Name: Rim murino técnica de transplante (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: Aprenda a técnica modificada de anastomose arterial com manguito de calcanhar e ponta para transplante renal em camundongos. Este método reduz a trombose arterial e melhora as taxas de sucesso do enxerto.

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Todos os ratinhos foram adquiridos da The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) e foram alojados em condições livres de patógenos na Universidade do Colorado Denver, Facility Barbara Davis Centro de animal de acordo com diretrizes do NIH e com a aprovação da University of Colorado Denver IACUC. 1. doador de rim Colheita <ol><li> Esterilizar todos os instrumentos, usar luvas estéreis durante todo o processo e manter um campo esterilizado. Executar todas as cirurgias com a utilização de um microscópio de operação. </li><li> Remover cirurgicamente rins de doadores de rato anestesiado-pentobarbital (60mg / kg IP) doadores. Verificar profundidade da anestesia por toe-pitada, e observar a freqüência respiratória. </li><li> Clipe da pele, em seguida, imobilizar o rato por apoios de 4-way. Prepare a pele com iodopovidona e armar o mouse de forma estéril. </li><li> Adicione a 2 cm da linha média incisão abdominal vertical e entrar na cavidade abdominal. Retrair o intestino superiormente e exteriorizá-lopara o peito. Mantenha o intestino envolto em gaze estéril úmido durante todo o procedimento. </li><li> Identificar os grandes vasos abdominais e mobilizá-los, identificar quaisquer ramos lombares e ou cauterizar ou ligá-los com 10/0 nylon de sutura. </li><li> Imediatamente distal para os vasos renais esquerda provocar a veia cava inferior (IVC) e aorta abdominal (AA) por dissecção romba para além ao longo de aproximadamente 2 mm. Ligadura com 10/0 nylon e dividir pequena arterial e ramos venosos dos vasos renais. </li><li> Agora separar a veia renal a partir da artéria renal cuidadosamente por dissecção romba destas estruturas. Isto permite a criação de um emplastro precisas Carrel na extremidade proximal da veia renal, que vai ser utilizado para formar uma anastomose extremidade-a-lado para os destinatários IVC. </li><li> Identificar, ligadura e dividir os vasos adrenal esquerda. Isto permite que o acesso à aorta supra-renal e uma sutura de seda 6-0 é colocado em torno da aorta em preparação para a ligação, mas não amarrado neste momento. </li&gt; <li> Mobilizar o rim, ureter e vasos do tablier envolvente. Gire o rim para a direita e ligar / dividir quaisquer ramos posteriores. Em seguida, a rim de regresso para a esquerda. </li><li> Agora dirija a atenção para o ureter. Sem perturbar o hilo renal libertar o ureter a partir da envolvente tablier tendo o cuidado de preservar os vasos ureterais. Divida o ureter no nível do canal deferente. O rim está agora pronto para recuperar. </li><li> Lentamente injetar 300 unidades de heparina para a VCI distal heparinizar assim o doador. Atar o fio de sutura de seda 6-0 colocado em torno do AA supra-renal e perfundir o rim esquerdo via a aorta abdominal distai com 0,8 ml de solução salina de heparina (100 U / mL). </li><li> Uma vez que a perfusão cessou criar um remendo Carrel venosa imediatamente para eliminar o refluxo para o rim. Retrair a veia renal em direção ao rim revelando a AA ea artéria renal abaixo. </li><li> Dividir a aorta adjacente à artéria renal, criando um calcanhar ee braçadeira como mostrado na Figura 1. Remover o rim e ureter, vasos do dador. </li><li> Remover o rim directamente a um receptor pré-preparado (0 min de tempo de isquemia fria) ou armazenado a 4 ° C numa solução de escolha para um tempo pré-determinado, até que o tempo de implantação. Eutanasiados os doadores por exsanguanation e deslocamento cervical. O tempo total para recuperar doador de rim é de aprox. 15-20 min. </li></ol> 2. Rim Técnica de Implante <ol><li> Anestesiar o mouse destinatário com pentobarbital (60 mg / kg dose inicial IP, 25mg / kg IP dose suplementar se necessário). Verificar profundidade da anestesia por toe-pitada, e observar a freqüência respiratória. Clipe da pele, em seguida, imobilizar o rato por apoios de 4 vias e aplicar pomada oftálmica para os olhos. Prepare a pele com iodopovidona e armar o mouse de forma estéril. </li><li> Adicione a 2 cm da linha média incisão abdominal vertical e entrar na cavidade abdominal. Retrair o intestinosuperiormente e exteriorizar para o peito. Mantenha o intestino envolto em gaze estéril úmido durante todo o procedimento. </li><li> Neste momento realizar uma nefrectomia direita. Ligar a artéria e veia renal com 6-0 seda. Extirpar o rim distal para as suturas. Ligadura do ureter com seda 6-0 e depois dividir proximal do rim. </li><li> Isolar a aorta abdominal e veia cava inferior (IVC) abaixo dos vasos renais. Coloque 4-0 laços de algodão em torno da aorta e, em seguida, IVC superiores inferior ao local da anastomose. Identificar e ligar quaisquer vasos lombares dentro do campo com nylon 10-0 sutura. </li><li> Atar os laços de algodão, o primeiro inferior seguido pelo superior. Deste modo algum sangue é retida na aorta fazendo o aortotomy mais fácil. </li><li> Formar o aortotomy com uma agulha de 30G para introduzir o lúmen da aorta. Estender a incisão com tesoura micro finas para um comprimento de cerca de 2 mm. </li><li> Faça um fim a anastomose lado do manguito doador aórtica punta-taco paraa aorta do receptor da seguinte maneira. Coloque um nylon 10-0 sutura estadia ponto na aorta do doador e ao ângulo inferior da incisão na aorta destinatário e gravata. </li><li> Coloque um segundo nylon 10-0 frente ao primeiro lugar na aorta do doador e do canto superior da incisão na aorta abdominal e gravata. Faça uma linha de sutura contínua de superior para inferior na parede lateral da aorta e empate contra o ponto estadia previamente colocado. Em seguida, sutura da parede medial de uma forma correndo e gravata. </li><li> Faça um fim-anastomose da veia renal dador até ao receptor IVC da seguinte forma. Perfurar o IVC com uma agulha de 30G e estender a incisão com tesoura micro finas. Amarre a veia renal de doadores para o canto inferior da incisão na VCI com nylon 10-0. Faça uma linha de sutura contínua entre a veia renal e da VCI e gravata. NOTA: É também de vital importância que a espessura total passa da agulha de sutura incluindo o adventit vascularIA e da íntima são alcançados. Eversão das bordas também assegura que não há contacto íntima-a-íntima, que ajuda na cura e selagem das anastomoses. Enquanto um agente de coagulação hemostática pode ser útil para reduzir vazamentos, recomendamos que um cirurgião sim contar com boa técnica. </li><li> Certifique-se de que as anastomoses são &quot;limpos&quot;. Isto é, que as paredes opostas não são capturados ao colocar pontos. Isto fará com que uma constrição significativa ao fluxo que irá resultar numa falha do enxerto e em casos extremos, à paralisia dos membros posteriores. NOTA: Outro factor extremamente importante é assegurar que a tensão das linhas de sutura anastomóticos também é óptima. Muito solto e haverá vazamento irreversível, muito apertado e estenose ao fluxo resultará. Se no lado arterial isto irá resultar em má perfusão do enxerto, se no lado venoso de um rim congestionado vai resultar. </li><li> Solte o fluxo venoso 4-0 tie algodão restabelece distal. Uma vez que a hemostasia do venonos anastomose tem sido observado gradualmente afrouxar o laço de algodão 4-0 proximal e observar a anastomose arterial para hemostasia. </li><li> Retire os laços de algodão do mouse uma vez ambas as anastomoses são consideradas seguras. Pierce da bexiga com uma agulha de 20 G a criação de dois furos. </li><li> Passar as pontas das pinças curvas através dos orifícios e puxar o ureter dador através da bexiga com a pinça com a extremidade proximal do ureter sendo ancorada à parede da bexiga com duas suturas de nylon 10-0. Aparar o excesso de comprimento do ureter saliente a partir do segundo furo permitindo do uréter se retraia dentro da bexiga e fechar o buraco com duas suturas de nylon 10-0. </li><li> Retorno do intestino para o abdômen. Feche a parede abdominal em duas camadas usando 5-0 sutura de seda de forma a funcionar. </li><li> Administrar um bolus de 1,0 ml de solução salina esterilizada quente no abdômen como a reanimação com líquidos em cima do fecho, e injectar 0,8 ml de solução salina normal subcutaneamente no pós-operatório. Nenhum outro supportisão necessárias medidas ve durante a cirurgia. </li><li> Recuperar o animal em uma manta térmica. Tempo de implante total é de aprox. 35-45 min. Administrar analgésicos, tais como a buprenorfina, de 0,05 mg / kg, SC, 0,1-0,2 ml no início do procedimento e cada 6-12 horas, durante 72 h pós-op. </li></ol> 3. A nefrectomia contralateral <ol><li> Dependendo dos requisitos do protocolo, vários dias após o procedimento de implante, uma nefrectomia contralateral executar sob anestesia com isoflurano (5% de isoflurano inalado por indução, 1,5-2,0% para manutenção). </li><li> Digite a cavidade abdominal e retrair delicadamente o intestino para a direita do animal. Expor o rim esquerdo e dissecar romba da fáscia circundantes. </li><li> Ligar a artéria renal, veia e do ureter com 6-0 suturas de seda e, em seguida, o rim acima excisar as suturas e remover o rim. Tempo total do procedimento é de aprox. 10 min. </li></ol> 4. Avaliação do Enxerto <ol><li> Medida creati soronove utilizando o método do picrato alcalino (Jaffe reacção). </li></ol>

<ol><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li>
<li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Aust+N+Z+J+Surg%22%5BJournal%5D)">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li>
<li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li>
<li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning+curve%2C+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
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<li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li>
<li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li>
<li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech+Eng%22%5BJournal%5D)">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004(2011).</li>
<li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li>
<li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li>
<li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels%3A+fibrin+versus+platelets%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li>
<li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis%3A+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Dominar esta técnica de transplante é difícil, mas uma vez conseguido isso é uma ferramenta de pesquisa muito poderoso. O cirurgião paciente / pesquisador será recompensado pela atenção aos detalhes e consistência da técnica, que é a chave para dominar qualquer procedimento cirúrgico, ainda mais em pequenos modelos animais. As dificuldades técnicas de dominar o transplante de rim do rato são muitas dobras, e é altamente provável que a experiência em outros modelos pequenos transplante animal deve ser adquirida antes de ...

Desde 1973, o modelo de transplante renal em ratos tem sido um valioso instrumento de pesquisa, mas problemas técnicos têm dificultado seu uso generalizado. Ao longo dos anos, vários trabalhos têm sido publicados detalhando melhorias / aperfeiçoamentos a este procedimento. Como um modelo de transplante de órgãos sólidos, principalmente vascularizado este procedimento é, provavelmente, perdendo apenas para o modelo de transplante cardíaco heterotópico, que também foi concebido pelo laboratório Russell em 1973 6. Ambos os modelos se prestam à investigação sobre respostas de rejeição alogênicos, o desenvolvimento da função retardada do enxerto e lesão por isquemia-reperfusão. Um dos problemas mais comuns que devem ser comunicadas com transplante renal é a relativamente alta incidência de trombose arterial 4,5,7 que também experiente em nosso laboratório. Por isso nos propusemos a realizar uma revisão da literatura sobre a formação de trombos e, possivelmente, encontrar a causa deste problema técnico e também para elaborar umsolução possível. A causa mais provável de trombose é o caminho tortuoso tanto o sangue toma da aorta do receptor, para a aorta do doador renal em seguida, para a artéria renal dador. Este caminho provoca turbulência na artéria renal, o que pode conduzir à activação de plaquetas e formação de trombos. Com base nas observações recentes e uma pesquisa da literatura relevante 14/08 que surgiu com uma nova técnica que reduziu trombose para 0%. A técnica descrita aqui varia de técnicas previamente relatados na formação de um arterial punta-taco manguito que as instalações melhora a circulação sanguínea e reduz significativamente a formação de trombos. A braçadeira é formada pela divisão da aorta infra-renal através da face do óstio da artéria renal com um ângulo inferior a 45 ° em relação ao eixo longitudinal da aorta (Figura 1A e 1B). Isto resulta numa braçadeira aproximadamente 2 mm de comprimento. Um patch Carrel venosa é formado por transecting o renal veia para a VCI aumentando assim o diâmetro da braçadeira. A infra-renal de doadores abdominal aorta punta-taco manguito é de ponta a lado anastomosada à aorta abdominal destinatário ea veia renal doador / patch IVC é de ponta a lado anastomosado ao destinatário abdominal veia cava inferior (VCI) . O ureter é então introduzida e ancorada à bexiga tal como descrito por Han et al 3. Para este estudo transplantes não tratados apenas com tempo de isquemia quente (ie., Sem isquemia fria) são comparados. Neste caso isquemia quente refere-se ao tempo da cessação do fluxo sangüíneo através do rim de doador (passo 1.11 abaixo) e reperfusão do enxerto no receptor (passo 2.11 abaixo). Isquemia fria refere-se ao tempo que o rim não perfundido é e é mantido em armazenamento a frio, até ao início do procedimento de implante.

<table><tbody><tr><td>Instrumento</td><td>Roboz #</td><td>Fine Science Tools #</td><td>Arosurgical #</td></tr><tr><td>Pinça de micro-dissecação reta #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de micro-dissecação curva #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Pinça serrilhada curva</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de micro-dissecação Vannas, curta</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>Tesoura de microdissecação, reta, afiada, longa</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>Porta-agulha</td><td></td><td></td> com cabo de mola <td>micro 11.549.15</td></tr><tr><td>Pinça</td><td></td> de mosquito reta <td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de microdissecação, reta, romba</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de microdissecação, curva, romba</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro retrator</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bandeja de instrumentos, 10" x 6 &frac12; &rdquo; x &frac34; "</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sutura de seda, 5/0, carretel de 22,5 m</td><td>18020-50</td><td></td>Sutura 10/0 nylon T4A10Q07 5/0 seda E19A05N luvas Cortinas Biogel da Medex Supply Precept, # 64-9012-9 Seringas <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Aplicadores</td><td></td></tr><tr><td>de algodão BD 1cc insulina, # 329424</td><td></td><td>marca Fisher, # 23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Cotonetes de iodo-povidona</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI, #B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 Gravatas</td><td></td><td></td><td></td>de algodão</tr><tr><td>Algodão doméstico autoclavado com instrumentos</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

rim murino técnica de transplante

Murine Kidney Transplant Technique

A primeira técnica de transplante de rim de camundongo foi publicada em 19731 pelo laboratório Russell. Embora tenha levado alguns anos para que outros laboratórios se tornassem proficientes e utilizassem essa técnica, ela agora é amplamente utilizada por muitos laboratórios em todo o mundo. Um refinamento significativo da técnica original usando a aorta doadora para formar a anastomose arterial em vez da artéria renal foi desenvolvido e relatado em 1993 por Kalina e Mottram 2 com um novo avanço vindo do mesmo laboratório em 1999 3. Embora se possa tornar proficiente neste modelo, uma pesquisa na literatura revela que muitos laboratórios ainda experimentam uma alta proporção de perda do enxerto devido à trombose arterial. Descrevemos aqui uma técnica desenvolvida em nosso laboratório que reduz muito o trombo arterial relatado por outros 4,5. Isso é conseguido formando um manguito de calcanhar e dedo do pé da aorta infrarrenal do doador que facilita uma anastomose maior e um fluxo sanguíneo mais reto para o rim.

Esta técnica cirúrgica permite tanto para estudos simples sobrevivência de enxerto / rejeição, ou protocolos experimentais bastante complexas. Nas figuras abaixo demonstramos as vantagens de usar esse melhor técnica de anastomose arterial. Usando esta técnica, reduzimos significativamente a incidência de trombose arterial de 35% para 0%, aumentando assim a produtividade. Temos utilizado esta técnica para mais de um ano com o mesmo resultado de 0% a trombose mantida. A Figura 1 descreve o método para a f...

O objetivo deste manuscrito é descrever as etapas necessárias para realizar um transplante renal em um camundongo, prestando atenção especial aos detalhes da anastomose arterial.

Rim murino técnica de transplante

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

O objetivo geral deste procedimento é demonstrar uma técnica modificada de anastomose arterial para transplantes renais em camundongos. Isso é realizado primeiramente dissecando cuidadosamente os vasos relevantes no doador. O segundo passo consiste em criar uma bainha em forma de calcanhar e ponta na aorta abdominal do doador adjacente à artéria renal.Em seguida, este colarinho de calcanhar e ponta é utilizado para formar a anastomose arterial no receptor. Em última análise, esta técnica deve resultar em pouquíssimos casos de trombose arterial. Este vídeo mostrará como criar um colarinho arterial de calcanhar e ponta para facilitar transplantes renais na boca.A principal vantagem dessa técnica de resistência aos métodos é que o trajeto do fluxo sanguíneo da aorta do receptor para a artéria renal do doador é alinhado, resultando em uma redução da ativação de plaquetas e da formação de trombose. Utilizando técnica estéril sob microscópio cirúrgico, retire adequadamente o rim do doador. O tempo de retirada será de 15 a 20 minutos. Remova o pêlo e, em seguida, imobilize o animal.Prepare o local cirúrgico lavando a pele com iodopovidona, cubra o camundongo com campo cirúrgico e inicie a cirurgia com uma incisão abdominal mediana de dois centímetros. Retraia o intestino para o tórax e envolva-o com gaze úmida. Mantenha a gaze úmida durante todo o procedimento.Agora, localize os grandes vasos abdominais e mobilize-os. Quaisquer ramos lombares devem ser cauterizados ou ligados com sutura de náilon 10 zero. Em seguida, dissecar bluntemente um segmento de dois milímetros da veia cava inferior e da aorta, distal aos vasos renais esquerdos.Em seguida, ligue e seccione quaisquer pequenos ramos arteriais e venosos que se prendem ao vaso renal. Continue a dissecação romba para separar a veia renal da artéria renal, permitindo assim a posterior criação de um retalho de Carroll na extremidade proximal da veia renal, que será utilizado para a formação da anastomose venosa. A seguir, ligue e seccione os vasos adrenais esquerdos para acessar a aorta suprarrenal.Uma vez acessado, faça um laço com fio de seda seis zero. Suture ao redor da aorta suprarrenal para uso posterior. Agora, mobilize os vasos renais e o ureter a partir da fáscia circundante.Gire o rim para a direita no lado posterior, ligue e seccione quaisquer ramos vasculares, concentrando-se no ureter. Libere cuidadosamente o ureter da fáscia circundante. Não perturbe o hilo renal e preserve os vasos eréticos.Em seguida, divida o ureter ao nível do ductus deens. Agora, o rim pode ser recuperado. Primeiro, injete lentamente 300 unidades de heparina na veia cava inferior distal para heparinizar o doador.Em segundo lugar, fixe o ponto zero com seis laçadas na artéria supra-renal. Em seguida, realize a perfusão do rim esquerdo a partir da aorta abdominal, injetando 0,8 mililitros de solução salina com heparina a 100 unidades por mililitro. Após a perfusão, crie imediatamente o retalho venoso de Carl, evitando assim o refluxo para o rim.Retraia a veia renal em direção ao rim para revelar a artéria aorta (AA) e a artéria renal. Agora, seccione a aorta adjacente à artéria renal. Faça um calcanhar e um enxerto.Em seguida, se for necessário zero minuto de isquemia a frio, transfira o rim recuperado para um receptor preparado. Alternativamente, transfira os órgãos para uma câmara de armazenamento a quatro graus Celsius e, então, eutanase os doadores conforme indicado no protocolo descrito no texto. Este procedimento levará de 35 a 45 minutos, como realizado para a anestesia do doador.O receptor também complementa a dose inicial conforme necessário. Forneça ao receptor creme oftálmico. Em seguida, administre ao animal uma injeção de buprenorfina e continue sua administração após o procedimento; após realizar a incisão inicial e deslocar o intestino, como feito com o doador, prossiga com uma nefrectomia à direita, ligue a artéria e a veia renais com sutura 6-0, e seccione o ureter próximo ao rim com sutura 6-0.Em seguida, excise o rim distal à sutura vascular. Agora, abaixo dos vasos renais, isole a AA e a VCI, depois superior ao local da anastomose. Coloque um laço de seda quatro zero ao redor da aorta e da VCI, faça o mesmo inferior ao local.Quaisquer vasos lombares encontrados na região devem ser cauterizados ou ligados com sutura de náilon 10 zero, primeiramente amarrando firmemente o ponto inferior e, em seguida, amarrando firmemente o ponto superior. Isso manterá algum sangue na aorta, facilitando a autotomia da AOR. Realize a atomia com uma agulha de calibre 30, depois estenda a incisão para cerca de dois milímetros de comprimento utilizando tesoura microcirúrgica fina.O próximo passo é realizar uma anastomose término-terminal entre as bordas proximal e distal do enxerto do doador e a aorta do receptor. Primeiro, coloque um ponto de fixação na borda proximal da aorta do doador com fio 10-0. Passe o fio continuamente até a extremidade inferior da incisão na aorta do receptor e amarre.Em segundo lugar, coloque uma sutura 10-0 na extremidade superior da incisão aórtica e continue até a ponta da bainha do doador e amarre. Em terceiro lugar, começando na extremidade superior, faça uma sutura contínua na parede lateral da aorta e amarre contra o ponto de retenção inferior previamente colocado. Em seguida, vire o rim e continue com uma sutura contínua ao longo da parede medial, amarrando contra o ponto de retenção superior.Complete a anastomose venosa perfurando a veia cava inferior com a agulha e, em seguida, estendendo a incisão com tesoura microcirúrgica fina. Usando nylon 10-0, fixe a veia renal do doador ao canto inferior da veia cava inferior. Coloque outro ponto de seda 10-0 na extremidade superior da veia cava inferior e da veia doadora e realize um ponto contínuo ao longo de ambas as bordas.Como na anastomose arterial, a eversão das bordas dos tecidos auxilia na vedação e na cicatrização. Agora, verifique seu trabalho. As paredes opostas não devem ser capturadas pelos pontos, ou o fluxo sanguíneo ficará muito restrito.Outro fator vitalmente importante garante que a tensão da linha de sutura anastomótica seja ideal: se muito frouxa, haverá vazamento irreversível; se muito apertada, ocorrerá estreitamento do fluxo. Se no lado arterial, isso resultará em má perfusão do enxerto. Se no lado venoso, resultará em um rim congestionado.Uma vez que as anastomoses estejam completas, solte o laço de algodão distal para estabelecer o fluxo venoso. Em seguida, afrouxe gradualmente o laço proximal e lave para garantir a hemostasia na anastomose arterial. Quando ambas as anastomoses forem confirmadas como seguras, perfure a bexiga do receptor com uma agulha de calibre 20, fazendo dois orifícios, passe a pinça através dos orifícios e puxe o ureter do doador através da bexiga.Em seguida, fixe a extremidade proximal do ureter à parede da bexiga com 2 suturas 10-0. Corte o excesso de comprimento do ureter saliente para que ele retraia dentro da bexiga. Em seguida, feche o outro orifício na bexiga com sutura 10-0.Complete a cirurgia reposicionando o intestino, fechando o abdômen em duas camadas com sutura contínua de seda 5-0 e injetando um microlitro de solução salina no abdômen antes do fechamento. Após o fechamento abdominal, injete outros 0,8 mililitros de solução salina por via subcutânea e recupere o animal sobre uma manta aquecida. Em um ano de coleta de dados, esta técnica reduziu significativamente a incidência de trombose arterial de 35% para 0%, e essa taxa de 0% de trombose tem sido mantida desde então. A imuno-histoquímica foi realizada em um rim não transplantado e em um rim transplantado. Utilizando a técnica descrita, uma coloração pelo ácido periódico de Schiff revelou células tubulares proximais normais no controle e no doador.As células são cúbicas, com citoplasma claro e núcleo redondo e claro no centro da célula em ambas as setas. Observe evidências de uma leve lesão da borda em escova, mas a maioria das bordas em escova está regular e bem preservada. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar uma anastomose em copo arterial do calcanhar e do hálux, o que resultará em redução dos casos de trombose e em transplantes renais mais bem-sucedidos.

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