Summary
该协议描述了如何使用TIRF显微镜来跟踪单个离子通道并确定它们在支持的脂质膜中的活性，从而定义侧向膜运动和通道功能之间的相互作用。它描述了如何制备膜、记录数据并分析结果。
Abstract
高分辨率成像技术表明，许多离子通道不是静态的，而是受到高度动态过程的影响，包括孔形成和辅助亚基的瞬时结合、横向扩散以及与其他蛋白质的聚集。然而，对横向扩散与功能之间的关系知之甚少。为了解决这个问题，我们描述了如何使用全内反射荧光（TIRF）显微镜监测和关联支持的脂质膜中单个通道的横向移动性和活性。膜使用液滴界面双层（DIB）技术在超薄水凝胶基板上制造。与其他类型的模型膜相比，这些膜具有机械坚固的优点，适用于高灵敏度的分析技术。该协议通过观察靠近膜的Ca 2 +敏感染料的荧光发射来测量通过单通道的Ca2 +离子通量。与经典的单分子示踪方法相比，不需要荧光融合蛋白或标记物，这些蛋白或标记物会干扰膜中的横向运动和功能。与蛋白质构象变化相关的离子通量的可能变化仅是由于蛋白质在膜中的横向运动。使用线粒体蛋白易位通道TOM-CC和细菌通道OmpF显示代表性结果。与OmpF相反，TOM-CC的门控对分子约束和横向扩散的性质非常敏感。因此，支持的液滴界面双层是表征横向扩散与离子通道功能之间联系的有力工具。
Introduction
本协议旨在描述如何研究聚合物支持的液滴界面双层（DIB）膜中膜蛋白的膜迁移率和离子通道通透性之间的相关性1，2，3。
目前的技术补充了一系列令人印象深刻的先进光学和表面分析工具，如单粒子跟踪4，5，荧光相关光谱6，7和高速原子力显微镜8，9，10。这些为影响基于膜的反应的膜的动态组成和结构提供了宝贵的见解11，12，13。虽然蛋白质的运动和横向扩散取决于膜中蛋白质的局部密度，但单个蛋白质分子也可以被困在脂筏14和蛋白质-蛋白质相互作用15，16中。根据从膜突出到细胞外环境或细胞质中的蛋白质结构域，蛋白质迁移率可以从高度移动到完全不动不动不等。然而，由于膜及其外围结构的复杂性，通常很难破译横向移动性的性质与蛋白质功能之间的相互作用17。
DIB膜已被证明是膜蛋白18，19，20，21，22的生物物理单分子分析的有效平台。它们通过水滴与脂质/油相中的水凝胶支撑底物接触而通过脂质自组装而形成。与常用的负载脂质双层（SLB）1，23，24，25类似，当用合适的配体17官能化时，DIB允许通过将蛋白质暂时或永久结合到聚合物基质来局部调节横向迁移率。后者可以作为具有异质蛋白质分布的细胞膜中生化过程的模型系统10。
这里描述的实验方法依赖于Ca 2+敏感染料的荧光，使用TIRF显微镜测量通过靠近膜2，22的各个通道的Ca2+离子通量。这种光学方法将样品的照明限制在靠近膜的距离内，由于倏逝激发光的物理性质，这导致荧光背景显着降低。如果检测单个分子需要高空间和时间分辨率，后者是先决条件。与经典的电生理方法26，27相比，不需要膜电压来研究通过单个通道的离子通量。此外，该方法不需要用荧光染料或分子标记，这些染料或分子可能会干扰膜中通道的横向移动。
该方法对于在不使用经典电生理学的情况下在单分子水平上研究嵌入膜中的蛋白质通道特别有用。使用来自神经孢子虫28，29，30 的线粒体蛋白传导通道 TOM-CC 和 OmpF，其支持小亲水分子在大肠杆菌17，31 外膜上的扩散，我们说明了如何研究和关联两种蛋白质的膜迁移率和通道活性。我们建议这种方法虽然针对TOM-CC和OmpF进行了优化，但可以很容易地应用于其他蛋白质通道。
Protocol
1. 蛋白质生产
注意：本节描述了从缺乏LamB和OmpC的大肠杆菌中分离OmpF的程序，以及从神经孢子虫中分离OmpF的过程（图1）28，29。后者需要从含有 6xHis 标记形式的 TOM 亚基 Tom22 的 N. crassa 菌株 28 中分离线粒体（图 1A），可以如描述28 所述进行分离。以下方案通常产生 1-2 毫克克拉萨猪笼草 TOM-CC 和 10 毫克大肠杆菌 OmpF。如果要调整量，必须精确保持蛋白质/洗涤剂的比例。除非另有说明，否则所有步骤应在4°C下进行。
- TOM核心复合物的分离
- 根据Bausewein等人30的说法，在20mM Tris-HCl（pH 8.5），1%（w / v）DDM，20%（v / v）甘油，300mM NaCl，20mM咪唑和1mM苯甲基磺酰氟（PMSF）中以10mg / mL的蛋白质浓度溶解通过从约1.5kg（湿重）菌丝中差异沉降获得的纯化N. crassa线粒体（2g蛋白质）在4°C下30分钟。
注意：PMSF有毒。穿戴适当的个人防护装备。 - 将溶解的线粒体转移到超速离心管中，并通过在4°C下以130，000× g 超速离心40分钟并用标准级滤纸过滤，将未溶解的膜与溶解的膜蛋白分离。
- 使用自动蛋白质纯化系统将预包装的Ni-NTA色谱柱（体积为5 mL）与约5柱体积（CV）的缓冲液A1（表1）平衡。在所有步骤中以1 mL/min的恒定流速运行Ni-NTA色谱柱。如果从少于 2 g 的线粒体中分离出蛋白质，请使用体积较低的色谱柱 （1 mL）。
- 将溶解的蛋白质样品以1 mL/min的流速加载到Ni-NTA色谱柱上。
- 用5 CV的缓冲液A1洗涤Ni-NTA柱（表1）以去除未结合的蛋白质。
- 用30%缓冲液A2洗脱His标记的TOM-CC（表1;300 mM咪唑），并收集280 nm色谱图中出现的蛋白质峰（图1B）。
- 为了进一步纯化TOM-CC，使用自动蛋白质纯化系统将预填充的阴离子交换柱（1 mL）与缓冲液B1、B2和B1各5 CV（表1）平衡。在所有步骤中以 1 mL/min 的恒定流速运行阴离子交换柱。
- 将TOM-CC峰级分（步骤1.1.6）加载到阴离子交换柱上（流速为1 mL/min）。
- 通过用5 CV缓冲液B1（表1）和0%-20%缓冲液B2的线性盐梯度洗涤色谱柱（表1）来除去未结合的蛋白质。
- 用20%-35%缓冲液B2的线性盐梯度洗脱TOM-CC，并收集280 nm色谱图中出现的蛋白质峰级分（图1C）。
- 根据制造商的方案，通过SDS-PAGE（图1D）评估样品纯度，并使用市售蛋白质测定法确定蛋白质浓度（参见 材料表）。
- 将蛋白质样品冷冻在液氮中，并将其储存在-80°C直至进一步使用。
注意：液氮应在通风良好的地方处理。穿戴适当的个人防护装备。
- 根据Bausewein等人30的说法，在20mM Tris-HCl（pH 8.5），1%（w / v）DDM，20%（v / v）甘油，300mM NaCl，20mM咪唑和1mM苯甲基磺酰氟（PMSF）中以10mg / mL的蛋白质浓度溶解通过从约1.5kg（湿重）菌丝中差异沉降获得的纯化N. crassa线粒体（2g蛋白质）在4°C下30分钟。
- OmpF 的分离
- 在无菌条件下从冷冻甘油原液中回收缺乏LamB和OmpC32的大肠杆菌菌株BE BL21（DE3）omp6，并划线到Luria-Bertani（LB）琼脂平板上（表2）。为此，逐渐将样品均匀地铺在整个板上。
- 让样品浸泡在琼脂中5分钟，然后倒置板盖上盖子并在37°C孵育过夜。
- 选择一个 单一的大肠杆菌 菌落，使用无菌牙签用该菌落接种7.5mL LB培养基（表2），并在37°C下搅拌（170rpm）生长过夜（14小时）。
- 用无菌移液器将2 x 1 mL 大肠杆菌 细胞转移到2 x 500 mL的LB培养基中（表2），并在摇床中搅拌（~170rpm）在37°C下生长过夜（~14小时）。
- 通过在4°C下以5，000× g 离心20分钟收获细胞，将沉淀冷冻在液氮中，并储存在-80°C直至进一步使用。
注意：细胞沉淀的湿重通常为每1升培养物5g。此时，协议可以暂停。 - 解冻细胞（2 g）并将其重悬于20 mL裂解缓冲液C1（表2）中，并根据制造商的说明，在1，000 psi下将悬浮液通过预冷（4°C）高压细胞破碎系统三次，最大样品体积为35 mL。
注意：使用法国压力机可能会导致严重伤害。切勿超过所用电池的压力限制。穿戴适当的个人防护装备。 - 通过以4，000× g 离心15分钟从裂解物中除去未破碎的细胞，并收集上清液。
- 通过以100，000× g 超速离心1小时来收集膜。
- 将膜沉淀重悬于10 mL缓冲液C2中（表2），并使用滚珠玻璃均质器与等体积的SDS缓冲液C3（表2）混合。
注意：缓冲液C3中的β-巯基乙醇是有毒的。遵守所有相关安全法规。 - 将悬浮液在50°C的水浴中孵育30分钟。
- 将样品在20°C下以100，000× g 离心1小时。
- 使用滚珠玻璃均质器将膜沉淀重悬于10mL SDS缓冲液C4（表2）中，并将悬浮液在37°C的水浴中孵育30分钟。
注意：如果沉淀无法重悬，请添加更多SDS缓冲液C4，直至体积为20 mL。 - 将样品在20°C下以100，000× g 离心30分钟，并收集上清液。
- 将上清液与辛基聚氧乙烯（辛基POE）混合至最终洗涤剂浓度为0.5%（w / v），并将样品在4°C下与缓冲液C5（表2）透析两次24小时。为此，根据制造商的说明，使用切断为20 kDa的透析管，并将样品放入透析管或设备中。
注意：如果透析具有其他分子量的蛋白质，则需要调整透析管的切断。 - 根据制造商的方案（材料表），通过SDS-PAGE评估样品纯度，并使用市售蛋白质测定法确定蛋白质浓度。
注意：加热至95°C的样品显示单体OmpF。未加热的样品显示三聚体形式的OmpF（图1F）。 - 在液氮中等分试样的电冻透析OmpF，并储存在-20°C直至进一步使用。
注意：液氮应在通风良好的地方处理。穿戴适当的个人防护装备。
2. DIB膜中离子通道的光学单通道记录
注意：本节描述了在微加工聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）室2 中制备DIB膜的程序，以监测通过单离子通道17的横向蛋白质运动和离子通量。制造腔室的尺寸和确切图纸可以在Lepthin等人2中找到。 图 2概述了PMMA室2 的组装和DIB膜的形成。除非另有说明，否则所有步骤均在室温（RT）下进行。 图3 显示了DIB膜的示意图，以及如何使用通过单通道蛋白的Ca2+ 通量来监测膜中的运动和通道的开闭状态。
- 脂质的制备
- 从-20°C的冰箱中取出含有1，2-二植酰基-sn-甘油-3-磷酸胆碱（25mg / mL DPhPC）的脂质储备溶液，并加热至室温。为此，通常用手缓慢加热样品几分钟就足够了。
注意：氯仿有毒。穿戴适当的个人防护设备，并在通风橱下执行所有涉及氯仿的程序。 - 将 380 μL DPhPC 储备溶液（25 mg/mL DPhPC）转移到玻璃小瓶中。避免使用带有橡胶密封件的移液器。相反，请使用带有不锈钢柱塞的微升玻璃注射器。
- 处理完脂质储备溶液后，用Ar或N2 气体覆盖脂质储备溶液以防止脂质氧化。使用尽可能低的气流，以避免溶解脂质的有机溶剂蒸发或溶剂从小瓶中喷出。确保含有有机溶剂脂质的玻璃小瓶的盖子内部涂有聚四氟乙烯（PTFE）。
- 在N 2的流下干燥脂质样品（步骤2.1.2），并使用无油真空泵在真空（2.0毫巴）下从脂质样品中除去剩余的有机溶剂过夜。
- 使用微升玻璃注射器加入等体积的十六烷和硅油（各 500 μL），将脂质膜溶解在十六烷/硅油溶液中，最终脂质浓度为 9.5 mg/mL。
注意：脂质溶液在室温下稳定数周。
- 从-20°C的冰箱中取出含有1，2-二植酰基-sn-甘油-3-磷酸胆碱（25mg / mL DPhPC）的脂质储备溶液，并加热至室温。为此，通常用手缓慢加热样品几分钟就足够了。
- 琼脂糖水凝胶的制备
- 在双去离子水中制备约1mL低熔点琼脂糖溶液（0.75%[w / v]），并在加热块中加热至85°C20分钟，用于旋涂玻璃盖玻片。
注意：琼脂糖溶液可以在室温下保存数周，并且可以重新加热几次。 - 在0.66M CaCl 2和8.8mM HEPES（pH 7.2）中制备低熔点2.5 %（w / v）琼脂糖溶液，并在加热块中加热至85°C20分钟。确保琼脂糖融化良好。
注意：琼脂糖溶液可以在室温下保存数周，并且可以重新加热几次，就像用于旋涂的琼脂糖（步骤2.2.1）一样。
- 在双去离子水中制备约1mL低熔点琼脂糖溶液（0.75%[w / v]），并在加热块中加热至85°C20分钟，用于旋涂玻璃盖玻片。
- 聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）腔室组装和水凝胶十六烷/硅油界面处脂质单层的形成
- 将一些玻璃盖玻片（40 mm x 24 mm x 0.13 mm）放入不锈钢盖玻片支架中，并在玻璃烧杯中用超声波清洁器中的丙酮清洁10分钟。使用恰到好处的丙酮浸没盖玻片，并用玻璃板松散地覆盖烧杯，以创建一个无压力的封闭系统，最大限度地减少清洁过程中蒸汽的逸出。
注意：丙酮是一种高度易燃的溶剂，闪点低。蒸汽/空气混合物具有爆炸性。在通风良好的区域操作超声波清洗机。穿戴适当的个人防护设备并遵守官方安全预防措施（例如，没有明火和火花）。 - 用双去离子水冲洗玻璃盖玻片，并在N2的流下干燥。
注意：以这种方式清洁的盖玻片可以存放数周。 - 在等离子清洁器中用氧气（0.5毫巴）进一步清洁和亲水化盖玻片5分钟。
注意：在用琼脂糖溶液旋涂之前立即执行此步骤，因为等离子清洗的亲水效果会随着时间的推移而消失。 - 将等离子处理的盖玻片安装在旋涂机上（图2，步骤1）。
- 使用 200 μL 移液器，以 3，000 rpm 缓慢加入 140 μL 加热的 0.75% （w/v） 低熔点琼脂糖（步骤 2.2.1），持续 30 秒，用亚微米厚的琼脂糖膜涂覆盖玻片（图 2，步骤 1）。
注意：琼脂糖膜的厚度可以通过原子力显微镜（AFM）确定，如17所述。 - 立即将带有琼脂糖水凝胶薄层的旋涂盖玻片连接到PMMA室2的下侧。确保琼脂糖水凝胶指向上方（图2，步骤2）。
- 用透明胶带将盖玻片的边缘固定在PMMA微加工设备上。
- 将PMMA设备放在加热至35°C的热板上（图2，步骤3）。
- 用移液管小心地将200μL的2.5%琼脂糖溶液（步骤2.2.2）倒入腔室的入口中（图2，步骤3），不要产生气泡，以便通过旋涂施加的薄水凝胶可以与2.5%琼脂糖溶液的缓冲液平衡并保持水分。确保2.5%琼脂糖溶液散布在旋涂琼脂糖水凝胶周围，而不是在其上（图3A），这可以通过将PMMA室轻轻压在加热板上来避免。
- 立即用总共60μL脂质/油溶液（步骤2.1.5）覆盖PMMA室的孔（图2，步骤4），以在琼脂糖 - 油界面处启动脂质单层形成，并避免PMMA室孔中的旋涂琼脂糖脱水。将设备保持在35°C的热板上约2小时。
注意：根据先前发表的工作2，PMMA室中的圆形孔直径为0.5毫米，深度为1.8毫米。
- 将一些玻璃盖玻片（40 mm x 24 mm x 0.13 mm）放入不锈钢盖玻片支架中，并在玻璃烧杯中用超声波清洁器中的丙酮清洁10分钟。使用恰到好处的丙酮浸没盖玻片，并用玻璃板松散地覆盖烧杯，以创建一个无压力的封闭系统，最大限度地减少清洁过程中蒸汽的逸出。
- 在十六烷/硅油溶液中制备脂质包被的水滴
- 将 20 μL 脂质十六烷/硅油溶液（步骤 2.1.5）放入液滴孵育室中的几个微制孔中（图 2，步骤 4）。脂质十六烷/硅油溶液的合适容器是薄PMMA板2中的40 mm x 30 mm x 3.5 mm小凹槽。
- 使用垂直或水平微量移液器拉拔器（例如，用于制作贴片移液器或锋利的玻璃电极）制备尖端开口直径为 20 μm 的微毛细管玻璃针。在低放大倍率的双目体视显微镜下估计微毛细管玻璃针的开口直径，变焦范围在 7.5 倍到 35 倍之间。
注意：拉动玻璃毛细管前的预热模式、拉动的加热模式和牵引力的设置应根据制造商对拉动装置的规格和毛细管的类型提前实验确定。 - 用含有 8.8 mM HEPES （pH 7.2）、7 μM Fluo-8、400 μM EDTA、1.32 M KCl 和 30 nM TOM 核心复合物的水溶液填充微毛细管玻璃针头，或使用微毛细管移液管吸头填充 20 nM OmpF。仅使用先前用结合多价金属离子（Ca2+）的螯合树脂处理的双蒸水来制备水性注射溶液。
- 将微毛细管玻璃针与水性注射溶液安装在压电驱动的纳米注射器上。
- 将含有8.8mM HEPES（pH 7.2），7μM Fluo-8，400μM EDTA，1.32M KCl和30nM TOM核心复合物（步骤1.1.12）的100-200nL水滴（图2，步骤4）注入使用纳米注射器填充有脂质十六烷/硅油溶液（参见2.1.5）的液滴孵育室中的孔中。通过将液滴相距几毫米（>10 毫米）放入孔中，确保液滴不会相互接触。否则，如果在油/缓冲界面尚未形成脂质单层，它们将合并成更大的液滴。
注意：如果没有可用的毛细管和纳米进样器，也可以使用单通道微升移液器手动制备液滴，体积在0.1μL至0.5μL之间，如2所述。然而，在这种情况下，液滴体积并不那么准确。 - 通过将PMMA和液滴孵育室（图2，步骤4）保持在加热至35°C的热板上，允许在液滴/油界面形成脂质单层约2小时。
- DIB膜中单离子通道的制备和成像
- 使用带有10μL一次性聚丙烯吸头的单通道微升移液管，在体视显微镜下将液滴孵育室的孔中的单个水滴手动转移到PMMA室的孔中（图2，步骤5）。让液滴沉入在水凝胶 - 油界面形成的脂质单层上约5分钟，以在液滴和琼脂糖水凝胶之间形成脂质双层（图3）。
- 将带有DIB膜的PMMA室安装在倒置光学显微镜的样品架上，并使用10倍霍夫曼调制对比物镜评估膜形成（图2，步骤6）。DIB膜的形成由液滴和水凝胶之间界面处的透明白环表示（图4A）。已破裂的DIB膜不显示该环（图4B）。
注意：或者，DIB膜可以通过相衬或微分干涉对比（DIC）显微镜在10倍放大倍率下可视化。 - 如果已形成DIB膜，则将PMMA室安装在TIRF显微镜的样品架上（图2，步骤7），该显微镜配备用于落射荧光照明的传统光源，488 nm激光器（Pmax = 100 mW）和背照式电子倍增CCD相机（512 x 512像素;>95% QE）以实现~0.16μm的像素尺寸。
- 使用GFP滤光片组，在落射荧光照明下，使用高强度光源，用10倍放大镜聚焦DIB膜的边缘。
- 再次在落射荧光照明下，使用100x/N.A. 1.49复消色差油TIRF物镜在高放大倍率下精细聚焦DIB膜的同一边缘，使用GFP滤光片组的高强度光源，允许可视化液滴中荧光染料Fluo-8的弱背景荧光（图4C）。
- 将滤波器设置从 GFP 更改为四频 TIRF 滤波器组。
- 打开488 nm激光器，并将物镜上的激光强度设置为8 mW至10 mW之间的值。
注意：由于物镜上通常没有关于激光强度的定量信息，因此应根据制造商的规格，使用配备光电二极管传感器的光学激光功率计，在镜头的单独测量中事先校准激光强度设置。
注意：为确保激光器的安全操作，操作员必须了解激光辐射的可能危险和事故预防规定。 - 要可视化单个离子通道，请调整TIRF角度和EMCCD相机增益（例如，EM增益倍增器设置：285），以使DIB膜中的开放离子通道在深色背景上显示为高对比度荧光斑点（图4D-G），并且在目视检查时，信噪比达到最大值。确保通过单个离子通道的与Ca2+通量相对应的斑点保持聚焦并具有圆形，中心强度高，向外围逐渐减小。没有通道的膜仅显示背景荧光（图4C）。
- 在记录各个通道随时间推移的移动和开闭活性之前，请检查荧光点是否聚焦，以确保离子通道已重组到DIB膜中并在膜平面中横向移动。如果不是这种情况，它可能表明荧光分子正在浸入和退出由膜附近激光产生的倏逝场。
- 记录一系列膜图像，以便正确跟踪位置并监测各个离子通道的开闭状态。为了确定横向移动性的类型（例如，自由运动与瞬态锚定[作为参考，见16]）和通道活动的状态（例如，打开或关闭），获取足够长的轨迹（例如，30秒到1分钟）和采样良好的轨迹（例如，48 s-1的帧速率）。
注意：观察通道、限制或跳跃扩散16 要求采样速率足够快，以测量限制边界内的无限制扩散。此外，确保数据采样时间足够长，以测量从无约束扩散到约束扩散的过渡（有关详细信息，请参阅Jacobson等人16）。
- 图像和数据处理
注意：基于商业软件包的开源图像处理包33 或自写例程17 可用于分析DIB中单个离子通道的时空动力学。为了能够将侧向膜迁移率与通过各个通道的离子通量相关联，不应应用滤波算法。- 通过使用自写例程应用标准过程34，通过将完整图像的平均帧强度
拟合到 
，其中 t 是帧索引（时间），k 是拟合参数，从而纠正漂白的图像时间序列。然后，根据 更正
时间序列，其中 I（t） 是强度。或者，对于初始数据分析，根据相机的光斑和像素大小（例如，50像素），使用具有实现滚球算法33和滚球半径的开源软件执行背景校正。 - 通过将给定时间t的I（t）拟合到具有平面倾斜的二维高斯函数，确定定义感兴趣区域（ROI）（例如，30 x 30像素）内荧光点的空间位置和振幅，该函数根据.
这里，x = （x， y） 是带有荧光强度信息的 ROI，A 和 σ 是高斯的振幅和宽度，pk 是表征 ROI 背景强度的参数，μ = （x 0， y 0） 定义高斯的位置。通过单个通道的离子通量由参数A给出。通道的轨迹由 x 给出，并允许确定通道的横向移动性。或者，可以使用开源平台33和插件35，36来确定各个斑点的位置和强度。估计将EMCCD相机读出转换为光子数38后的位置精度37。 - 绘制荧光幅度A随时间的变化以及相应的轨迹x，以确定通道扩散系数与通过通道的离子通量之间的可能相关性。使用任何图形软件执行此操作。在自由横向通道运动的情况下，通过时滞τ的线性回归确定横向扩散系数D，并根据x
计算光斑的均方位移。
注意：TOM-CC 和 OmpF 在 DIB 膜中自由移动的典型扩散系数17 范围在 0.5 和 1.5 μm2 s-1 之间。扩散常数小于0.01 mm2·s-1 的分子定义为固定化17。
- 通过使用自写例程应用标准过程34，通过将完整图像的平均帧强度
拟合到 
，其中 t 是帧索引（时间），k 是拟合参数，从而纠正漂白的图像时间序列。然后，根据 更正
时间序列，其中 I（t） 是强度。或者，对于初始数据分析，根据相机的光斑和像素大小（例如，50像素），使用具有实现滚球算法33和滚球半径的开源软件执行背景校正。
这里，x = （x， y） 是带有荧光强度信息的 ROI，A 和 σ 是高斯的振幅和宽度，pk 是表征 ROI 背景强度的参数，μ = （x 0， y 0） 定义高斯的位置。通过单个通道的离子通量由参数A给出。通道的轨迹由 x 给出，并允许确定通道的横向移动性。或者，可以使用开源平台33和插件35，36来确定各个斑点的位置和强度。估计将EMCCD相机读出转换为光子数38后的位置精度37。
计算光斑的均方位移。Representative Results
实时无电极光学单通道记录揭示了横向蛋白质运动与DIB膜中单个离子通道功能之间的相互作用。将线粒体TOM核心复合物（图1A）重建为DIB膜（图4D）说明了横向迁移率和离子渗透性之间的强烈时间相关性（图5A）。TOM-CC门控似乎对横向运动模式敏感17。移动通道显示Ca2+通量通过其孔和高荧光点强度。捕获的非移动分子显示出低和中等荧光强度。对于线粒体TOM-CC的一般蛋白质导入孔，这种单分子方法揭示了横向迁移率和离子渗透性之间的强时间相关性，表明TOM-CC通道具有机械敏感特性17。自由移动的TOM-CC分子的横向停止伴随着TOM-CC通道的部分或完全闭合。使用OmpF对DIB膜进行成像（图1E和图4F），几乎完全嵌入膜中，没有停止效应（图5B）。OmpF的随机停止与强度的变化无关，因此与其孔的闭合无关。基于荧光信号38，可以在5至10nm的范围内估计各个通道的位置精度。然而，应该注意的是，如果通道由于琼脂糖水凝胶的移动锚定而轻微摆动，则无法达到此精度，例如，对于处于中间状态的TOM-CC分子，根均位移为120nm（图5A）。
图 1：TOM-CC 的分离。 （A） N. crassa TOM-CC30，39 的冷冻电镜结构。来自含有具有6xHis标签的Tom22的N. crassa菌株的线粒体在DDM中溶解并接受Ni-NTA亲和色谱（B）和阴离子交换色谱（C）。（D） 孤立的TOM-CC的SDS-PAGE。（E）纯化大肠杆菌OmpF的晶体结构（PDB，1OPF）和（F）SDS-PAGE。请点击此处查看此图的大图。
图 2：PMMA 腔室组件的流程图。步骤1：用琼脂糖水凝胶旋转涂覆玻璃盖玻片。步骤2：将旋涂盖玻片安装在定制的PMMA显微镜室中。步骤3：将额外的低熔点琼脂糖添加到35°C热板上PMMA室的入口口中。步骤4：在缓冲液/油界面（左）和琼脂糖水凝胶/油界面（右）的水滴周围形成脂质单层。步骤5：将单个水滴移液到PMMA室的孔中，在两个脂质单层接触时形成脂质双层。步骤6：通过霍夫曼调制对比显微镜验证DIB膜的形成。步骤7：通过TIRF显微镜获取具有插入离子通道的DIB膜选定区域的图像。绿色： 0.75% 琼脂糖;黄色：含有Ca 2+离子的2.5%琼脂糖;洋红色：脂质/油相;深蓝色：含有Ca2+敏感染料和蛋白质的水滴缓冲液。请点击此处查看此图的大图。
图3：实验设置。 （A）PMMA孔中DIB膜的示意图。双层位于0.75%琼脂糖薄膜上，允许使用反式Ca 2+敏感荧光染料（Fluo-8）随着时间的推移通过离子通道对Ca2+通量进行TIRF成像。（B）Ca2+通量完全由顺式到反式的渗透压控制。 这既可以确定膜中的位置，也可以确定通道的开闭状态。这里显示的通道是N. crassa mitochondria30的蛋白质传导通道TOM-CC。（C） 单个 TOM-CC 通道的轨迹。绿色：移动通道;黄色：非移动通道。请点击此处查看此图的大图。
图 4：DIB 膜中的 TOM-CC 和 OmpF 成像。 （A） 通过霍夫曼调制对比显微镜成像的 DIB 膜，显示水凝胶和液滴之间的双层接触面积。（B）破损的DIB膜成像如（A）所示。箭头，PMMA室的边缘。（C）通过TIRF显微镜成像的DIB膜，没有蛋白质通道。（D）具有重构TOM-CC的DIB膜，通过TIRF显微镜成像。白色方块标记高（SH），中（SI）和低（SL）强度的斑点。（E）将（A）中标记的三个点的荧光强度分布拟合到二维高斯函数中，可以揭示单个TOM-CC的位置和通过通道的Ca2+通量。（F）具有重组OmpF的DIB膜。（G）（F）中标记的荧光斑点的高斯拟合。与双孔β桶蛋白复合物TOM-CC相比，三孔β桶OmpF仅显示一种渗透状态。像素尺寸，0.16 μm。请点击此处查看此图的大图。
（A）TOM-CC的荧光幅度迹线（顶部）和相应的轨迹（底部）表明TOM-CC的开闭通道活性与复合物的侧向膜迁移率相关。轨迹显示三种渗透率状态。绿色：完全打开状态;黄色：中等渗透性状态;红色：闭合通道状态;红星：处于中间状态的TOM-CC在其平均位置周围摆动约±60 nm。基于全开和中间状态下的荧光信号的位置精度37范围在5 nm和10 nm之间。（B）OmpF的荧光幅度迹线（顶部）和相应的轨迹（底部）。OmpF仅显示一个强度级别，无论它是在运动中还是被困。对应于捕获分子时间段的轨迹段标记为灰色。请点击此处查看此图的大图。
| 缓冲区 | 试剂浓度 | 卷 | ||
| 答1* | 20 mM 三盐酸 pH 8.5、0.1 % （w/v） 正十二烷基-β-D-麦芽糖苷 （DDM）、10% （v/v） 甘油、300 mM 氯化钠和 1 mM 苯甲基磺酰氟 （PMSF） | 100毫升 | ||
| 答2* | 20 mM Tris-HCl pH 8.5、0.1% （w/v） DDM、10% （v/v） 甘油、1 M 咪唑和 1 mM PMSF | 100毫升 | ||
| B1* | 20 毫米HEPES pH 7.2，0.1%（w/v）DDM，2%（v/v）二甲基亚砜（DMSO） | 100毫升 | ||
| B2* | 20 mM HEPES pH 7.2， 0.1% （w/v） DDM， 1 M KCl， 2% （v/v） 二甲基亚砜 （DMSO） | 100毫升 | ||
| * 使用前脱气并通过 0.22 μm 过滤器。 | ||||
表 1：用于 TOM-CC 隔离的缓冲溶液。
| 缓冲区 | 试剂浓度 | 卷 | ||
| 磅* | 1%（w/v）胰蛋白胨，1%（w/v）NaCl和0.5%（w/v）酵母提取物 | 1100毫升 | ||
| C1 | 2 mM 氯化镁2 和 ~750 单位 DNA 酶和 50 mM 三盐酸 pH 7.5 | 20毫升 | ||
| C2 | 50 毫米三盐酸，pH 7.5 | 50毫升 | ||
| C3 | 4% （w/v） 十二烷基硫酸钠 （SDS）、2 mM β-巯基乙醇和 50 mM 三盐酸 pH 7.5 | 50毫升 | ||
| C4 | 2% （w/v） SDS、500 mM 氯化钠和 50 mM 三盐酸 pH 7.5 | 50毫升 | ||
| C5 | 0.5% （w/v） 辛基聚氧乙烯（辛基 POE）、1 mM EDTA 和 20 mM Tris pH 8.5 | 1000毫升 | ||
| * 使用前请消毒。 | ||||
表 2：用于 OmpF 分离的缓冲溶液。
Discussion
这里介绍的方案介绍了使用DIB膜使用单分子TIRF显微镜研究横向离子通道运动和通道功能之间的相互作用。为了获得最佳数据，制备具有尽可能多的分离良好通道的稳定DIB膜对于获得可以令人满意地分析的单个颗粒的时间序列至关重要。
需要优化的关键参数包括脂质的选择、油相中的脂质浓度以及水滴中的蛋白质和洗涤剂浓度。所使用的脂质是不寻常的，因为它们在低温下没有明显的相变。DPhPC是一种常用的脂质，用于产生稳定的膜系统40。原则上，任何在低温下保持其流体环境的脂质都可能适用于此应用。此外，脂质不应对氧化敏感。液滴中的洗涤剂浓度应尽可能低，以避免膜破裂。鉴于膜蛋白不会沉淀，当洗涤剂浓度低于临界胶束浓度（CMC）时，通常可以获得稳定的膜和良好的蛋白质掺入率。
如果DIB膜不能耐受特定的去垢剂21，41，或者如果蛋白质不能从低去垢剂溶液整合到DIB膜中，则蛋白质通道可以首先重组为小的单层脂质囊泡（SUV），然后将其从液滴侧融合到DIB膜上，如大肠杆菌MscL 42的成功所示.有时，DIB膜不会形成，因为油相中的脂质浓度太低。为了防止DIB膜破裂，还应注意水凝胶和液滴之间的渗透压必须精确平衡，而不会影响从顺式到反式的Ca2+通量。优化的琼脂糖厚度和网孔尺寸似乎是观察膜蛋白扩散的关键。应避免琼脂糖层的任何干燥。厚度可以使用原子力显微镜17确定。通过在旋涂过程中改变琼脂糖浓度、体积和旋转速度，可以优化水凝胶的网孔尺寸和厚度。但请注意，水凝胶层厚度会影响图像对比度。为了捕获DIB中的膜蛋白，琼脂糖水凝胶可以用定制合成的，非交联的，Ni-NTA修饰的低熔点琼脂糖代替，以通过His-tag17捕获它们。过高的荧光背景通常是由DIB膜破裂引起的。这对于多孔室来说尤其是一个问题，因为Ca2+敏感的染料会扩散到水凝胶中。在这种情况下，应避免相邻的井。膜上方的Ca2+敏感染料的荧光漂白不应成为显着的限制因素，因为它被TIRF倏逝场外的大部分液滴中的未激发染料交换（图3A）。蛋白质的定位精度由拟合斑点的精度和像素大小给出。
微弱的荧光信号可能是由通过通道的低Ca2+通量引起的。可能的原因包括：（i）TIRF设置不准确（例如，激光强度），（ii）穿过膜的渗透压Ca 2+，或（iii）通道的固有Ca2+渗透性太低。为了应对第一个问题，需要优化激光强度、TIRF 角度和相机增益。后两个问题可以通过在膜2，43上施加电势来克服。然而，施加外部电压可能会扭曲结果，因为电效应会影响实际上不受电压控制的配体门控或机械敏感离子通道的通道打开。这种通道的例子是线粒体蛋白转位酶TOM-CC 27，及其通道形成亚基Tom4026，44，45，46。最后，应该注意的是，将膜蛋白以特定方向插入DIB膜以实现所需的功能是棘手的，定量研究很少47，48。在某些情况下，整合蛋白的方向是随机的。对于研究膜蛋白来说，这是一个严重的问题，因为某些膜蛋白仅在膜的一侧被激活。
TIRF显微镜是解决平面支撑膜中单分子事件的强大方法49。示例包括通道蛋白（如α-溶血素50、全鞘溶素 O51 和 OmpG52）的组装和折叠途径阐明。这些研究包括FRET作为附加技术。此外，机械敏感离子通道MscL的激活先前已通过使用电流测量对支持的DIB双层42 进行机械刺激进行了研究。基于这项工作，未来的研究可以将这里描述的平台与单分子FRET实验相结合，以光学方式解决单分子水平的机械敏感通道17。将缓冲液注入液滴中，拉伸内部DIB单层，或将单个通道靶向结合到下面的水凝胶，不仅可以用于进一步研究机械激活通道的物理机制，其响应膜张力和/或曲率，如MscL和MscS所示，双孔结构域K+通道，TREK-1， TREK-2和TRAAK和PIEZO（用于审查，参见53），但也与细胞骨架局部结合，如触摸敏感离子通道NOMPC54，55所示。
Disclosures
我们声明没有利益冲突。
Acknowledgments
我们感谢Beate Nitschke在蛋白质制备方面的帮助，感谢Robin Ghosh，Michael Schweikert（斯图加特）和Maximilan Ulbrich（弗莱堡）的深刻讨论。这项工作得到了斯图加特研究中心系统生物学（SRCSB）和巴登符腾堡基金会（BiofMO-6至SN）的资助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1,2-diphytanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine | Avanti Polar Lipids | 850356C | |
| 100x Oil objective Apochromat N.A. 1.49 | Nikon | MRD01991 | TIRF microscope |
| 10x Hoffmann modulation contrast objective NA 0.25 | Nikon | Microscope to assess DIB membrane formation | |
| 10x objective N.A. 0.25 | Nikon | MRL00102 | TIRF microscope |
| 40x Hoffmann modulation contrast objective NA 0.55 | Nikon | Microscope to assess DIB membrane formation | |
| 488 nm laser, 100 mW | Visitron | TIRF microscope | |
| Adhesive tape | |||
| Äkta pure | Cytiva | Protein purification system | |
| Bradford assay kit, Pierce | Thermo Fisher | 23236 | |
| CaCl2 | Roth | 5239.2 | |
| Chelax 100 resin | Biorad | 143-2832 | |
| Chloroform | Sigma-Aldrich | MC1024452500 | |
| Dialysis cassettes Slide-A-Lyzer 20 k MWCO | Thermo Fisher | 87735 | |
| DIB chamber | Custom made | PMMA chamber for DIB membranes | |
| Digital power meter and energy console | Thorlabs | PM100D | Laser power meter |
| Dimethyl sulfoxide | Roth | 4720.1 | |
| Double distilled H2O | |||
| Eclipse TS 100 Hoffmann modulation contrast microscope | Nikon | Microscope to assess DIB membrane formation | |
| EDTA | Roth | 8042.2 | |
| EMCCD camera iXon Ultra 897 | Andor | TIRF microscope | |
| Ethanol | Sigma-Aldrich | 32205-M | |
| Fixed angle rotor Ti70 | Beckman Coulter | ||
| Fluo-8, CalciFluorTM | Santa Cruz Biotechnology | SC-362561 | Ca2+-sensitive dye |
| French press cell disruption homogenizer | Igneus | Igneus 40000 psi | |
| GFP filter | AHF | Filter seeting used for excitation of DIB-membranes by epifluorescence with white light source | |
| Glass capillaries | World Precision Instruments | 4878 | |
| Glass coverslips 40 mm x 24 mm x 0.13 mm | Roth | 1870.2 | |
| Glycerol | Roth | 3783.2 | |
| Hamilton syringe 10 mL | Roth | X033.1 | |
| Hamilton syringe 100 mL | Roth | X049.1 | |
| Hamilton syringe 500 mL | Roth | EY49.1 | |
| Heating block | Eppendorf | Thermomixer comfort | |
| Heating plate | Minitube | HT200 | |
| Hepes | Roth | 9205.3 | |
| Hexadcane | Sigma-Aldrich | 296317 | |
| His Trap HP 1 mL | Cytiva | 29051021 | Ni-NTA column |
| Imidazole | Sigma-Aldrich | 1.04716.1000 | |
| KCl | Honeywell | 10314243 | |
| KLM spin coater | Schaefer Tec | SCV-10 | |
| List medical L/M-3P-A vertical pipette puller | Artisan Technology Group | 57761-1 | |
| Low melting point agarose | Sigma-Aldrich | A9414 | |
| M8 Stereomicroscope | Wild | Stereomicrosope | |
| Matlab | MathWorks | R2022a | |
| Methanol | Sigma-Aldrich | 34860 | |
| MicroFil pipette tips | World Precision Instruments | MF34G-5 | |
| N2 gas | |||
| NaCl | Roth | 3957.1 | |
| Nanoliter 2010 injector | World Precision Instruments | Nanoliter 2010 | |
| n-dodecyl-b-D-maltoside | Glycon Biochemicals | D97002-C | |
| Ni-NTA agarose, non-crosslinked | Cube Biotech | 124115393 | Custom made |
| NIS-Elements AR software | Nikon | MQS31100/MQS42560/MQS42580/MQS42780/MQS41930 | Imaging software |
| n-octyl-polyoxyethylene | Sigma-Aldrich | 40530 | |
| O2 gas | |||
| Phenylmethylsulfonyl fluoride | Roth | 6367.3 | |
| Photodiode sensor Si, 400 - 1100 nm, 500 mW | Thorlabs | S130C | Sensor for laser power meter |
| Plasma cleaner | Diener Electronics | Zepto | |
| Preparative ultracentrifuge Optima | Beckman Coulter | ||
| Quad-band TIRF-filter 446/523/600/677 HC | AHF | Filter setting used for excitation of DIB-membranes with 488 nm laser | |
| Resource Q 1 mL | Cytiva | 17117701 | Anion exchange column |
| Silicon oil AR 20 | Sigma-Aldrich | 10836 | |
| Sodium dodecyl sulfate | Roth | 2326.2 | |
| Super LoLux camera | JVC | Stereomicrosope | |
| Thermoshaker | Gerhardt | THL 500/1 | |
| Ti-E Fluorescence microscope | Nikon | MEA53100 | |
| Tris-HCl | Sigma-Aldrich | 9090.3 | |
| Tryptone | Roth | 8952.2 | |
| Ultrasonic bath | Bandelin Sonorex | RK 100 | |
| Vaccum pump | Vacuubrand | MD 4C NT | |
| White light source for epifluorescence illumination (100 W) | Nikon | MBF72655 | TIRF microscope |
| Yeast extract | Roth | 2363.2 | |
| β-mercaptoethanol | Sigma-Aldrich | M3148 |
References
- Tanaka, M., Sackmann, E. Polymer-supported membranes as models of the cell surface. Nature. 437 (7059), 656-663 (2005).
- Leptihn, S., et al. Constructing droplet interface bilayers from the contact of aqueous droplets in oil. Nature Protocols. 8 (6), 1048-1057 (2013).
- Thompson, J. R., Heron, A. J., Santoso, Y., Wallace, M. I. Enhanced stability and fluidity in droplet on hydrogel bilayers for measuring membrane protein diffusion. Nano Letters. 7 (12), 3875-3878 (2007).
- Kusumi, A., et al. Paradigm shift of the plasma membrane concept from the two-dimensional continuum fluid to the partitioned fluid: high-speed single-molecule tracking of membrane molecules. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 34 (1), 351-378 (2005).
- Qian, H., Sheetz, M. P., Elson, E. L. Single particle tracking. Analysis of diffusion and flow in two-dimensional systems. Biophysical Journal. 60 (4), 910-921 (1991).
- Kusumi, A., Shirai, Y. M., Koyama-Honda, I., Suzuki, K. G. N., Fujiwara, T. K. Hierarchical organization of the plasma membrane: Investigations by single-molecule tracking vs. fluorescence correlation spectroscopy. FEBS Letters. 584 (9), 1814-1823 (2010).
- Betaneli, V., Schwille, P. Fluorescence correlation spectroscopy to examine protein-lipid interactions in membranes. Methods in Molecular Biology. 974, 253-278 (2013).
- Ando, T., et al. A high-speed atomic force microscope for studying biological macromolecules. Proceedings of the National Academy of Sciences. 98 (22), 12468-12472 (2001).
- Casuso, I., et al. Characterization of the motion of membrane proteins using high-speed atomic force microscopy. Nature Nanotechnology. 7 (8), 525-529 (2012).
- Karner, A., et al. Tuning membrane protein mobility by confinement into nanodomains. Nature Nanotechnology. 12 (3), 260-266 (2017).
- Rajendran, L., Simons, K. Lipid rafts and membrane dynamics. Journal of Cell Science. 118 (6), 1099-1102 (2005).
- Schink, K. O., Tan, K. -W., Stenmark, H.
- Schafer, D. A. Coupling actin dynamics and membrane dynamics during endocytosis. Current Opinion in Cell Biology. 14 (1), 76-81 (2002).
- Lingwood, D., Ries, J., Schwille, P., Simons, K. Plasma membranes are poised for activation of raft phase coalescence at physiological temperature. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105 (29), 10005-10010 (2008).
- Engelman, D. M. Membranes are more mosaic than fluid. Nature. 438 (7068), 578-580 (2005).
- Jacobson, K., Liu, P., Lagerholm, B. C. The lateral organization and mobility of plasma membrane components. Cell. 177 (4), 806-819 (2019).
- Wang, S., et al. Spatiotemporal stop-and-go dynamics of the mitochondrial TOM core complex correlates with channel activity. Communications Biology. 5 (1), 471 (2022).
- Ide, T., Yanagida, T. An artificial lipid bilayer formed on an agarose-coated glass for simultaneous electrical and optical measurement of single ion channels. Biochemical and Biophysical Research Communications. 265 (2), 595-599 (1999).
- Funakoshi, K., Suzuki, H., Takeuchi, S. Lipid bilayer formation by contacting monolayers in a microfluidic device for membrane protein analysis. Analytical Chemistry. 78 (24), 8169-8174 (2006).
- Heron, A. J., Thompson, J. R., Mason, A. E., Wallace, M. I. Direct detection of membrane channels from gels using water-in-oil droplet bilayers. Journal of the American Chemical Society. 129 (51), 16042-16047 (2007).
- Bayley, H., et al.
- Huang, S., Romero-Ruiz, M., Castell, O. K., Bayley, H., Wallace, M. I. High-throughput optical sensing of nucleic acids in a nanopore array. Nature Nanotechnology. 10 (11), 986-991 (2015).
- Sackmann, E. Supported membranes: scientific and practical applications. Science. 271 (5245), 43-48 (1996).
- Kiessling, V., Yang, S. -T., Tamm, L. K. Supported lipid bilayers as models for studying membrane domains. Current Topics in Membranes. 75, 1-23 (2015).
- Murray, D. H., Tamm, L. K., Kiessling, V.
- Hill, K., et al. Tom40 forms the hydrophilic channel of the mitochondrial import pore for preproteins. Nature. 395 (6701), 516-521 (1998).
- Poynor, M., Eckert, R., Nussberger, S. Dynamics of the preprotein translocation channel of the outer membrane of mitochondria. Biophysical Journal. 95 (3), 1511-1522 (2008).
- Künkele, K. P., et al. The preprotein translocation channel of the outer membrane of mitochondria. Cell. 93 (6), 1009-1019 (1998).
- Ahting, U., et al. The TOM core complex: the general protein import pore of the outer membrane of mitochondria. The Journal of Cell Biology. 147 (5), 959-968 (1999).
- Bausewein, T., et al. Cryo-EM structure of the TOM core complex from Neurospora crassa. Cell. 170 (4), 693-700 (2017).
- Cowan, S. W., et al. Crystal structures explain functional properties of two E. coli porins. Nature. 358 (6389), 727-733 (1992).
- Bieligmeyer, M., et al. Reconstitution of the membrane protein OmpF into biomimetic block copolymer-phospholipid hybrid membranes. Beilstein Journal of Nanotechnology. 7, 881-892 (2016).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Vicente, N. B., Zamboni, J. E. D., Adur, J. F., Paravani, E. V., Casco, V. H. Photobleaching correction in fluorescence microscopy images. Journal of Physics: Conference Series. 90 (1), 012068 (2007).
- Tinevez, J. -Y., et al. TrackMate: An open and extensible platform for single-particle tracking. Methods. 115, 80-90 (2017).
- Ershov, D., et al. TrackMate 7: integrating state-of-the-art segmentation algorithms into tracking pipelines. Nature Methods. 19 (7), 829-832 (2022).
- Thompson, R. E., Larson, D. R., Webb, W. W. Precise nanometer localization analysis for individual fluorescent probes. Biophysical Journal. 82 (5), 2775-2783 (2002).
- Hirsch, M., Wareham, R. J., Martin-Fernandez, M. L., Hobson, M. P., Rolfe, D. J. A stochastic model for electron multiplication charge-coupled devices - From theory to practice. PLoS One. 8 (1), 53671 (2013).
- Bausewein, T., Naveed, H., Liang, J., Nussberger, S. The structure of the TOM core complex in the mitochondrial outer membrane. Biological Chemistry. 401 (6-7), 687-697 (2020).
- Lindsey, H., Petersen, N. O., Chan, S. I. Physicochemical characterization of 1,2-diphytanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine in model membrane systems. Biochimica et Biophysica Acta. 555 (1), 147-167 (1979).
- Manafirad, A. Single ion-channel analysis in droplet interface bilayer. Methods in Molecular Biology. 2186, 187-195 (2021).
- Rosholm, K. R., et al. Activation of the mechanosensitive ion channel MscL by mechanical stimulation of supported Droplet-Hydrogel bilayers. Scientific Reports. 7 (1), 45180 (2017).
- Wang, Y., et al. Electrode-free nanopore sensing by DiffusiOptoPhysiology. Science Advances. 5 (9), (2019).
- Ahting, U., et al. the pore-forming component of the protein-conducting TOM channel in the outer membrane of mitochondria. The Journal of Cell Biology. 153 (6), 1151-1160 (2001).
- Romero-Ruiz, M., Mahendran, K. R., Eckert, R., Winterhalter, M., Nussberger, S. Interactions of mitochondrial presequence peptides with the mitochondrial outer membrane preprotein translocase TOM. Biophysical Journal. 99 (3), 774-781 (2010).
- Kuszak, A. J., et al. Evidence of distinct channel conformations and substrate binding affinities for the mitochondrial outer membrane protein translocase pore Tom40. The Journal of Biological Chemistry. 290 (43), 26204-26217 (2015).
- Yanagisawa, M., Iwamoto, M., Kato, A., Yoshikawa, K., Oiki, S. Oriented reconstitution of a membrane protein in a giant unilamellar vesicle: Experimental verification with the potassium channel KcsA. Journal of the American Chemical Society. 133 (30), 11774-11779 (2011).
- Goers, R., et al. Optimized reconstitution of membrane proteins into synthetic membranes. Communications Chemistry. 1, 35 (2018).
- Castell, O. K., Dijkman, P. M., Wiseman, D. N., Goddard, A. D. Single molecule fluorescence for membrane proteins. Methods. 147, 221-228 (2018).
- Thompson, J. R., Cronin, B., Bayley, H., Wallace, M. I. Rapid assembly of a multimeric membrane protein pore. Biophysical Journal. 101 (11), 2679-2683 (2011).
- Senior, M. J. T., et al. Single-molecule tracking of perfringolysin O assembly and membrane insertion uncoupling. The FEBS Journal. , (2022).
- Weatherill, E. E., et al. Fast slow folding of an outer membrane porin. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (20), 2121487119 (2022).
- Kefauver, J. M., Ward, A. B., Patapoutian, A. Discoveries in structure and physiology of mechanically activated ion channels. Nature. 587 (7835), 567-576 (2020).
- Yan, Z., et al. Drosophila NOMPC is a mechanotransduction channel subunit for gentle-touch sensation. Nature. 493 (7431), 221-225 (2013).
- Wang, Y., et al. The push-to-open mechanism of the tethered mechanosensitive ion channel NompC. eLife. 10, 58388 (2021).
