Zaprogramowana stymulacja elektryczna u myszy
26 maja 2010
Zaprogramowana stymulacja elektryczna daje możliwość określania właściwości przewodnictwa serca oraz możliwość wywoływania i przerywania zaburzeń rytmu serca przy użyciu różnych protokołów stymulacji. Za pomocą cewnika przezżylnego można uzyskać zapisy elektrogramu wewnątrzsercowego u myszy zgodnie z zaprogramowanymi protokołami stymulacji elektrycznej w celu identyfikacji substratów arytmogennych.
Znieczulona mysz jest przyklejona do płyty grzewczej w pozycji leżącej. Prawa żyła szyjna jest oddzielana, a bliższy koniec żyły jest wiązany. Do żyły wprowadza się cewnik apolarny 1,1 French OC, a następnie cewnik jest wprowadzany do prawego przedsionka i prawej komory.
Na koniec dystalny koniec żyły jest wiązany, aby zabezpieczyć pozycję cewnika i zapobiec krwawieniu. Cześć, jestem Naali i pracuję w laboratorium doktora Zvera na Wydziale Fizjologii Molekularnej i Biofizyki w Baylor College of Medicine. Dzisiaj pokażemy Ci procedurę programowania stymulacji elektrycznej u myszy.
Używamy tej procedury w naszym laboratorium do badania indukowalnych arytmii u myszy. Więc zacznijmy. Przed zabiegiem kaniulacji i wprowadzenia cewnika użyj maszynki do strzyżenia włosów, aby zgolić sierść znieczulonej myszy od linii szyi do połowy klatki piersiowej.
Zdezynfekuj obszar operacyjny 10% jodowidonem. Umieść mysz w pozycji leżącej na plecach i przyklej jej kończyny do elektrod EKG Incorporated. W tablicy grzewczej zalecamy system, który zawiera sondę temperatury doodbytniczą podłączoną do poduszki grzewczej sterowanej przez system analizatora termicznego, tak aby temperatura ciała była utrzymywana na poziomie 37 plus minus jeden stopień Celsjusza.
Po potwierdzeniu przez uszczypnięcie holownicze, że mysz jest w pełni znieczulona, wykonaj półcalowe nacięcie po prawej stronie linii środkowej z końcem kodalnym na poziomie obojczyka. Oddziel tkankę podskórną, gruczoły ślinowe i tkanki limfatyczne przez rozwarstwienie. Aby uwidocznić prawą żyłę szyjną, zawiąż bliższy koniec żyły sześcioma szwami.
Umieść kolejny szew pod żyłą na dystalnym końcu wizualizowanego segmentu. Teraz rozpocznij komputerową akwizycję danych, aby zarejestrować powierzchniowe EKG. Podłączyć cewnik do zewnętrznego stymulatora w trybie nagrywania.
Następnie za pomocą mikronożyczek wykonaj małe nacięcie w kierunku podłużnym żyły, delikatnie pociągając za szew proksymalny. Aby utrzymać żyłę prosto, wsuń cewnik 1,1 French Octo puller przez żyłę do prawego przedsionka i komory. Prawidłowe położenie cewnika jest weryfikowane poprzez wizualizację przebiegów czterech elektrogramów wewnątrzsercowych na poziomie wierzchołka prawej komory, podstawy prawej komory, węzła komorowego przedsionka i prawego przedsionka, ostatecznie zawiązać szew dystalny w celu zabezpieczenia pozycji cewnika i zapobieżenia ewentualnemu krwawieniu z pobudki przedsionkowej.
Para elektrod znajdująca się wewnątrz przedsionka jest przełączana z trybu nagrywania na tryb stymulacji, podczas gdy pozostałe pary elektrod pozostają w trybie nagrywania. Aby określić, czy mysz ma zwiększoną podatność na arytmie przedsionków, wykonuje się zaprogramowaną stymulację elektryczną prawego przedsionka. Najpierw określ próg stymulacji przedsionków, stosując co najmniej 52-milisekundowe impulsy prądowe o różnych długościach cyklu podstawowego lub BCL, aby przetestować spójność wychwytywania bodźca.
BCL początkowego ciągu impulsów jest nieco niższy niż wewnętrzny BCL i zmniejsza się o 10 milisekund. Typowa amplituda prądu wymagana do wychwytywania bodźca wynosi od 100 do 200 mikroamperów. Po zastosowaniu 15-sekundowego ciągu stymulacji przedsionków przy BC wynoszącym 100 milisekund, zmierz czas regeneracji węzła zatokowego lub SNRT, który definiuje się jako odstęp czasu między ostatnim bodźcem w pociągu stymulacji a początkiem pierwszego spontanicznego uderzenia zatokowego.
Aby określić efektywny okres refrakcji przedsionków lub ERP, należy zastosować serię ciągów stymulacji przedsionków przy stałym BCLS, jeden z kilkoma krótszymi bodźcami przedwczesnymi, S dwa. Interwał S od jednego do S dwa jest stopniowo zmniejszany o dwie milisekundy w każdym pociągu stymulacji z 70 milisekund do 20 milisekund z okresem regeneracji wynoszącym co najmniej 30 sekund między każdym protokołem stymulacji. ERP A definiuje się jako najdłuższy interwał sprzężenia S jeden do S dwa dla przedsionków, które nie wygenerowały propagowanego dudnienia z S dwa.
Podobne zastosowanie ciągów stymulacji przedsionkowej i bodźców przedwczesnych stosuje się do określenia efektywnego okresu refrakcji AV węzła komorowego przedsionkowego NERP. AV NERP definiuje się jako najdłuższy interwał sprzężenia S jeden do S dwóch, w którym po przedwczesnej stymulacji dostarczonej do przedsionka następuje potencjał syczenia, ale nie zespół QRS. Indukowalność arytmii przedsionkowych, w tym migotania przedsionków, można badać przy użyciu protokołu stymulacji impulsów, w którym stosuje się serię dwusekundowych impulsów.
Pierwsza dwusekundowa seria ma długość cyklu lub CL wynoszącą 40 milisekund, a każda kolejna dwusekundowa seria ma CL o dwie milisekundy krótszą niż poprzednia seria, aż do ostatniej CL wynoszącej 20 milisekund. Po zakończeniu wszystkich protokołów stymulacji akwizycja danych zostanie zatrzymana. W przypadku badań z końcówką EP węzeł jest delikatnie rozluźniany, aby uwolnić cewnik.
Tutaj pokazujemy kilka reprezentatywnych powierzchniowych EKG i elektrogramów wewnątrzsercowych u myszy. To powierzchniowe EKG pokazuje regularny rytm zatokowy z częstotliwością około 540 uderzeń na minutę. Te kolejne cztery elektrogramy pokazują bipolarne zapisy elektrogramu wewnątrzsercowego na poziomie prawego przedsionka.
Węzeł komorowy przedsionkowy, podstawa prawej komory i wierzchołek prawej komory. Fala wewnątrzsercowa w zapisie elektrogramu na poziomie prawego przedsionka odpowiada fali P na powierzchni. Branża CCG. Załamek V na elektrogramie komorowym odpowiada załamkowi QRS na powierzchni CCG.
Następnie pokazujemy reprezentatywne powierzchniowe elektrogramy CCG i elektrogramy wewnątrzsercowe oraz mysz, u której wystąpiło migotanie przedsionków po pęknięciu przedsionków na powierzchni. CCG, interwał RR jest nieregularny i nie ma pozornych załamków P. Z drugiej strony elektrogram przedsionkowy ujawnia szybkie sygnały przedsionkowe, które są nieregularne, co jest zgodne z migotaniem przedsionków.
Elektrogram komorowy ma wolniejszą częstotliwość, podobną do powierzchniowych interwałów RR. Właśnie pokazaliśmy, jak wykonać program stymulacji elektrycznej u myszy, wykonując tę procedurę, ważne jest, aby pamiętać, aby uniknąć rozległego krwawienia i utrzymać temperaturę ciała w normalnym zakresie od 36 do 37 stopni. Ponadto należy starać się zminimalizować narażenie na Asof Florin, ponieważ ekspozycja na działanie leku o działaniu dłuższym niż dwie godziny na wyższe stężenie może zahamować czynność serca i układu oddechowego u myszy.
Dlatego zalecamy, aby wszystko zaczęło się komplikować w ciągu dwóch godzin. Więc to wszystko. Dziękuję za oglądanie i życzę powodzenia w eksperymentach.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Ten artykuł przedstawia procedurę programowanej stymulacji elektrycznej u myszy, umożliwiającą ocenę właściwości przewodnictwa sercowego i wywoływanie arytmii. Zastosowanie cewnika przez żyłę pozwala na zapisy elektrogramów wewnątrzsercowych w celu zidentyfikowania podłoża arytmogecznego.
Kluczowe komponenty badania
Obszar nauki
- Elektrofizjologia serca
- Badania nad arytmią
- Modele na myszach
Tło
- Programowana stymulacja elektryczna to technika stosowana do oceny przewodnictwa serca.
- Może pomóc w zrozumieniu mechanizmów leżących u podstaw arytmii serca.
- Zapisy elektrogramów wewnątrzsercowych dostarczają cennych danych do badań.
- Ta metoda jest szczególnie przydatna w badaniach przedklinicznych z wykorzystaniem modeli na myszach.
Cel badania
- Aby przedstawić procedurę programowanej stymulacji elektrycznej u myszy.
- Aby zidentyfikować podłoże arytmogenne za pomocą zapisów elektrogramów.
- Aby zwiększyć zrozumienie właściwości przewodnictwa sercowego.
Stosowane metody
- Zanestetezowana mysz jest umieszczana na podgrzewanym podłożu.
- Dostęp do prawej żyły szyjnej i przygotowanie jej do wprowadzenia cewnika.
- Wprowadzanie cewnika 1.1 French OC Apolar do żyły i jego przesunięcie do serca.
- Zapisy elektrogramów są uzyskiwane zgodnie z protokołami programowanej stymulacji elektrycznej.
Główne wyniki
- Udane umieszczenie cewnika w prawym przedsionku i komorze.
- Zapisy elektrogramów ujawniają właściwości przewodnictwa serca.
- Arytmie można wywołać i zakończyć za pomocą protokołów stymulacji.
- Identyfikacja podłoża arytmogennego jest osiągalna za pomocą tej metody.
Wnioski
- Programowana stymulacja elektryczna jest skuteczną metodą badania funkcji serca u myszy.
- Ta technika pomaga w zrozumieniu arytmii i leżących u jej podstaw mechanizmów.
- Przyszłe badania mogą budować na tych odkryciach, aby zbadać interwencje terapeutyczne.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Programmed electrical stimulation in genetically modified mice enables precise interrogation of cardiac conduction and arrhythmia mechanisms at the preclinical stage. This approach provides high-resolution, quantitative data on electrophysiological properties, supporting mechanistic de-risking and target validation for cardiac drug discovery portfolios. Its integration into early discovery workflows enhances predictive confidence for arrhythmia liability and therapeutic hypothesis testing.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables functional validation of molecular targets implicated in cardiac conduction and arrhythmias.
- Supports mechanistic de-risking by quantifying inducibility and recovery parameters in disease-relevant models.
- Facilitates portfolio triage by providing robust, reproducible electrophysiological endpoints.
Screening & Assay Development
- Establishes validated in vivo systems for downstream compound screening targeting cardiac electrophysiology.
- Delivers standardized, quantitative outputs such as sinus node recovery time and refractory periods.
- Enables reproducible assessment of arrhythmia susceptibility for compound evaluation.
Translational & Preclinical Research
- Aligns preclinical models with human arrhythmia phenotypes for translational biomarker development.
- Provides continuity from molecular discovery to in vivo validation of cardiac safety and efficacy.
- Supports risk-adjusted advancement decisions by quantifying arrhythmogenic potential in vivo.
Pipeline & Workflow Integration
Programmed electrical stimulation in mice bridges early discovery and preclinical validation, informing lead identification and safety assessment for cardiac programs.
- Discovery Biology: Quantifies conduction and arrhythmia phenotypes to test therapeutic hypotheses and clarify mechanistic pathways.
- Screening: Provides reproducible, quantitative readouts for arrhythmia risk and conduction parameters.
- Analytics: Enables statistical comparison of pacing thresholds, refractory periods, and arrhythmia inducibility across genotypes or treatments.
- Translational Research: Aligns in vivo findings with clinical arrhythmia endpoints for biomarker and safety translation.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable, standardized platform for cardiac electrophysiology studies across multiple programs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in cardiac target validation.
- Operational Value: Delivers standardized, scalable, and reproducible in vivo electrophysiology workflows.
- Strategic Value: Improves go/no-go decisions and capital efficiency by de-risking cardiac liabilities early.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of cardiac assets and supports cross-program comparability.
Implementation Considerations
- Requires expertise in small animal surgery and cardiac electrophysiology.
- Needs specialized instrumentation for intracardiac pacing and electrogram acquisition.
- Demands rigorous cross-team standardization of protocols and data analysis.
- Adaptation may be needed for different mouse strains or genetic backgrounds.
- Procedural duration and anesthesia exposure must be carefully managed to avoid confounding effects.
