy. Za pomocą kleszczy do kości umieść kotwicę harfy na siatce, aby utrzymać wszystko na miejscu.Ułóż miskę z matrycą mikroelektrod na płytce łączącej. Ostrożnie umieść nasadkę perfuzyjną na czaszy układu mikroelektrod, nie naruszając kotwicy plastra harfy i zabezpiecz szczelinę perfuzyjną taśmą. Włącz wzmacniacz i skonfiguruj przepływ pracy dla nagrywania w oprogramowaniu.Wybierz beat_recording. szablon moflo. Otwórz go i ustaw liczbę ścieżek, czas trwania ścieżki, interwał śledzenia, napięcie wejściowe, częstotliwość próbkowania i inne parametry nagrywania zgodnie z żądanymi warunkami nagrywania.Kliknij przycisk nagrywania i odtwarzania, aby rozpocząć nagrywanie i pobrać dane dla 10 śladów o czasie trwania jednej minuty z dwuminutowymi przerwami między śladami. Wstrzymać pompę i przełączyć rurkę doprowadzającą pompę z normalnego roztworu rejestrującego na roztwór Tyrode'a zawierający żądany lek z wyboru. Uruchom ponownie pompę i wznów nagrywanie.Gdy roztwór Tyrode'a z lekiem dotrze do tkanki, zapisz 10 śladów w taki sam sposób, jak zrobiono to wcześniej dla zapisów wyjściowych. Zrób końcowe zdjęcie położenia tkanki na matrycy mikroelektrod. Otwórz zapisany plik z nagranymi danymi w szablonie analizy częstotliwości dudnień w oprogramowaniu do analizy.Kliknij na odtworzenie i pozwól, aby całe nagranie zostało uruchomione w celu wizualizacji danych, a następnie przypisz odpowiednie parametry analizy. Wybierz kanały, które mają zostać uwzględnione w analizie i ustaw żądane wartości progowe maksimów amplitudy lub minimów amplitudy w celu automatycznej identyfikacji pików przebiegu. Kliknij ponownie ikonę odtwarzania, aby ponownie uruchomić zestaw danych i potwierdzić, że parametry analizy są odpowiednie dla wyodrębnienia wartości szczytowych.Do analizy zidentyfikuj trzy najbardziej stabilne kolejne ślady, które wykazują stabilną szybkość dudnienia dla każdego śladu w większości kanałów w okresie wyjściowym eksperymentu i kolejne trzy kolejne stabilne ślady w okresie ekspozycji na lek. Kliknij ikonę odtwarzania i nagrywania, aby rozpocząć analizę. Dane zebrano od 45-dniowego samca czarnej myszy szwajcarskiej typu dzikiego w celu pomiaru częstotliwości uderzeń węzła zatokowo-przedsionkowego.Przebiegi o różnych kształtach i amplitudach obserwowano w różnych kanałach i wszystkie kanały wykazywały identyczne interwały między kolcami i częstotliwości odpalania. Jednak stopień kontaktu tkanki z elektrodą może również wpływać na charakterystykę przebiegu, taką jak amplituda. Z 10 zarejestrowanych śladów wybrano trzy kolejne kanały o stabilnej częstotliwości dudnień i interwale między kolcami do dalszej analizy.Źle wyodrębnione wzory kolców powinny być nieobecne, ale jeśli występują, to albo wpływ na nie ma szum, albo są niestabilne. Kształty fal, które odpowiadają poszczególnym uderzeniom serca, odzwierciedlają wewnętrzną aktywność rozrusznika serca. System matrycy mikroelektrod umożliwia łatwe stosowanie środków leczniczych w celu analizy efektów farmakologicznych.Stwierdzono, że wewnętrzna szybkość wypalania wybranych trzech ścieżek we wszystkich 64 kanałach wynosi około 320 uderzeń na minutę w danych próbkowania. Wprowadzenie 4-aminopirymidyny zgodnie z oczekiwaniami zwiększyło odstępy między kolcami, co zmniejszyło częstotliwość uderzeń z 320 do 210 uderzeń na minutę. Aby zebrać wiarygodne dane do analizy, ważne jest, aby potwierdzić, że tkanka jest zdrowa podczas rejestracji, sprawdzając, czy ślady są stabilne i spełniają standardowe kryteria.MEA mogą być używane do rejestrowania aktywności serca w innych regionach serca, umożliwiając szczegółową charakterystykę specyficzną dla regionu, która jest podatna na badanie skutków manipulacji genetycznych i farmakologicznych.

microelectrode-array-recording-sinoatrial-node-firing-rate-to

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Programowa stymulacja elektryczna umożliwia określenie właściwości przewodzenia w sercu oraz indukcję i terminację arytmii serca przy użyciu różnych protokołów stymulacji. Przy użyciu cewnika przezżylnego można uzyskać zapisy elektrogramów wewnątrzsercowych u myszy po zastosowaniu protokołów programowej stymulacji elektrycznej w celu zidentyfikowania podłoży arytmogennych.

Programowana stymulacja elektryczna u myszy

Telemetry EKG stała się niezbędnym narzędziem w ocenie modeli zwierzęcych pod kątem arytmii serca i nagłej śmierci sercowej. W niniejszym materiale przedstawiamy instrukcję krok po kroku dotyczącą rejestracji telemetrycznego EKG w celu długoterminowego ambulatoryjnego monitorowania EKG u myszy.

Ambulatoryjne zapisy EKG u myszy

Ten film pokazuje procedurę izolacji węzła zatokowo-przedsionkowego lub SAN od serca myszy. SAN mieści komórki zatokowo-przedsionkowe, które inicjują bicie serca poprzez generowanie spontanicznych potencjałów czynnościowych.

Izolacja węzła zatokowo-przedsionkowego z modelu mysiego: procedura zbierania węzła SA z mysiego serca

Metody izolacji miocytów węzła zatokowo-przedsionkowego (SAM) od dorosłych myszy do elektrofizjologii lub badań obrazowych. Wyizolowane komórki mogą być wykorzystywane bezpośrednio lub mogą być utrzymywane w hodowli, aby umożliwić ekspresję interesujących białek, takich jak genetycznie kodowane reportery.

Metody izolacji, hodowli i charakterystyki funkcjonalnej miocytów węzłów zatokowo-przedsionkowych od dorosłych myszy

Tutaj prezentujemy protokół optycznego mapowania aktywności elektrycznej z prawego przedsionka myszy, a zwłaszcza węzła zatokowo-przedsionkowego, w wysokiej rozdzielczości przestrzennej i czasowej.

Mapowanie optyczne węzła zatokowo-przedsionkowego myszy w wysokiej rozdzielczości

Tutaj opisujemy przygotowanie żywotnych wycinków komorowych od dorosłych myszy i ich wykorzystanie do rejestracji potencjału czynnościowego elektrod ostrych. Te wielokomórkowe preparaty zapewniają zachowaną in vivo strukturę tkankową, co czyni je cennym modelem do badań elektrofizjologicznych i farmakologicznych in vitro.

Mysie plastry serca o krótkiej osi do badań elektrofizjologicznych

Ten protokół opisuje elektrofizjologiczną ocenę przedsionków myszy za pomocą optycznego systemu mapowania o wysokiej rozdzielczości czasowej i przestrzennej, w tym podwójne zapisy napięcia membranowego i Ca2+ przejściowego pod zaprogramowaną stymulacją przez specjalistyczny cewnik elektrodowy.

Elektrofizjologiczna ocena przedsionków myszy z mapowaniem optycznym o wysokiej rozdzielczości

Tutaj prezentujemy protokół modulacji wewnątrzsercowego autonomicznego układu nerwowego i oceny jego wpływu na podstawową elektrofizjologię, arytmogenezę i dynamikę cAMP przy użyciu układu Langendorffa ex vivo.

Wpływ neuronów wewnątrzsercowych na elektrofizjologię serca i arytmogenezę w układzie Langendorffa ex vivo

Prezentujemy protokół EKG, który jest technicznie łatwy, tani, szybki i przystępny cenowo dla małych myszy, i może być wykonywany z większą czułością. Sugerujemy tę metodę jako podejście przesiewowe do badania czynników farmakologicznych, modyfikacji genetycznych i modeli chorób u myszy.

Zapisy elektrokardiogramu u znieczulonych myszy przy użyciu odprowadzenia II

Tutaj prezentujemy krok po kroku protokół dla półautomatycznego podejścia do analizy mysich danych z długoterminowej elektrokardiografii (EKG) dla podstawowych parametrów EKG i częstych zaburzeń rytmu serca. Dane są uzyskiwane przez wszczepialne nadajniki telemetryczne u żywych i przytomnych myszy i analizowane za pomocą Ponemah i jego modułów analitycznych.

Analiza długoterminowych zapisów elektrokardiograficznych w celu wykrycia arytmii u myszy

Niniejszy protokół opisuje optymalizację parametrów eksperymentalnych przy użyciu stymulacji przezprzełykowej do oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy.

Optymalizacja stymulacji przezprzełykowej w celu oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy

Poznaj metodę rejestracji szybkości wypalania węzłów zatokowo-przedsionkowych za pomocą matrycy mikroelektrod w celu identyfikacji wewnętrznych wad rozrusznika serca u myszy. Ta technika umożliwia dokładne pomiary bez zaawansowanego szkolenia z elektrofizjologii.

Rejestracja szybkości wypalania węzłów zatokowo-przedsionkowych za pomocą matrycy mikroelektrod w celu identyfikacji wewnętrznych wad rozrusznika serca u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Rejestracja szybkości wypalania węzłów zatokowo-przedsionkowych za pomocą matrycy mikroelektrod w celu identyfikacji wewnętrznych wad rozrusznika serca u myszy

Przeglądaj więcej filmów