Name: Um Ensaio Comportamental simples para Teste de Função Visual em Xenopus laevis (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 34 s
Description: Aprenda a testar a função visual em girinos de Xenopus laevis usando um ensaio comportamental simples com tanque meio preto e meio branco. Este método avalia preferências de natação guiadas pela visão.

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Este trabalho foi financiado por subvenções dos Institutos Nacionais de Saúde: EY015748, EY017964 (MEZ) e EY019517 (ASV). Este trabalho também foi apoiado pela Research para prevenir a cegueira irrestrito Grant ao Departamento de Oftalmologia e os Leões da Central de Nova York. Gostaríamos também de agradecer ao nosso técnico de animal, Matthew Mellini, pelo excelente cuidado dos animais e para intervindo para estrelar este vídeo.

Animal Care A Xenopus laevis girinos utilizados neste estudo foram cultivados, criados e tratados de acordo com procedimentos aprovados pelo Upstate Medical University IACUC eo Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. 1. Instalação Pré-comportamento: Os girinos <ol><li> Obter embriões de Xenopus fertilizados a partir de uma fonte disponível comercialmente ou fertilizar os oócitos in vitro, como descrito anteriormente 6. </li><li> Coloque blastula de embriões em estágio placa neural em 18 ˚ C em 60 milímetros placas de Petri contendo 0,1 X MMR [10 Modificado estoque solução (MMR) de Ringer de X Marc (10 mM MgCl2, KCl 20 mM, 20 mM CaCl2, 50 mM HEPES; NaCl 1 M; ajustado para pH 7,5, autoclavado e armazenado a temperatura ambiente)] com 50 ug / ml de antibiótico gentamicina. Mude 0,1 X MMR cada dia e remover quaisquer embriões mortos. </li><li> Uma vez que os embriões atingem Nieuwkoop e Faber fase ~ 27-30 julho, mude ªe embriões em 0,1 X MMR sem antibiótico para permitir o crescimento de bactérias do intestino. </li><li> Crescer os girinos até que atinjam a fase de alimentação (fase 45) e movê-los em 100 milímetros placas de Petri cheias de 0,1 X MMR. Alimentá-los urtiga sobrenadante pó todos os dias durante uma semana, mudando a 0,1 X MMR no dia de intervenção. </li><li> Depois de uma semana na 100 milímetros placa de Petri, mova animais para meia galão tanques cheios de água sapo [0,5 g / L oceano instantâneas e 2 mM de sódio dibásico (Na 2 HPO 4: mw 141,96) pH 6,8]. Alimente-os como no passo 2.4, mas mudar a água apenas 2-3 vezes por semana, quando a água está turva. Manter os animais em um 12 horas light/12 ciclo claro-escuro com as luzes de ligar às 6 da manhã. </li><li> Coloque o tanque de meio litro com os assuntos de teste em uma superfície branca, como um resguardo bancada do laboratório, pelo menos 12 horas O / N, antes do teste. </li><li> Girinos de teste nas fases 45 a 50, tal como descrito no passo 3 abaixo. </li></ol> . 2 Configuração Pré-comportamento: Equipment <ol><li> Separe uma área do laboratório para o ensaio de comportamento. Ele deve estar em uma área tranquila, de baixo tráfego, com iluminação fluorescente padrão. </li><li> Prepare os tanques de teste para os animais. Os aninhados, tanques de teste de meio-litro são compostos de duas partes: um tanque interno que vai segurar a água e girinos; e um tanque exterior com o estímulo visual. <ol><li> Para o tanque interno, fazer uma pequena marca nos cantos externos com um Sharpie, a 5 cm do fundo; esta é a linha de água (Figura 1A, linha pontilhada verde). </li><li> Além disso, para o tanque interno, preencha os divets no tanque (nos cantos e no centro) com um composto inerte, como Sylgard elastômero. NOTA: Os girinos permanecerá nestas áreas se não forem preenchidos </li><li> Para o tanque exterior, cobrem exactamente a metade do lado de fora de um tanque com uma fita isolante preto e a outra metade com o tecido de papel branco Figura 1B. </li></ol></li><li> Colocar os tanques nainoculando plataforma giratória. </li><li> Configuração da webcam / tripé para que ele está acima dos tanques de teste. Ajustar a câmara para permitir a visualização de área de teste, tal como mostrado na Figura 1C. </li><li> Conecte a webcam ao computador com o software QuickTime Player instalado 5. Ligue a câmera. No QuickTime Player, em Arquivo, selecione &#39;New Gravação de filme. &quot; A configuração do ensaio de comportamento será visível no computador imediatamente. </li><li> Estenda um pano de algodão leve ao longo de toda a instalação para reduzir a estímulos externos que podem afetar o comportamento de girinos, bem como, reduzir a luz refletida na superfície da água. </li><li> Certifique-se que a luminosidade no âmbito das medidas de pano entre 35-50 cd / m 2. </li></ol> 3. Assay Comportamento <ol><li> Encha o tanque de provas interior para a marca de 5 cm de água feita no passo 1.2.1 com água sapo. </li><li> Usando uma pequena rede, mova suavemente o animal para dentro do tanque de teste interno. </li><li> Abrir QuickTime software no computador e, usando o tanque exterior como um guia, certifique-se de que a câmera é capaz de visualizar e registrar a área de testes. </li><li> Escreva o nome dos animais, data e hora em um pedaço de papel e gravar com a câmera. </li><li> Coloque o tanque de teste para o tanque exterior com o lado negro do tanque para a direita Figura 2. </li><li> Comece a gravar o filme imediatamente depois de organizar o tanque e ajustar o temporizador para 2 min. </li><li> Quando os beeps temporizador, remova o tanque de teste interno, gire o tanque exterior de 180 ° e coloque o tanque de teste interno dentro do tanque externo. Inicie o cronômetro. Nota: o lado negro deve ser agora no outro lado. </li><li> Repita o passo 3.7, mais oito vezes para um total de dez ensaios. Use a Figura 2 como um guia, riscando cada julgamento. </li><li> Repetir o ensaio de comportamento em dois dias separados. </li></ol> 4. Retinal axotomia <ol><li> Coloque o animal em 0,02% tricaina até que eles não respondempara uma pitada de cauda com um # 3 fórceps. </li><li> Derreta 1% de agarose em 0,1 X MMR e, em seguida, adicionar a uma 60 milímetros placa de Petri. Uma vez arrefecido, fazer uma pequena torrão rectangular na agarose e adicionar o girino para o torrão com um pouco de 0,02% tricaína, de modo que o animal está parcialmente submerso no líquido. </li><li> Perfurar a pele a um ângulo de 45 graus atrás região dorsal do olho com uma agulha 25 G, enquanto que preparando o animal contra uma pinça sobre o lado oposto. </li><li> Tomando cuidado para não cortar a veia, que fica próximo ao nervo óptico, cuidadosamente chegar no buraco com # 5 fórceps, cortar o nervo óptico e lançá-lo para fora do caminho. Se houver hemorragia grave devido a acidentalmente cortando a artéria, em seguida, coloque rapidamente o animal em 2% tricaina a eutanásia. CUIDADO: solução tricaina 2% pode causar dormência em seres humanos. Esta solução deve ser manuseado com luvas. </li><li> Para recuperar o animal após a cirurgia, coloca animal em placa de 100 mm de Petri com 0,7 X MMR e 50 ug / ml de gentamicina, durante 20 min. Next, transferência de girino para tanque de recuperação com água sapo. Deixe descansar animais O / N. </li><li> Na manhã seguinte, o teste da função visual, como descrito acima (etapas 3,1-3,9). </li></ol> 5. Analisar os Resultados <ol><li> Após os ensaios de terminado, medir a quantidade de tempo que o girino permanece sobre o lado negro do tanque. <ol><li> Visualizar manualmente os vídeos usando software que exibe o tempo e permite pausas frequentes. Olhe para o tempo de exibição de vídeo. Faça-se o início do ensaio de dois minutos, o qual é, quando o tanque interior aninha com sucesso dentro do tanque exterior e é elevado ao quadrado em vista da câmara. </li><li> Utilizar a posição dos olhos do girino para definir qual dos lados do tanque, os animais são em natação. Definir atravessar de um lado do tanque para o outro apenas quando ambos os olhos ter atravessado a linha de preto / branco. </li></ol></li><li> Anote o início eo fim de cada intervalo (em segundos) que o animal passa do lado negro. Faça uma pausa e reenrole o vídeo para garantir a precisão. Total do sec dentro de cada julgamento. </li><li> Entrada esses números na planilha Comportamento anexado. A planilha irá calcular a proporção de tempo que o animal passou do lado branco, subtraindo o tempo gasto com o lado negro do tanque do total de seg julgamento e dividir por 120 o tempo total em segundos [(120 - total gasto em segundos o lado negro) / 120 seg]. As médias da planilha esta relação sobre todas as 10 tentativas. </li><li> Use T-teste de um aluno, emparelhado, distribuição bicaudal para determinar se as provas entre os dias são significativas (P ≤ 0,05). </li></ol>

<ol><li>Maurer, C. M., Huang, Y. Y., Neuhauss, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+zebrafish+oculomotor+behavior+to+model+human+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Application of zebrafish oculomotor behavior to model human disorders.</a> Rev Neurosci. 22 (1), 5-16 (2011).</li>
<li>Solessio, E., Scheraga, D., Engbretson, G. A., Knox, B. E., Barlow, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+modulation+of+temporal+properties+of+the+rod+pathway+in+larval+Xenopus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Circadian modulation of temporal properties of the rod pathway in larval Xenopus.</a> J Neurophysiol. 92 (5), 2672-2684 (2004).</li>
<li>Moriya, T., Kito, K., Miyashita, Y., Asami, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preference+for+background+color+of+the+Xenopus+laevis+tadpole%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Zool%22%5BJournal%5D)">Preference for background color of the Xenopus laevis tadpole.</a> J Exp Zool. 276 (5), 335-344 (1996).</li>
<li>Viczian, A. S., Solessio, E. C., Lyou, Y., Zuber, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+functional+eyes+from+pluripotent+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Generation of functional eyes from pluripotent cells.</a> PLoS Biol. 7 (8), (2009).</li>
<li>Choi, R. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cone+degeneration+following+rod+ablation+in+a+reversible+model+of+retinal+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Cone degeneration following rod ablation in a reversible model of retinal degeneration.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (1), 364-373 (2011).</li>
<li>Viczian, A. S., Zuber, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+determination+using+the+animal+cap+transplant+%28ACT%29+assay+in+Xenopus+laevis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Tissue determination using the animal cap transplant (ACT) assay in Xenopus laevis.</a> J Vis Exp. 16 (39), (2010).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Normal+table+of+Xenopus+laevis+%28Daudin%29+%3A+a+systematical+and+chronological+survey+of+the+development+from+the+fertilized+egg+till+the+end+of+metamorphosis%22">Normal table of Xenopus laevis (Daudin) : a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis</a>. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. , Garland Pub. New York. (1994).</li>
<li>Blackiston, D., Shomrat, T., Nicolas, C. L., Granata, C., Levin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+second-generation+device+for+automated+training+and+quantitative+behavior+analyses+of+molecularly-tractable+model+organisms%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A second-generation device for automated training and quantitative behavior analyses of molecularly-tractable model organisms.</a> PLoS One. 5 (12), (2010).</li>
<li>Rosemberg, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+spatio-temporal+behavior+of+zebrafish+in+the+open+tank+paradigm+after+a+short-period+confinement+into+dark+and+bright+environments%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Differences in spatio-temporal behavior of zebrafish in the open tank paradigm after a short-period confinement into dark and bright environments.</a> PLoS One. 6 (5), (2011).</li>
<li>Dong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+Avoidance+in+Xenopus+Tadpoles+is+Correlated+With+the+Maturation+of+Visual+Responses+in+the+Optic+Tectum%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Visual Avoidance in Xenopus Tadpoles is Correlated With the Maturation of Visual Responses in the Optic Tectum.</a> J Neurophysiol. 101 (2), 803-815 (2009).</li>
<li>Lan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noggin+Elicits+Retinal+Fate+In+Xenopus+Animal+Cap+Embryonic+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Noggin Elicits Retinal Fate In Xenopus Animal Cap Embryonic Stem Cells.</a> Stem Cells. 27 (9), 2146-2152 (2009).</li>
<li>De Robertis, E. M., Kuroda, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal-ventral+patterning+and+neural+induction+in+Xenopus+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Dorsal-ventral patterning and neural induction in Xenopus embryos.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. 20, 285-308 (2004).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Relatamos aqui um ensaio comportamental guiada pela visão simples que pode ser facilmente realizado em menos de uma semana pelo pessoal de laboratório minimamente treinados. Enquanto outros ensaios requerem equipamento especializado e experiência em comportamento animal, este ensaio permite um teste rápido para determinar a função visual. Outro ensaio comportamental, o ensaio de evitação visual, foi desenvolvida para determinar a forma como o tectum contribui para a percepção visual em Xenopus 10. Es...

Xenopus laevis foram utilizados como um organismo modelo para estudar a formação do olho. Os olhos se desenvolvem rapidamente, crescendo para a maturidade em menos de uma semana para testar genes ou vias que têm um efeito sobre o desenvolvimento visual e função. Para testar a função visual, a resposta optocinéticos optomotor e tem sido usado em peixes-zebra e girinos de Xenopus, respectivamente, de 1,2. Porque os olhos de girinos de Xenopus são relativamente menores do que peixe-zebra, este ensaio requer o uso de equipamento especializado e pessoal treinado para detectar o comportamento sutil cauda-flip e olho-movimento em Xenopus. Um comportamento mais robusto em Xenopus é a preferência para nadar em um tanque com um fundo branco, que é aqui descrito 3. Ao colocar um girino em um tanque preto / meia branca meia, o girino pré-metamórfica nada rapidamente para o lado branco do tanque. Nós anteriormente utilizado neste ensaio para determinar se o derivado de células pluripotentesolhos eram funcional 4. Aqui, apresentamos uma versão detalhada deste ensaio, que pode ser usado para testar a função visual de girinos de Xenopus premetamorphic. Este ensaio é mais simples do que o ensaio de resposta optomotor, uma vez que requer apenas uma câmara de vídeo montada digital, câmera digital e software de equipamentos padrão encontrado na maioria dos laboratórios de Xenopus. Além disso, a resposta registrada não requer nenhum treinamento especial para resultados tally. Nossos resultados representativos mostram que o mesmo grupo de girinos, tendo sofrido axotomia retina dupla, nadam aleatoriamente em torno do tanque. Também foram incluídos os resultados do ensaio de comportamento de um girino representativo, mostrando como um olho podem ser testados para a resposta visual. A folha de cálculo foi incluída de modo que os números adquiridos durante o ensaio pode ser inserido e analisados. Esta folha pode ser utilizado para determinar se os girinos testados têm uma resposta visual.

<table><tbody><tr><td>Tanque Flexível de 1/2 Galão com Tampa</td><td>eNasco</td><td>SB19271M</td><td>Tamanho: 5-3/8" x 7" x 3-3/4"</td></tr><tr><td>Fita</td><td></td><td></td><td></td>isolante preta</tr><tr><td>Papel</td><td></td><td></td><td></td>de seda branco</tr><tr><td>Grande plataforma inoculante</td><td>VWR</td><td>50809-022</td><td>Tamanho: Diâmetro 114.3 x&nbsp; H 76.2 mm (4 1/2&nbsp; x&nbsp; 3")</td></tr><tr><td>Durasorb underpad</td><td>VWR</td><td>82004-836</td><td>Tamanho: 43.2 x 60.1 cm (17 x 24")</td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>Krackeler Scientific, Inc.</td><td>1945-34155-CS</td><td></td></tr><tr><td>Tripé</td><td></td> padrão <td>Várias</td><td></td></tr><tr><td>câmeras iSight ou webcam</td><td>Apple</td><td>M8817LL/A</td><td>Bom para girinos maiores, mas os pequenos são difíceis de ver</td></tr><tr><td>Computador portátil</td><td>Apple/PC</td><td>Vários</td><td>Usamos um MacBook de 13", Intel Core 2 Duo de 2 GHz rodando MacOSX Lion 10.7.5</td></tr><tr><td>MiniDV filmadora handycam</td><td>SONY</td><td>DCR-HC42</td><td>Conectado por firewire ao computador com um FireWire 400 de 6 e 4 condutores alfa</td></tr><tr><td>Estação Handycam</td><td>SONY</td><td>DCRA-C121</td><td>Isso pode ser usado para conectar firewire à câmera</td></tr><tr><td>QuickTime Player software</td><td>Quicktime</td><td>Versão 10.1</td><td></td></tr><tr><td>26 G Agulha (5/8" de comprimento)</td><td>VWR</td><td>BD305115</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Fórceps</td><td></td><td></td> Ferramentas de Ciência Fina 11295-10 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Descartáveis</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de gentamicina [50 mg/ml]</td><td>Fisher Scientific</td><td>17-528Z</td><td>Armazenado em RT</td></tr><tr><td>Sylgard 184 elastômero de silicone</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9644388</td><td></td></tr><tr><td>Instant ocean</td><td>Doctors Foster e Smith</td><td>CD-116528</td><td>Solução estoque = 100 g/L armazenado em RT</td></tr><tr><td>Fosfato de sódio dibásico</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S0876</td><td>Solução estoque = 0,4 M armazenado em RT</td></tr><tr><td>In vitro embriões fertilizados</td><td>eNasco</td><td>LM00490MX</td><td>100 embriões/unidade</td></tr></tbody></table>

um ensaio comportamental simples para teste de função visual em<em&gt; xenopus laevis</em

A Simple Behavioral Assay for Testing Visual Function in Xenopus laevis

Medição da função visual nos girinos do sapo, Xenopus laevis, permite a triagem para a cegueira de animais vivos. A resposta optocinéticos é, um comportamento reflexiva à base de visão que tem sido observada em todos os vertebrados testados. Girino olhos são pequenos para que a resposta da cauda da aleta foi usada como medida alternativa, o que requer um técnico treinado para registrar a resposta sutil. Foi desenvolvido um ensaio de comportamento alternativo, baseado no facto de que os girinos preferem nadar no lado branco do tanque, quando colocado num tanque com lados tanto a preto e branco. O ensaio aqui apresentado é uma alternativa de baixo custo, simples que cria uma resposta que pode ser facilmente medido. A instalação consiste em um tripé, webcam e tanques de teste aninhados, prontamente disponível na maioria dos laboratórios de Xenopus. Este artigo inclui um filme que mostra o comportamento de girinos, antes e depois do corte do nervo óptico. A fim de testar a função de um olho, também incluem represenresultados representativa de um girino em que cada olho sofreu axotomia da retina em dias consecutivos. Estudos futuros poderia desenvolver uma versão automatizada deste ensaio para testar a visão de muitos girinos de uma só vez.

Relatórios anteriores demonstraram que os girinos de Xenopus premetamorphic preferir nadar no lado branco de um tanque de preto / branco e chamou este ensaio, o Fundo Preferência de cor Ensaio 3 Mudamos este ensaio, a fim de testar a função visual de ambos os olhos de girinos em menos do que uma semana. Desta forma, os olhos podem ser recolhidos para exame histológico. Mostramos aqui como a resposta é devido a pistas visuais. No Movie 1, os girinos nos pa...

Girinos de Xenopus laevis preferem nadar no lado branco de um tanque preto / branco. Este comportamento é guiado pela sua visão. Com base nesse comportamento, apresentamos um ensaio simples para testar a função visual de girinos.

Um Ensaio Comportamental simples para Teste de Função Visual em<em&gt; Xenopus laevis</em

Measurement of the visual function in the tadpoles of the frog, Xenopus laevis, allows screening for blindness in live animals. The optokinetic response ...

O objetivo geral deste procedimento é testar a função visual de girinos registrando a quantidade de tempo que o animal passa na metade do aquário de teste que é coberta com preto. Isso é realizado primeiramente criando girinos até os estágios 45 a 50. O segundo passo é montar um aquário com metade preta e metade branca, juntamente com uma câmera para o ensaio comportamental.Em seguida, coloque um segundo tanque com um girino dentro do tanque externo. Para cada registro de girino, observe o comportamento guiado pela visão enquanto o fundo do ambiente é alterado. O passo final é realizar uma exsodemia retiniana nos girinos e, em seguida, repetir o ensaio de comportamento.No final, os dados desse ensaio simples e de baixo custo são utilizados para demonstrar que os girinos têm preferência por nadar em um lado do tanque em vez do outro, sob testes de visão fototópica. A principal vantagem do uso deste método em comparação com outras técnicas, como a resposta cinética óptica ou o ensaio de movimento rápido da cauda, é que se trata de um método barato e simples, que utiliza equipamentos facilmente disponíveis na maioria dos laboratórios de opus. Para preparar os girinos, primeiramente, obtenha embriões fertilizados de Xenopus, coloque-os em solução de Ringer modificada de Marc ou MMR diluída por um fator de 10 em placas de Petri de 60 milímetros com 50 microgramas por mililitro.Coloque o antibiótico gentamicina em embriões do estágio de blástula ao estágio de placa neural. Incube os estágios dois a 15 a 18 graus Celsius em placas de Petri. Assim que os embriões atingirem o estágio de taça nova, por volta dos estágios 27 a 30, transfira-os para MMR 0,1 X sem antibióticos para permitir o crescimento bacteriano no intestino.Quando os girinos atingirem a fase de alimentação, por volta da fase 45, transfira-os para placas de Petri de 100 milímetros com 0,1 XMMR. No dia seguinte, alimente-os com o sobrenadante de pó de urtiga. Após uma semana na placa de Petri de 100 milímetros, encha um tanque de meio galão com água para rãs.Transfira os animais para o tanque e continue com a programação de alimentação com o sobrenadante de pó de urtiga, mas troque a água somente duas a três vezes por semana. Quando os animais estiverem em tanques de meio galão, mantenha-os em um ciclo de 12 horas de luz e 12 horas de escuro, com as luzes acendendo às 6:00 da manhã. Antes dos testes, coloque o tanque de meio galão com os animais sobre uma superfície branca durante a noite, por pelo menos 12 horas antes do teste. O ensaio comportamental deve ser realizado em uma área silenciosa e com pouco tráfego, sob iluminação fluorescente padrão.Prepare dois tanques de teste de meio galão para ninho nos cantos externos do que será o tanque interno. Use uma caneta Sharpie para marcar a linha d'água a cinco centímetros acima do fundo. Também para o tanque interno, identifique quaisquer reentrâncias em seu interior.Preencha-os com um composto inerte para impedir que os girinos permaneçam neles. Agora, direcione a atenção para o segundo tanque externo. Para a próxima etapa, obtenha fita isolante preta e papel-toalha branco.Use a fita para cobrir a parte externa de uma metade do tanque e o papel-toalha para cobrir a parte externa da outra, conforme mostrado aqui. Depois que os tanques estiverem preparados, monte uma mesa giratória de inoculação e coloque os tanques encaixados sobre ela. Posicione um tripé e uma webcam de modo que a câmera possa capturar a imagem do interior dos tanques de cima para baixo.Conecte a webcam a um computador com software de captura e reprodução de vídeo. Ligue a câmera e prepare-se para fazer uma nova gravação de vídeo. Em seguida, coloque um pano leve de algodão sobre a câmera e os tanques.Para reduzir os estímulos externos aos girinos, utilize um fotômetro e verifique se a luminosidade sob o tecido está entre 35 e 50 velas por metro quadrado. Inicie o ensaio comportamental recuperando o tanque interno de testes. Encha-o com água de rã até a marca de cinco centímetros.Use uma rede para transferir um animal do seu recipiente de meio galão para o tanque interno de teste no computador. Certifique-se de que o software de gravação esteja aberto e gravando a área de teste para fins de registro. Escreva o nome do animal, a data e a hora em uma folha de papel.Coloque isso sob a câmera para a gravação. Após isso, configure um temporizador para dois minutos. Em seguida, posicione o tanque externo sobre o prato giratório, de modo que o lado preto fique à direita.Agora coloque o tanque de teste dentro do tanque externo. Na área de gravação, feche a cortina e use a tela do computador para verificar a orientação do tanque externo. Certifique-se de que a gravação de vídeo esteja em andamento e inicie o cronômetro.Quando o temporizador apitar, mantenha o campo cirúrgico na posição e remova o tanque de teste interno. Em seguida, gire o tanque externo 180 graus para que o lado preto fique agora à esquerda. Recoloque o tanque de teste dentro do tanque externo e inicie o temporizador de dois minutos.Novamente, remova o tanque interno. Gire o tanque externo em 180 graus e substitua o tanque interno a cada dois minutos, por um total de 10 vezes. Ao finalizar, pare a gravação de vídeo.Retorne o girino para seu aquário de meio galão. Prepare um microscópio para realizar a retirada de retinol por exsodômio. Encha uma placa de Petri de 60 milímetros com 1% de ágar derretido em 0,1 XMMR e deixe solidificar.Remova um pequeno pedaço retangular dos aros com o tamanho do girino. Quando estiver pronto para prosseguir, recupere o animal de teste e coloque-o em Trica 0,02%. Prossiga quando não houver resposta ao aperto na cauda com pinça número três.Em seguida, transfira o animal para a placa. Prossiga montando a placa de Petri no microscópio. Prepare-se para imobilizar o animal com uma pinça de um dos lados.No lado oposto, use uma agulha de 25 graus para perfurar a pele atrás da região dorsal do olho em um ângulo de 45 graus, alcance cuidadosamente o orifício com a pinça número cinco e corte o nervo óptico evitando a veia ao lado. Vire o nervo para fora do caminho e retire a pinça após a cirurgia. Recupere o animal colocando-o em uma placa de Petri de 100 milímetros com 0,7 XMMR e 50 microgramas por mililitro.Gentamicina por 20 minutos. Em seguida, transfira a rã-touro para um tanque de recuperação com água para rãs. Coloque o tanque sobre uma superfície branca em preparação para o teste.Deixe o animal descansar durante a noite. Na manhã seguinte, utilize o ensaio comportamental para testar a função visual. Este vídeo mostra dados representativos do experimento.À esquerda estão os animais antes da cirurgia; à direita estão os mesmos animais após os axônios retinianos de ambos os olhos terem sido seccionados. Isso é indicado pelo esquema nos cantos inferiores. A água foi agitada para mostrar que nada foi adicionado para repelir os animais do lado preto ou atraí-los para o lado branco.Os girinos pré-cirurgia respondem à cor de fundo em menos de 30 segundos, enquanto os girinos cegos nadam sem rumo pelo tanque. Este gráfico mostra a porcentagem do tempo gasto nas regiões branca e preta para um único animal sob três condições. Primeiro, o animal foi observado antes de qualquer cirurgia utilizando o ensaio.Em dois dias consecutivos após o nervo óptico direito ter sido seccionado, seu comportamento foi observado durante dois dias de testes. Finalmente, após ambos os nervos ópticos terem sido seccionados, houve mais dois dias de observação com o ensaio. O animal passou mais dias no lado branco do aquário quando pelo menos um nervo óptico estava intacto.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como testar a visão de girinos utilizando reagentes e equipamentos simples encontrados na maioria dos laboratórios de rãs. Boa sorte com seus experimentos.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Teste de sensibilidade visual em lagartos usando um paradigma de condicionamento operante, que emprega a reprodução de vídeo de random-dot kinematograms e computer-generated invertebrados.

Teste de sensibilidade visual para a velocidade e direção do movimento em Lagartos

Nós desenvolvemos o Response Visual-Motor para quantificar a saída do motor de zebrafish larval em resposta aos aumentos de luz e diminui. Também examinamos os mutantes visão zebrafish, incluindo a resposta não optocinético (NRC) mutantes, que foram pensados ​​para serem completamente cego quando testado por um outro ensaio de visão, o reflexo optocinético.

Um Ensaio Comportamental para Medida de capacidade de resposta a alterações em Zebrafish intensidades de luz

O VisioTracker é um sistema automatizado para a análise quantitativa do desempenho visual de peixes adultos e larvas pequeno baseado no registro dos movimentos oculares. Ele possui total controle sobre propriedades de estímulo visual e análise em tempo real, permitindo alto rendimento de pesquisa em campos como o desenvolvimento do sistema visual e função, farmacologia, estudos de circuitos neurais e integração sensório-motora.

VisioTracker, uma abordagem inovadora Automatizada de Análise Oculomotor

Este vídeo descreve o ensaio de resposta optocinética em peixe-zebra. O vídeo mede os movimentos reflexivos dos olhos com base no estímulo visual em movimento e determina a acuidade visual no peixe-zebra.

Ensaio de resposta optocinética: um método para medir a acuidade visual em peixe-zebra

O vídeo descreve o ensaio de evitação e tigmotaxia de larvas de peixe-zebra. O vídeo examina o comportamento das larvas de peixe-zebra em resposta ao estímulo visual aversivo.

Ensaio de evitação e timotaxia do peixe-zebra: um método de alto rendimento para examinar o comportamento larval em resposta a estímulos visuais aversivos

Zebrafish têm sido uma ferramenta valiosa para diversas áreas de pesquisa. Aqui demonstramos um método para induzir uma resposta visual e calcular uma acuidade visual funcional no peixe-zebra adultos.

A resposta optocinético como uma medida quantitativa da acuidade visual em Zebrafish

Apresentamos um método para a análise eletrorretinográfica (ERG) de larvas de peixe-zebra utilizando técnicas de micromanipulação e eletrorretinografia. Este é um método simples e direto para testar a função visual de larvas de peixe-zebra in vivo.

Eletrorretinograma Análise da Visual Response no peixe-zebra Larvas

Xenopus girinos oferecem uma plataforma única para investigar a função do sistema nervoso em vivo. Descrevemos as metodologias para avaliar o processamento das informações olfativas em vida Xenopus larvas em condições normais de criação ou após lesão.

Avaliação funcional das vias olfativas vivos Xenopus girinos

Para examinar a visão do mouse, realizamos um teste de iminente. Camundongos foram colocados em uma grande arena quadrada com um monitor em seu teto. O estímulo visual iminente evocou consistentemente as reações de congelamento ou de voo nos camundongos.

Usando estímulos visuais de Looming para avaliar a visão do mouse

Este protocolo tem como objetivo demonstrar como microinjetar uma mistura de DNA/DOTAP em olhos de embriões de um dia de idade Xenopus laevis , e como a imagem e reconstruir a proteína fluorescente verde individual (GFP) expressando mandris axonal óptica em mesencefálicas tectal de intacto, vivendo Xenopus Tadpoles.

Microinjection do ADN em Eyebuds em embriões do laevis de Xenopus e imagem latente de GFP que expressa Arbors axonal óticos em girinos intact, vivendo de Xenopus

A degeneração neural nos olhos e no cérebro como resultado do diabetes pode ser observada através de testes comportamentais realizados em roedores. O labirinto Y, uma medida de cognição espacial, e a resposta optomotor, uma medida da função visual, ambos fornecem insights sobre potenciais diagnósticos e tratamentos.

Avaliação Comportamental da Função Visual via Resposta Optomotor e Função Cognitiva via Y-Maze em Ratos Diabéticos

Aprenda a testar a função visual em girinos de Xenopus laevis usando um ensaio comportamental simples com tanque meio preto e meio branco. Este método avalia preferências de natação guiadas pela visão.

Um Ensaio Comportamental simples para Teste de Função Visual em

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