Name: Zaprogramowana stymulacja elektryczna u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-05-26T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Poznaj zaprogramowaną stymulację elektryczną u myszy do badania właściwości przewodzenia serca i indukowania arytmii. Ta metoda umożliwia identyfikację podłoża arytmogennego poprzez rejestrację elektrogramów wewnątrzsercowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

X.H.T.W. jest stypendystą W.M. Keck Foundation Distinguished Young Scholar in Medical Research, a jego prace są wspierane przez granty NIH/NHLBI R01-HL089598 oraz R01HL091947 oraz grant Muscular Dystrophy Association nr 69238. Praca ta jest również częściowo finansowana przez Fondation Leducq Alliance for CaMKII Signalling in Heart. N.L. jest laureatem stypendium 2009-2010 Michel Mirowski International Fellowship in Cardiac Pacing and Electrophysiology przyznanego przez Heart Rhythm Society oraz stypendium postdoc American Heart Association w latach 2009-2012.

Część 1. Przygotowanie chirurgiczne
<ol>
	<li>W przypadku przeprowadzania eksperymentów z programowaną stymulacją elektryczną jako operacji przeżyciowych u myszy, niezbędne będą warunki sterylne. Jednak najczęstszym rodzajem eksperymentów są procedury terminalne, w których wystarczające jest zastosowanie standardowych technik chirurgicznych w warunkach czystych.</li>
 <li>Mysz jest znieczulana przy użyciu 2% izofluranu w przepływie 0,5 L/min 100% O2. </li>
 <li>Do ogolenia futra od linii szyi do poziomu środka klatki piersiowej używa się trymera do włosów.</li>
 <li>Znieczuloną mysz umieszcza się w pozycji na plecach, a kończyny przytwierdza taśmą do elektrod EKG wbudowanych w płytę grzewczą (Indus Instruments, Houston, TX). Obszar operacyjny dezynfekuje się 10% jodopowidonem. Zalecany system obejmuje sondę temperatury odbytniczej podłączoną do mata grzewczego sterowanego przez system termoanalizatora, tak aby temperatura ciała była utrzymywana na poziomie 37,0 °C ± 1,0 °C.</li>
</ol>
Część 2. Kanulacja i wprowadzenie cewnika EP do prawego przedsionka i komory
<ol>
	<li>Po potwierdzeniu za pomocą ucisku palca u stopy, że mysz jest w pełni zanurzona w narkozie, wykonuje się nacięcie o długości 1/2 cala na prawo od linii środkowej, z końcem ogonowym na poziomie obojczyka.</li>
 <li>Tkankę podskórną, gruczoły ślinowe i tkankę limfatyczną rozdziela się za pomocą tępej dyssekcji, aby uwidocznić prawą żyłę szyjną.</li>
 <li>Proksymalny koniec żyły zostaje podwiązany szwem 6-0. Delikatne pociąganie za ten szew pozwoli utrzymać żyłę szyjną wewnętrzną w linii prostej podczas wprowadzania cewnika. Kolejny szew umieszcza się pod żyłą na dystalnym końcu uwidocznionego segmentu. Sznur ten zostanie zawiązany wokół cewnika po jego optymalnym umieszczeniu w sercu, aby zapewnić hemostazę i utrzymać cewnik w pożądanej pozycji (Rysunek 1).</li>
 <li>Uruchamia się komputerowy system akwizycji danych w celu jednoczesnej rejestracji powierzchniowego EKG oraz 4 odprowadzeń elektrogramów wewnątrzsercowych (np. oprogramowanie akwizycyjne IOX-2, Emka Technologies, VA, USA). Do rejestracji elektrogramów wewnątrzsercowych elektrody na cewniku zostają podłączone do zewnętrznego stymulatora w trybie „rejestracji” (np. model STG3008, MultiChannel Systems, Reutlingen, Niemcy).</li>
 <li>Za pomocą mikronożyczek wykonuje się niewielkie nacięcie wzdłuż żyły, a następnie cewnik ośmiobiegunowy 1.1F (EPR-800, Millar Instruments, Houston, TX) wprowadza się przez żyłę do prawego przedsionka. Delikatne pociąganie za szew proksymalny pomoże utrzymać żyłę szyjną wewnętrzną w linii prostej i ułatwi przejście cewnika do prawego przedsionka i komory. Prawidłowe położenie cewnika weryfikuje się poprzez wizualizację przebiegów 4 elektrogramów wewnątrzsercowych odpowiednio na poziomie szczytu prawej komory, podstawy prawej komory, węzła przedsionkowo-komorowego oraz prawego przedsionka (Rysunek 2).</li>
 <li>Następnie zawiązuje się szew dystalny, aby zabezpieczyć położenie cewnika i zapobiec ewentualnemu krwawieniu.</li>
</ol>
Część 3. Programowana stymulacja elektryczna
<ol>
	<li>W przypadku selektywnej stymulacji przedsionków para elektrod umieszczona w przedsionku zostaje przełączona z trybu „rejestracji” na tryb „stymulacji”, podczas gdy pozostałe pary elektrod pozostają w trybie „rejestracji”. </li>
 <li>Aby określić, czy mysz wykazuje zwiększoną podatność na arytmie przedsionkowe, wykonuje się programowaną stymulację elektryczną prawego przedsionka. Najpierw wyznacza się próg stymulacji przedsionków poprzez aplikację impulsów prądowych o czasie trwania 2 ms (co najmniej 50) przy różnych podstawowych długościach cyklu (BCL), aby sprawdzić spójność przejęcia bodźca. BCL pierwszej serii impulsów jest nieco krótsze od wewnątrzpochodnego BCL i jest zmniejszane o 10 ms (na przykład: 100 ms, 90 ms, 80 ms i 70 ms). Typowa amplituda prądu wymagana do przejęcia bodźca wynosi 100-200 μA.</li>
 <li>Czas regeneracji węzła zatokowego (SNRT) pomiaru się po zastosowaniu 15-sekundowej serii stymulacji przedsionków przy BCL wynoszącym 100 ms. SNRT definiuje się jako odstęp między ostatnim bodźcem w serii stymulacji a początkiem pierwszego spontanicznego skurczu zatokowego. </li>
 <li>Efektywny okres refrakcji przedsionków (AERP) wyznacza się poprzez aplikację serii stymulacji przedsionków przy stałych BCL (tj. 100 ms) z dołączonym krótszym przedwczesnym bodźcem S2. Odstęp S1-S2 jest stopniowo redukowany o 2 ms w każdej serii stymulacji, od 70 ms do 20 ms. AERP definiuje się jako najdłuższy odstęp sprzężenia S1-S2 dla przedsionków, przy którym bodziec S2 nie wywołał rozprzestrzenionego skurczu (S1 to impuls z regularnej serii, a S2 to bodziec przedwczesny). Między poszczególnymi protokołami stymulacji stosowano okres regeneracji trwający co najmniej 30 sekund.</li>
 <li>Efektywny okres refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego (AVNERP) wyznacza się poprzez aplikację serii stymulacji przedsionków przy BCL wynoszącym 100 ms z dołączonym przedwczesnym bodźcem S2. Odstęp S1-S2 jest stopniowo redukowany o 2 ms w każdej serii stymulacji, od 70 ms do 20 ms. AVNERP definiuje się jako najdłuższy odstęp sprzężenia S1-S2, przy którym przedwczesna stymulacja przedsionka wywołuje potencjał Hisa, ale nie wywołuje zespołu QRS. Między poszczególnymi protokołami stymulacji stosowano okres regeneracji trwający co najmniej 30 sekund. </li>
 <li>Indukowalność arytmii przedsionkowych, w tym migotania przedsionków (AF), można badać przy użyciu protokołu stymulacji seryjnej (burst pacing) opisanego przez Verheule et al.2 Stosuje się serię 2-sekundowych serii impulsów (bursts), aby określić indukowalność arytmii przedsionkowych. Pierwsza 2-sekundowa seria ma długość cyklu (CL) 40 ms, a każda kolejna 2-sekundowa seria ma CL krótsze o 2 ms od poprzedniej, aż do końcowego CL wynoszącego 20 ms. W przypadku braku podłoża arytmogennego serce natychmiast powróci do rytmu zatokowego po zakończeniu protokołu stymulacji. W przypadku trzepotania przedsionków na elektrogramie przedsionkowym pojawi się regularny wzorzec szybkich załamków A, podczas gdy częstotliwość odpowiedzi komorowej jest zazwyczaj wolniejsza, co widoczne jest na elektrogramie komorowym. W przypadku migotania przedsionków w EKG powierzchniowym wystąpią nieregularne odstępy RR przy braku załamków P. Dodatkowo elektrogram przedsionkowy wykaże szybkie i nieregularne załamki A, natomiast elektrogram komorowy wykaże nieregularne i wolniejsze załamki komorowe (Rysunek 3). Protokoły indukcji arytmii wykonuje się zazwyczaj w trzech powtórzeniach, a arytmię uznaje się za obecną, jeśli można ją wywołać w co najmniej 2 z 3 prób.3,4.</li>
</ol>
Część 4. Usunięcie cewnika
<ol>
	<li>Po zakończeniu wszystkich protokołów stymulacji przerywa się akwizycję danych. Szew na dystalnym końcu cewnika jest delikatnie przecinany, aby uwolnić cewnik.</li>
 <li>W przypadku terminalnych badań EP węzeł jest delikatnie luzowany, aby uwolnić cewnik.</li>
 <li>Po zakończeniu badania mysz zostanie humanitarnie uśpiona w znieczuleniu izofluranem poprzez zwichnięcie kręgów szyjnych.</li>
</ol>
Reprezentatywne wyniki
Powierzchniowe EKG oraz wewnątrzsercowe elektrogramy są rejestrowane symultanicznie przez cały czas trwania badania elektrofizjologicznego in vivo i są szczegółowo analizowane po zakończeniu wszystkich protokołów. Bazowe parametry elektrofizjologiczne obejmują odstęp PR, odstęp PQ, czas trwania zespołu QRS, odstępy QT oraz morfologię zespołu QRS. Parametry te można zmierzyć ręcznie lub automatycznie przy użyciu oprogramowania do akwizycji danych IOX-2 lub ECG-AUTO (Emka Technologies, VA, USA).
SNRT, AERP oraz AVNERP dostarczają odpowiednio informacji na temat funkcji „rozrusznika” węzła zatokowego, a także właściwości przewodzenia w przedsionkach i w węźle AV. Przykłady epizodów migotania przedsionków wywołanych stymulacją znajdują się w pracy Chelu et al.4
<img src="/files/ftp_upload/1730/1730fig1.jpg" alt="Rat surgical setup; jugular vein catheterization; heart-lung diagram; length measurement chart." data-altupdatedat="1754907495000" data-alt="Figure 1"> Rysunek 1. Ilustracja cewnikowania wewnątrzsercowego w badaniach elektrofizjologicznych u myszy. A. Prawą żyłę wewnętrzną szyjną izoluje się i kaniuluje. Dystalny koniec żyły podwiązuje się po uzyskaniu prawidłowego położenia cewnika. BMyszy ustawia się w pozycji grzbietowej do wykonania tej procedury. C. Schemat przedstawiający wewnątrzsercowe rozmieszczenie elektrod cewnika. Pary elektrod są rozmieszczone odpowiednio na poziomie wierzchołka prawej komory, podstawy prawej komory, węzła przedsionkowo-komorowego oraz prawego przedsionka. DZbliżenie na cewnik octapolarny 1.1F. Rysunek zmodyfikowano na podstawie pracy Mathura i wsp.za zgodą Circ Arrhythmia Electrophysiol 5.
<img src="/files/ftp_upload/1730/1730fig2.jpg" alt="Schemat przebiegów EKG; przedstawia aktywność elektryczną serca; obejmuje analizę kompleksu PQRS." data-altupdatedat="1754907495000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. Reprezentatywne zapisy powierzchniowego EKG i elektrogramów wewnątrzsercowych u myszy. (A) Powierzchniowe EKG w konfiguracji odprowadzenia II wykazujące regularny rytm zatokowy z częstotliwością 540 uderzeń na minutę. (B-E) Bipolarne zapisy elektrogramów wewnątrzsercowych odpowiednio na poziomie prawego przedsionka (B), węzła przedsionkowo-komorowego (C), podstawy prawej komory (D) oraz koniuszka prawej komory (E). Należy zauważyć, że fala A w elektrogramie wewnątrzsercowym na panelu B odpowiada fali P w powierzchniowym EKG. Fala V w elektrogramie komorowym odpowiada zespołowi QRS w powierzchniowym EKG.
<img src="/files/ftp_upload/1730/1730fig3.jpg" alt="Badanie elektrofizjologiczne EKG; odprowadzenie II, elektrogramy przydziałowe i komorowe; schemat analizy rytmu serca." data-altupdatedat="1754907495000" data-alt="Rycina 3"> Rycina 3. Reprezentatywne EKG powierzchniowe i elektrogramy wewnątrzsercowe u myszy, u której rozwinął się migotanie przedsionków po seryjnej stymulacji przedsionków.

<ol><li>Nattel, S., Shiroshita-Takeshita, A., Brundel, B. J., Rivard, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+atrial+fibrillation%3A+lessons+from+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Cardiovasc+Dis%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of atrial fibrillation: lessons from animal models.</a> Prog Cardiovasc Dis. 48, 9-9 (2005).</li>
<li>Verheule, S., Sato, T., Everett, T. t, Engle, S. K., Otten, D., Rubart-von der Lohe, M., Nakajima, H. O., Nakajima, H., Field, L. J., Olgin, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+vulnerability+to+atrial+fibrillation+in+transgenic+mice+with+selective+atrial+fibrosis+caused+by+overexpression+of+TGF-beta1%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Increased vulnerability to atrial fibrillation in transgenic mice with selective atrial fibrosis caused by overexpression of TGF-beta1.</a> Circ Res. 94, 1458-1458 (2004).</li>
<li>Sood, S., Chelu, M. G., Oort, R. J. van, Skapura, D., Santonastasi, M., Dobrev, D., Wehrens, X. H., H, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5, 1047-1047 (2008).</li>
<li>Chelu, M. G., Sarma, S., Sood, S., Wang, S., van Oort, R. J., Skapura, D. G., Li, N., Santonastasi, M., Muller, F. U., Schmitz, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2%2B+leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119, 1940-1940 (2009).</li>
<li>Mathur, N., Subeena, S., Wang, S., van Oort, R. J., Sarma, S., Li, N., Skapura, D., Bayle, J. H., Valderrabano, M., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sudden+Infant+Death+Syndrome+in+Mice+With+an+Inherited+Mutation+in+RyR%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Arrhythmia+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Sudden Infant Death Syndrome in Mice With an Inherited Mutation in RyR.</a> Circ Arrhythmia Electrophysiol. , Forthcoming (2009).</li>
</ol>

Podczas cewnikowania serca obfite krwawienie może doprowadzić do zwiększenia częstotliwości akcji serca w wyniku hipowolemii. W takim przypadku podanie doprzewnowolne sterylnej soli fizjologicznej (0,3 1,0 mL) może znormalizować ciśnienie napełniania i zmniejszyć stres hemodynamiczny u myszy.
Ekspozycja na izofluran trwająca dłużej niż 2 godziny lub zastosowanie wyższych stężeń izofluranu (&gt;2 %) może doprowadzić do upośledzenia funkcji serca i układu oddechowego u myszy. Dlatego zaleca się...

programowana stymulacja elektryczna u myszy

Programmed Electrical Stimulation in Mice

Myszy modyfikowane genetycznie stały się preferowanym modelem zwierzęcym do badania mechanizmów molekularnych leżących u podłoża zaburzeń przewodzenia, arytmii przedsionkowych i komorowych oraz nagłego zgonu sercowego.1Badania nad stymulacją wewnątrzsercową u myszy można przeprowadzić przy użyciu cewnika ośmiobiegunowego o rozmiarze 1,1F, wprowadzonego do żyły szyjnej i przesuniętego do prawego przedsionka oraz komory. W niniejszym materiale przedstawiamy etapy przeprowadzania programowej stymulacji elektrycznej u myszy. Powierzchniowe EKG oraz wewnątrzsercowe elektrogramy są rejestrowane jednocześnie w przedsionkach, w węźle przedsionkowo-komorowym oraz w mięśniu komór, podczas gdy stymulacja wewnątrzsercowa przedsionka jest wykonywana za pomocą zewnętrznego stymulatora. W ten sposób programowa stymulacja elektryczna u myszy stwarza unikalne możliwości badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw zaburzeń przewodzenia i arytmii serca.

Programowa stymulacja elektryczna umożliwia określenie właściwości przewodzenia w sercu oraz indukcję i terminację arytmii serca przy użyciu różnych protokołów stymulacji. Przy użyciu cewnika przezżylnego można uzyskać zapisy elektrogramów wewnątrzsercowych u myszy po zastosowaniu protokołów programowej stymulacji elektrycznej w celu zidentyfikowania podłoży arytmogennych.

Programowana stymulacja elektryczna u myszy

Genetycznie zmodyfikowane myszy stały się preferowanym modelem zwierzęcym do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw zaburzeń przewodzenia, atrialnych i...

Zanurzoną w narkozie mysz przymocowuje się taśmą do podgrzewanej platformy w pozycji na plecach. Wydziela się prawą żyłę szyjną i podwiązuje jej koniec proksymalny. Do żyły wprowadza się cewnik OC Apolar 1.1 French, a następnie przesuwa go do prawego przedsionka i prawej komory serca.Na koniec dystalny koniec żyły zostaje podwiązany, aby zabezpieczyć położenie cewnika i zapobiec krwawieniu. Cześć, nazywam się Naali i pracuję w laboratorium dr. Zvera w Katedrze Fizjologii Molekularnej i Biofizyki w Baylor College of Medicine. Dzisiaj przedstawimy procedurę programowania stymulacji elektrycznej u myszy.W naszym laboratorium stosujemy tę procedurę do badania arytmii indukowanych u myszy. Przejdźmy zatem do pracy. Przed operacją kanulacji i wprowadzenia cewnika, użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić futro znieczulonej myszy od linii szyi do poziomu środka klatki piersiowej.Zdezynfekuj pole operacyjne 10% roztworem povidonu jodowego. Umieść mysz w pozycji na plecach i przytwierdź jej kończyny taśmą do elektrod EKG firmy ECG Electrodes Incorporated. W przypadku deski grzewczej zalecamy system zawierający sondę temperatury rektalnej podłączoną do maty grzewczej sterowanej przez system analizatora termicznego, tak aby temperatura ciała była utrzymywana na poziomie 37 ± 1 °C.Po potwierdzeniu za pomocą odcisku palca, że mysz jest całkowicie znieczulona, wykonaj nacięcie o długości pół cala na prawo od linii środkowej, z końcem dystalnym na poziomie obojczyka. Oddziel tkankę podskórną, ślinianki oraz tkanki limfatyczne za pomocą rozwarstwiania tępego. Aby uwidocznić prawą żyłę szyjną, zwiąż proksymalny koniec żyły szwem 6-0.Umieść kolejny szew pod żyłą na końcu dystalnym widocznego segmentu. Następnie rozpocznij komputerową akwizycję danych w celu zapisu powierzchniowego EKG. Podłącz cewnik do zewnętrznego stymulatora w trybie rejestracji.Następnie, używając mikronozyciórek, wykonaj niewielkie nacięcie w kierunku podłużnym żyły, delikatnie pociągając za szew proksymalny. Aby pomóc w utrzymaniu żyły w linii prostej, wprowadź cewnik do wyciągania 1,1 French Octo przez żyłę do prawego przedsionka i komory. Prawidłowe położenie cewnika weryfikuje się poprzez wizualizację kształtów fal czterech wewnątrzsercowych elektrogramów na poziomie wierzchołka prawej komory, podstawy prawej komory, węzła przedsionkowo-komorowego oraz prawego przedsionka; na koniec zawiąż szew dystalny, aby zabezpieczyć położenie cewnika i zapobiec ewentualnemu krwawieniu podczas stymulacji przedsionka.Para elektrod umieszczona w przedsionku zostaje przełączona z trybu rejestracji na tryb stymulacji, podczas gdy pozostałe pary elektrod pozostają w trybie rejestracji. Aby ustalić, czy mysz wykazuje zwiększoną podatność na arytmie przedsionkowe, przeprowadza się programowaną stymulację elektryczną prawego przedsionka. W pierwszej kolejności określa się próg stymulacji przedsionka, stosując impulsy prądu o czasie trwania co najmniej 52 millisecond przy różnych podstawowych długościach cyklu (BCL), aby sprawdzić spójność przechwytywania bodźca.BCL początkowego pociągu impulsów jest nieco niższy od wewnętrznego BCL i zostaje zmniejszony o 10 milisekund. Typowa amplituda prądu wymagana do wychwytu bodźca wynosi od 100 do 200 mikroamperów. Po zastosowaniu 15-sekundowego pociągu stymulacji przedsionkowej przy BC wynoszącym 100 milisekund, należy zmierzyć czas powrotu węzła zatokowego lub SNRT, który definiuje się jako odstęp między ostatnim bodźcem w pociągu stymulacji a początkiem pierwszego spontanicznego skurczu zatokowego.Aby określić skuteczny okres refrakcji przedsionków (A ERP), należy zastosować serię pociągów stymulacji przedsionkowej przy stałym BCLS z jednym bodźcem i krótszym bodźcem przedwczesnym S dwa. Odstęp S jeden do S dwa jest stopniowo zmniejszany o 2 ms w każdym pociągu stymulacji, od 70 ms do 20 ms, z okresem regeneracji wynoszącym co najmniej 30 s pomiędzy każdym protokołem stymulacji. A ERP definiuje się jako najdłuższy odstęp sprzężenia S jeden do S dwa dla przedsionków, które nie wygenerowały propagowanego skurczu po bodźcu S dwa.Podobne zastosowanie pociągów stymulacji przedsionkowej i bodźców przedwczesnych jest wykorzystywane do wyznaczenia efektywnego okresu refrakcji węzła przedsionkowo-komorowego AV NERP. AV NERP definiuje się jako najdłuższy odstęp sprzężenia S1-S2, przy którym stymulacja przedwczesna dostarczona do przedsionka wywołuje potencjał hissa, ale nie wywołuje kompleksu QRS. Indukowalność arytmii przedsionkowych, w tym migotania przedsionków, może być badana za pomocą protokołu stymulacji seryjnej (burst pacing), w którym stosuje się serię dwusekundowych serii impulsów.Pierwsze dwa dwusekundowe serie mają długość cyklu (CL) wynoszącą 40 ms, a każda kolejna dwusekundowa seria ma CL krótszy o 2 ms od serii poprzedniej, aż do osiągnięcia końcowego CL wynoszącego 20 ms. Po zakończeniu wszystkich protokołów stymulacji akwizycja danych zostaje zatrzymana. W przypadku końcowych badań EP węzeł jest delikatnie poluzowany, aby uwolnić cewnik.Poniżej przedstawiamy reprezentatywne zapisy EKG powierzchniowego oraz elektrogramów wewnątrzsercowych u myszy. To EKG powierzchniowe wykazuje regularny rytm zatokowy z częstotliwością około 540 uderzeń na minutę. Kolejne cztery elektrogramy przedstawiają bipolarną rejestrację elektrogramów wewnątrzsercowych na poziomie prawego przedsionka.Węzeł przedsionkowo-komorowy, podstawa prawej komory oraz wierzchołek prawej komory. Fala a w zapisie elektrogramu wewnątrzsercowego na poziomie prawego przedsionka odpowiada załbie P w powierzchniowym EKG. Fala V w elektrogramie komorowym odpowiada zespołowi QRS w powierzchniowym EKG.Następnie przedstawiamy reprezentatywne powierzchniowe zapisy CCG oraz elektrogramy wewnątrzsercowe u myszy, u której rozwinęła się migotanie przedsionków po zastosowaniu powierzchniowej stymulacji seryjnej przedsionków. W zapisie CCG odstęp RR jest nieregularny i nie występują wyraźne załamki P. Z kolei elektrogram przedsionkowy wykazuje szybkie, nieregularne sygnały przedsionkowe, co jest zgodne z obrazem migotania przedsionków.Elektrogram komorowy ma niższą częstotliwość, zbliżoną do odstępów RR w odprowadzeniach powierzchniowych. Właśnie pokazaliśmy, jak zaprogramować stymulację elektryczną u myszy; wykonując tę procedurę, należy pamiętać o unikaniu rozległych krwawień oraz utrzymaniu temperatury ciała w normalnym zakresie od 36 do 37 °C. Ponadto należy dążyć do zminimalizowania narażenia na isofluran, ponieważ ekspozycja na ten środek trwająca dłużej niż dwie godziny lub zastosowanie wyższego stężenia może doprowadzić do upośledzenia funkcji serca i układu oddechowego u myszy.W związku z tym zalecamy, aby wszystkie rozpoczęte procedury zostały ukończone w ciągu dwóch godzin. To wszystko. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

programmed-electrical-stimulation-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Zaprogramowana stymulacja elektryczna u myszy

Opisano mysi model przezskórnej elektrycznej stymulacji nerwowo-mięśniowej (NMES), bezpiecznej i niedrogiej metody klinicznej, zastosowany do mięśni przedziału przedniego. Model ten ma tę zaletę, że wykorzystuje zmodyfikowane, powszechnie dostępne urządzenie kliniczne w celu wywołania ukierunkowanych i specyficznych skurczów mięśni u myszy.

Mysi model treningu mięśniowego za pomocą neuromuskularnej stymulacji elektrycznej

Źródło: Zhao, Z. i wsp. Inwazyjna metoda aktywacji zakrętu zębatego myszy poprzez stymulację o wysokiej częstotliwości. J. Vis. Exp. (2018)Ten film demonstruje protokół dostarczania głębokiej stymulacji mózgu o wysokiej częstotliwości do zakrętu zębatego hipokampa myszy, szczegółowo opisując jego wpływ na aktywację neuronów, plastyczność synaptyczną i neurogenezę.

Stymulacja o wysokiej częstotliwości w celu zwiększenia aktywacji neuronów i neurogenezy w zakręcie zębatym myszy

Ten film demonstruje protokół modulacji oscylacji theta w genetycznie zmodyfikowanym modelu myszy z światłoczułymi kanałami jonowymi w neuronach przegrody przyśrodkowej GABA-ergiczne. Dostarczając impulsy świetlne do hipokampa, protokół ma na celu synchronizację aktywności neuronalnej i generowanie oscylacji theta, które są rejestrowane jako lokalne potencjały pola.

Selektywna manipulacja oscylacjami theta w modelu mysim

Transgeniczne i nokautujące mysie modele chorób neurologicznych są przydatne do badania roli genów w prawidłowej i nieprawidłowej neurofizjologii. W artykule opisano metodologie, które można wykorzystać do badania długotrwałego wzmocnienia, mechanizmu komórkowego, który może leżeć u podstaw uczenia się i pamięci, w transgenicznych i nokautujących, swobodnie zachowujących się mysich modelach neuropatologii.

Długotrwałe nasilenie synapsy zakrętu perforacyjnego i zębatego u swobodnie zachowujących się myszy

Optogenetyka stała się potężnym narzędziem do wykorzystania w eksperymentach neuronauki behawioralnej. Protokół ten oferuje przewodnik krok po kroku po projektowaniu i konfiguracji systemów laserowych oraz zapewnia pełny protokół przeprowadzania wielokrotnych i jednoczesnych stymulacji optogenetycznych in vivo zgodnych z większością paradygmatów testów behawioralnych gryzoni.

In vivo (in vivo) Stymulacja optogenetyczna ośrodkowego układu nerwowego gryzoni

Pomiar przewodnictwa nerwowego jest użytecznym narzędziem do oceny mysich modeli neurodegeneracji, ale często jest stosowany tylko do stymulacji nerwu kulszowego w kończynach tylnych. W tym miejscu opisujemy technikę pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) in vivo w mięśniach kończyn przednich myszy unerwionych przez splot ramienny.

In vivo (in vivo) Elektrofizjologiczny pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych

Ten protokół pokazuje, jak skonfigurować niezawodną metodę HFS u myszy. Neurony w zakręcie zębatym hipokampa są stymulowane elektrycznie przez HFS bezpośrednio i pośrednio in vivo. Aktywność neuronalną i sygnalizację molekularną bada się odpowiednio za pomocą barwienia immunofluorescencyjnego c-fos i Notch1; Neurogenezę określa się ilościowo za pomocą testu znakowania bromodeoksyurydyny.

Inwazyjna metoda aktywacji zakrętu zębatego myszy poprzez stymulację o wysokiej częstotliwości

Tutaj prezentujemy dwa łatwe do naśladowania protokoły krok po kroku dla paradygmatów preferencji miejsca z wykorzystaniem optogenetyki u myszy. Korzystając z tych dwóch różnych konfiguracji, zachowania związane z preferencjami i unikaniem mogą być solidnie oceniane w ramach tego samego aparatu z wysoką selektywnością przestrzenną i czasową oraz w prosty sposób.

Dwa różne paradygmaty preferencji miejsca w czasie rzeczywistym wykorzystujące optogenetykę w brzusznym obszarze nakrywki myszy

Dzięki optogenetycznej manipulacji określonych populacji neuronów lub obszarów mózgu, zachowanie może być modyfikowane z wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną u swobodnie poruszających się zwierząt. Stosując różne narzędzia optogenetyczne w połączeniu z przewlekle wszczepionymi światłowodami, można przeprowadzić różnorodne modulacje neuronalne i testy behawioralne.

Optogenetyczna manipulacja aktywnością neuronalną w celu modulacji zachowania u swobodnie poruszających się myszy

Ciało migdałowate odgrywa kluczową rolę w padaczce skroniowej, która wywodzi się z tej struktury i z niej się rozprzestrzenia. Ten artykuł zawiera szczegółowy opis wytwarzania głębokich elektrod mózgowych z funkcjami zarówno rejestrującymi, jak i stymulującymi. Wprowadza model padaczki przyśrodkowego płata skroniowego wywodzącej się z ciała migdałowatego.

Użycie elektrody bipolarnej do stworzenia mysiego modelu padaczki skroniowej poprzez elektryczne rozppalenie ciała migdałowatego

Opisujemy protokół oceny krzywych dawka-odpowiedź dla stymulacji pozaczaszkowej pod względem pomiarów pola elektrycznego mózgu i odpowiedniego biomarkera przepływu krwi w mózgu. Ponieważ protokół ten obejmuje inwazyjne umieszczenie elektrod w mózgu, potrzebne jest znieczulenie ogólne, w którym preferowane jest spontaniczne oddychanie, a nie kontrolowane oddychanie.

Umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy

Poznaj zaprogramowaną stymulację elektryczną u myszy do badania właściwości przewodzenia serca i indukowania arytmii. Ta metoda umożliwia identyfikację podłoża arytmogennego poprzez rejestrację elektrogramów wewnątrzsercowych.

Programowana stymulacja elektryczna u myszy

Przeglądaj więcej filmów