Name: Remendo Recordings Grampo na Intact gânglios das raízes dorsais de ratos adultos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Aprenda a preparar gânglios das raízes dorsais intactos de ratos adultos para gravações de patch clamp. Este método preserva o microambiente neuronal e das células gliais satélite, permitindo estudos eletrofisiológicos mais precisos sobre mecanismos de dor.

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Os autores gostariam de agradecer à Painless Research Foundation pelo apoio ao trabalho. Este trabalho também foi apoiado pelas bolsas do NIH R01 NS080921-01 e R21 NS079897-01A1.

Declaração de Ética: Todos os procedimentos para a manutenção e utilização dos animais experimentais conformados com os regulamentos das comissões UCSF em Pesquisa Animal e foram realizadas em conformidade com as diretrizes dos regulamentos do NIH sobre o uso e cuidados (Publicação 85 animais - 23, revista em 1996 ). O Comité Cuidados e Uso de Animais aprovou os Institucional UCSF protocolos utilizados neste estudo. 1. Preparação de Instrumentos, Soluções e pratos <ol><li> Prepare fluido cerebrospinal artificial (aCSF). <ol><li> Preparar 500 ml de 10x solução de baixo catião, e 500 ml de solução de bicarbonato de 10x (ver Tabela 1 e 2 para a preparação da solução). Armazenar a 4 ° C e utilizado dentro de um mês. </li><li> Preparar 600 ml de aCSF fresco por mistura de 60 ml de 10x solução de baixo catiónica com 60 ml de solução de bicarbonato, e, em seguida adicionar 480 ml de água de s ionizada para alcançar um volume final de 600 ml. Bolha do aCSF com carbogênio(5% de O2 e 95% de CO 2) durante pelo menos 10 min antes da utilização. </li></ol></li><li> Puxe remendo pipeta capilar de vidro. <ol><li> Coloque vidro fino capilar murado em um extrator pipeta para preparar pipetas de gravação. Nota: Em nosso laboratório, os seguintes parâmetros de configuração do extrator são usados ​​para atingir a forma ideal pipeta: calor (510), velocidade (32). A forma pipeta ideal para gravação DRG intacto deve ter um afunilamento delgado gradual com um ângulo de cone baixo, e isso pode ser melhor alcançado por tentativa e erro. </li><li> Assegure-se que a resistência da pipeta é de 3-5 MQ quando preenchidos com a solução internos (ver Tabela 3 para a preparação da solução). Por favor, consulte o Guia Axon para o método detalhado para medir a resistência da pipeta 18. </li></ol></li><li> Adicionar 1 mg de colagenase para 400 ul de aCSF, para dar uma concentração final de 13 unidades / ml. Em seguida, preencha cada pipeta de vidro com cerca de 20 ml de solução de colagenase. Lojaas pipetas cheias em um congelador C -20 ° e usá-los dentro de três semanas. </li><li> Prepare 200 ml de aCSF fria (cerca de 4 ° C). Para esfriar o aCSF rapidamente colocá-lo num copo, selar com filme plástico e coloque em um C congelador -20 ° por cerca de 20 minutos até que ele começa a congelar. Colocar o copo num banho de gelo e fazer borbulhar com carbogénio durante 10 min. Bolha a 400 ml de aCSF com carbogénio restante à TA. </li><li> Enquanto o aCSF é arrefecimento, cortar a extremidade de uma pipeta de transferência de plástico descartável para ampliar a abertura de um diâmetro de 5 mm (isto irá ser utilizado para transferir o DRG). Coletar os seguintes instrumentos cirúrgicos: bisturi (# 15), Mayo retas e curvas tesouras, bem dois milímetros ponta Rongeur, Adson (dentada) forceps, íris tesouras, tesouras de primavera e duas pinças finas. Despeje a aCSF frio oxigenado em placas de Petri 3 de vidro (diâmetro exterior: 10 cm). </li></ol> 2. DRG Dissection <ol><li> Anestesiar um rato (200-220 g) com pe de sódiontobarbital (100 mg / kg, ip) e confirmar que o nível de anestesia é adequada por meio de testes de reflexo pedal e olho reflexo de piscar. </li><li> Depois de verificar que o rato é anestesiado, raspar a área lombar e inciso da pele e do tecido subcutâneo ao longo da linha média. Separar os músculos paravertebrais dos processos espinhosos no nível L1-S2 usando um elevador periosteal bem. </li><li> Use tesoura curva para cortar os processos espinhosos de L1 a S2. Use a tesoura Mayo retas para fazer cortes transversais na coluna vertebral exposta a cerca de L1 e S1 e remover este segmento da coluna vertebral em bloco e rapidamente mergulhe-o em aCSF frio (preparado no passo 1.5) por 2-3 min. Após a remoção do DRGs lombares, eutanásia é realizada por toracotomia bilateral enquanto o rato é ainda sob anestesia com pentobarbital de profundidade. </li><li> Lave fora do sangue a partir da coluna vertebral, removido e o tecido ligado e transferir para uma placa de Petri com aCSF frio. vocêse, uma rongeur fino para remover as lâminas. Cortar a dura-máter ao longo da linha média com microtesouras para expor a medula espinhal. Levante cuidadosamente a medula espinhal e cortar as raízes nervosas em seu ponto de entrada na medula espinhal usando íris tesouras, em seguida, remover a medula espinhal. </li><li> Transferir a vértebra restante com DRGs para a segunda placa de petri preenchida com aCSF frio. Identificar a L4 e L5 DRGs com base na sua posição relativa a processos transversais e do nervo ciático. Nota: Manter o nervo ciático intacta ajudará a identificar L4 e L5 DRG (o nervo ciático tem origem nos nervos espinhais L4-6). </li><li> Use uma pinça Dumont e as tesouras Noyes para libertar os DRGs dos tecidos conjuntivos circundantes. Mantenha a raiz do nervo e nervo espinhal associadas a DRGs. </li><li> Utilizar a pipeta de transferência para mover as DRGs para a terceira placa de Petri para posterior dissecação. </li><li> Sob o microscópio de dissecação, cuidadosamente remover tanto quanto possível do th circundante epinervoe DRG. <ol><li> Use a mola tesoura Noyes para cortar uma abertura onde dorsal e ventral raízes se juntar ao DRG e separar a raiz ventral do DRG. Use Dumont # 5 pinça com pontas sem corte para manter o epineuro, e usar outra pinça fina para rolar a DRG do epineuro. </li><li> Continuar para remover o máximo possível de epineuro ligado a DRGs usando o fórceps finos. Nota: Uma DRG bem dissecado é importante para se obter uma boa digestão no passo seguinte. </li></ol></li></ol> 3. DRG Digestão <ol><li> Transferir o DRG para a câmara de registo. Verifique se o lado de DRG, onde as raízes nervosas originam rostos para baixo. Nota: Neste modo, a maioria dos neurónios são acessíveis. </li><li> Use uma âncora para estabilizar o DRG. Perfundir DRG com aCSF oxigenado a uma taxa de 0,5 ml / min através de tubos de plástico que está ligado com uma bomba peristáltica, que é colocado sobre uma mesa ao lado do equipamento de gravação. </li><li> Esperar durante 30 min para permitir que as células para recuperar. Avaliar a qualidade do DRG sob contraste de interface diferencial de infravermelhos (IR-DIC) na óptica de ampliação 40X objectivo através de uma câmara CCD. Nota: Os bons DRGs geralmente contém muitos redondo, bem contrastada, neurônios cercadas por células gliais satélite em sua superfície. </li><li> Digerir uma pequena área da superfície do DRG. Nota: As pipetas de patch vidro são colocadas em suportes de pipetas, que são pequenas acoplamentos que permitem que os tubos a serem ligados para a pipeta de vidro com uma vedação hermética. <ol><li> Individualmente conectar duas seringas de 1 ml para os suportes de pipetas através de dois pedaços de tubos de borracha pequeno diâmetro. Coloque uma pipeta de vidro preenchidos com colagenase em um dos suportes de pipetas e uma pipeta de vidro vazio para o outro. </li><li> Use o micromanipulador para posicionar as pipetas logo acima do DRG. Então, sob a ampliação do microscópio, colidem as pontas das duas pipetas contra o outro suavemente para ampliar as aberturas das pontas de pipeta (Idealmente um diâmetro de 5-10 uM). </li><li> Mover a pipeta cheia com enzima perto da superfície de DRG e brevemente aplicar pressão positiva para a pipeta contendo colagenase através do tubo de ligação e o suporte da seringa deslocando-se o êmbolo cerca de 0,5 ml. Nota: Sob pressão, o fluxo da enzima a partir da pipeta irá aumentar ligeiramente o espaço entre os neurónios DRG, que podem servir como sinal para a aplicação da enzima. </li><li> Depois de 10 a 15 min, quando se observa os restos do epineuro restante, aplique pressão negativa suave para a pipeta vazio para sugar os detritos. Nota: Neste modo, os neurónios e células gliais circundantes satélite serão claramente expostos e prontos para a gravação de remendo. </li><li> Descartar as duas pipetas para o recipiente apropriado. </li></ol></li></ol> 4. Recordings Grampo patch <ol><li> Coloque a solução de eléctrodo (ver Tabela 3) em gelo para evitar a degradação. Encha a pipeta patch de vidro comintracelular solução filtrada (filtro de seringa, tamanho de poro: 0,2 um) e colocar a pipeta no suporte da pipeta headstage. Aplicar uma pressão positiva suave para a pipeta através de uma seringa de 5 ml, deslocando o êmbolo cerca de 1 ml antes de abaixar a pipeta na solução do banho. Nota: Isto impede a pipeta de se tornar bloqueado. </li><li> Escolha o modo &quot;V-clamp&quot; girando o botão de modo no amplificador, em seguida, abra &quot;Membrane teste&quot; interface no software. Mover a pipeta perto do neurônio alvo sob inspeção microscópio. Nota: Na preparação DRG intactos, uma fina camada de células da glia por satélite encapsula cada neurónio. </li><li> Use pressão positiva da pipeta para atravessar a camada de células da glia de satélite até que um alargamento súbita do espaço entre o neurónio e a camada circundante de células gliais de satélite é observado. Mantenha-se movendo a pipeta para o neurônio até que uma &quot;covinha&quot; é observado no neurônio. Nota: Em comparação comgravações de neurônios dissociados, a pressão positiva precisa ser um pouco maior, o que ajudará a penetrar a camada de células glial por satélite e aumentar as chances de patching bem sucedido. </li><li> Reduzir a pressão positiva. Em seguida, conseguir um selo giga ohm com sucção suave. Nota: Com este método, a taxa de sucesso de gravação é de pelo menos 70%. </li><li> Obter a configuração de gravação de célula completa, tal como descrito anteriormente 19. <ol><li> Resumidamente, penetrar a membrana celular dos neurônios através de um pequeno, mas forte sucção. Alternativamente, use a função &quot;zap&quot; no amplificador enquanto a sucção é aplicada. </li><li> Uma vez que um modo de célula inteira é estabelecida, compensar a capacitância de células inteiras e resistência série (RS) rodando os botões capacitivos e compensação de resistência no amplificador. Nota: Rs é normalmente 5-20 mohms. </li><li> Abandonar a célula se Rs é inicialmente superior a 30 mohms; ou RS alterações por mais de 20% durante a gravação. tbmedir o potencial de repouso; abandonar uma célula se o potencial de repouso é mais do que -50 mV. </li></ol></li><li> Feche a janela de &quot;teste de membrana&quot;. Escolha o modo &quot;Eu-clamp normal&quot; girando o botão de modo no amplificador. </li><li> Clique em &quot;protocolo aberto&quot; no software, selecionar e carregar o protocolo para medir reobase. Clique em &quot;Record&quot; para iniciar a gravação. Medir a resistência de entrada e reobase para examinar a excitabilidade neuronal, por injecção de uma série graduada de correntes despolarizantes em passos de 100 Pa. <ol><li> Clique em &quot;protocolo aberto&quot; novamente e selecione o protocolo para medir limiar membrana. A 500 ms despolarizantes atual rampa (2.000 pA / s) será injetado para o neurônio. </li><li> Use de aquisição de dados e software de análise (por exemplo Clampfit) para analisar os vestígios gravados de acordo com as instruções do fabricante. Usar o software para calcular a resistência de entrada (Rin) sobre a base do Relat estado estacionário IVionship durante as correntes hiperpolarizantes entregues. Mover o cursor para medir o valor para o limiar reobase e membrana. Nota: A amplitude de corrente necessária para induzir o AP é definida como a reobase, e a tensão mais baixa para induzir AP é definido como limiar de membrana. </li></ol></li><li> Grave as correntes ligando induzido. <ol><li> Encha uma pipeta com os agonistas específicos. Nota: No relatório atual, nós usamos 100 M glutamato e 100 M AITC para induzir as correntes mediadas pelos receptores de glutamato e receptores TRPA1, respectivamente. </li><li> Verifique a pipeta para se certificar de que não há bolhas de ar no interior. Coloque a pipeta no suporte da pipeta. Ligue o suporte da pipeta com um tubo ligado a um sistema de distribuição de drogas. </li><li> Use o manipulador para mover a pipeta dentro de 50 uM do neurónio. Defina a pressão do sistema de distribuição de drogas a 1 psi e a duração de 1 segundo. Mudar o modo de gravação a braçadeira de tensão, e prenda a -70 mV. Resumidamente aplicar a pressão através do sistema de distribuição de drogas para gravar uma corrente induzida por drogas. </li></ol></li></ol>

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Nós relatamos um método para preparar DRGs inteiros para estudos patch clamp. Há vários elementos-chave para a preparação de um espécime ideais. Em primeiro lugar, é importante para dissecar os DRGs com raízes dorsais anexados. Depois disso, o perineuro necessitam de ser cuidadosamente removidas, evitando danos para os neurónios. Finalmente, para expor os neurónios e as suas células gliais circundantes por satélite, que é necessário para digerir o tecido conjuntivo restante. DRGs intactas a partir de ratos adultos, prep...

Sensation é essencial para a sobrevivência e bem-estar de um organismo. A transmissão de estímulos é dependente das vias sensoriais a partir de terminações periféricas dos axónios de neurónios sensoriais primários. neurónios sensoriais primários, com a excepção de o núcleo mesencefálico do nervo trigeminal, situam-se nos gânglios da raiz dorsal e gânglios trigeminais (DRG). Eles servem como guardiões da informação sensorial 1. Na membrana perikarial, assim como nos terminais centrais e periféricos, os neurônios DRG expressam receptores e canais iônicos, tais como receptores de glutamato, os receptores alfa de TNF, receptor de potencial transitório canal cátion membro da subfamília V 1 (TRPV1), canais de sódio, etc. 2 -7. gravações de patch clamp da membrana perikarial permitir compreender alterações funcionais de muitos destes receptores e canais ao longo do neurónio. A técnica de gravação de patch-clamp é uma ferramenta poderosa para stumorrendo as actividades dos canais ou receptores e um grande número de estudos foram realizados por aplicação da presente técnica em neurónios DRG 8-10. Na maioria dos estudos, o DRG é removido através do corte das radículas dorsais e nervo perto da coluna vertebral para o gânglio. Após a trituração, o gânglio é, então, colocado em enzimas digestivas que resultam na dissociação dos neurónios DRG, que podem então ser gravados imediatamente ou cultivadas durante vários dias antes da gravação. Infelizmente, a dissociação dos neurônios DRG envolve uma axotomia necessário perto do pericários. Uma vez dissociados e axotomia, os neurônios DRG sofrer alterações fenotípicas, bem como alterações na excitabilidade da membrana 11,12. A perda de contato entre o pericários de neurônios individuais e as células gliais por satélite que normalmente cercam deles é susceptível de contribuir para estas mudanças 13. O crosstalk entre os neurônios e células gliais por satélite é tanto essencial em condições fisiológicas e na adaptação às pathologcondições políticas, tais como as que podem causar dor intratável 14,15. Seria um desafio para estudar a interação entre os neurônios e células gliais por satélite usando uma preparação DRG dissociada. DRGs intacto, por outro lado, fornecer aproximar das condições in vivo. Nos últimos anos, nosso laboratório, bem como alguns outros grupos, tem vindo a utilizar DRGs intactas de ratos adultos para investigar mudanças de neurônios sensoriais primários em diferentes condições associadas com dor crônica 3-5,11,15-17. Embora as técnicas utilizadas nestes estudos são relativamente estabelecido, uma descrição passo-a-passo não foi ainda publicada. No presente artigo, são apresentadas uma maneira conveniente e rápido para preparar DRGs intactas e sua utilização para gravações patch clamp.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital sódico</td><td>vortech Pharmaceuticals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>seringa</td><td>BD</td><td>309659</td><td>1 ml, 5 ml.</td></tr><tr><td>bisturi</td><td>BD</td><td></td><td>tamanho: 15</td></tr><tr><td>Mayo tesoura reta</td><td>Fine Science Tools</td><td>14010-15</td><td></td></tr><tr><td>Mayo curvo tesoura</td><td>Fine Science Tools</td><td>14011-15</td><td></td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td></td></tr><tr><td>Adson pinça dentada</td><td>Fine Science Tools</td><td>11027-12</td><td></td></tr><tr><td>Iris Scissor</td><td>Fine Science Tools</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de mola Noyes</td><td>Fine Science Tools</td><td>15124-12</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de osso</td><td>Fine Science Tools</td><td>16044-10</td><td>Especial para cortar os ossos.&nbsp;</td></tr><tr><td>Fórceps: Dumont, Dumoxel Biologie #5</td><td>Ferramentas de Ciência Fina</td><td>11252-30</td><td>Estas têm as pontas finas que não precisam ser afiadas quando compradas pela primeira vez.</td></tr><tr><td>elevador periosteal</td><td>Sklar</td><td>97-0530</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio de dissecção</td><td>WILD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipeta de transferência</td><td>Fisher marca</td><td>13-711-5AM</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri (10 cm)</td><td>Pyrex</td><td></td><td>A placa de Petri de vidro pode evitar danificar as pontas da pinça fina</td></tr><tr><td>Colagenase (Liberase TM)</td><td>Roche</td><td>05-401-119-001</td><td>dissolver na concentração de 13 U/ml, alíquota em pipeta de vidro. Evite congelamento e descongelamento repetidos.</td></tr><tr><td>filtro</td><td>Thermo scientific</td><td>7232520</td><td>Filtre as soluções internas para gravação de patch clamp para evitar entupimento.</td></tr><tr><td>Pipeta de vidro</td><td>Sutter</td><td>BF150-110-7.5</td><td></td></tr><tr><td>Anchor</td><td>O aparelho Havard</td><td>64-0250</td><td>estabiliza o DRG para evitar deriva.</td></tr><tr><td>Bomba peristáltica</td><td>WPI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Extrator de pipetas</td><td>Sutter</td><td>P97</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador</td><td>Dispositivos moleculares</td><td>Axopatch 200B</td><td></td></tr><tr><td>Digitador</td><td>Dispositivos moleculares</td><td>1440D</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio</td><td>NIKON</td><td>FN600</td><td></td></tr><tr><td>Micro-manipulador</td><td>Sutter</td><td>MPC200</td><td></td></tr><tr><td>microinjeção sistema de distribuição</td><td>Válvula Geral</td><td>Picrospitzer II</td><td>sistema de aplicação rápida de medicamentos</td></tr><tr><td>Carbogen (95% O2, 5% CO2)</td><td>Fornecedor</td><td></td><td></td> local de gás medicinal</tr></tbody></table>

remendo recordings grampo na intact gânglios das raízes dorsais de ratos adultos

Patch Clamp Recordings on Intact Dorsal Root Ganglia from Adult Rats

estudos de patch-clamp de gânglios da raiz dorsal (DRGs) neurônios têm aumentado nossa compreensão do sistema nervoso periférico. Actualmente, a maioria das gravações são realizadas sobre os neurónios DRG dissociados, que é uma preparação padrão para a maioria dos laboratórios. propriedades neuronais, no entanto, pode ser alterada por lesão axonal resultante da digestão com enzimas utilizadas na aquisição de neurónios dissociados. Além disso, as preparações neuronais dissociadas não pode representar plenamente o microambiente do DRG desde perda de contacto com células gliais por satélite que rodeiam os neurônios sensoriais primários é uma conseqüência inevitável desse método. Para superar as limitações no uso de neurônios DRG dissociados convencionais para gravações de patch clamp, neste relatório nós descrevemos um método para preparar DRGs intactas e realizar gravações patch clamp em neurônios sensoriais primários individuais ex vivo. Esta abordagem permite a preparação rápida e simples das DRGs intactos, imitando emvivo condições de manter os neurônios DRG relacionadas com as suas células gliais por satélite em volta e membrana basal. Além disso, o método evita a lesão axonal de manipulação e de digestão enzimática, tais como quando se dissociar DRGs. Esta preparação ex vivo pode, adicionalmente, ser utilizado para estudar a interacção entre os neurónios sensoriais primários e células gliais por satélite.

A Figura 1 mostra o processo de preparação de DRG intactos para gravação de remendo. A Figura 1A mostra a orientação e localização dos gânglios após laminectomia. Figura 1B mostra DRGs L3, L4 e L5, com as raízes nervosas associadas após a remoção da medula espinhal. Em seguida, L4 e 5 DRGs são cuidadosamente dissecado e libertado a partir das vértebras. Em seguida, o perineuro, uma membrana transparente em torno do DRG, é removido (seta ...

Este manuscrito descreve como preparar gânglios da raiz dorsal intactos para gravações de patch clamp. Esta preparação mantém o microambiente para neurônios e células gliais satélites, evitando assim as alterações fenotípicas e funcionais observadas usando neurônios DRG dissociados.

Remendo Recordings Grampo na Intact gânglios das raízes dorsais de ratos adultos

Patch clamp studies from dorsal root ganglia (DRGs) neurons have increased our understanding of the peripheral nervous system. Currently, the majority of ...

O objetivo geral deste experimento é apresentar métodos para preparar os gânglios da raiz dorsal intactos e realizar gravações por patch clamp utilizando esse preparo. Este método permite o registro em célula única dos gânglios da raiz dorsal intactos enquanto se estimula o nervo espinhal entrante ou a raiz dorsal emergente. Essa abordagem é especialmente útil ao estudar a contribuição dos neurônios sensoriais primários para a dor.A principal vantagem desta técnica é que ela mantém tanto o neurônio quanto as células gliais satélites adjacentes. Portanto, este preparo é mais próximo da situação in vivo. Neste procedimento, após o rato ter sido anestesiado, retire os pelos da região lombar.Em seguida, faça uma incisão na pele e no tecido subcutâneo ao longo da linha média. Posteriormente, descole os músculos paraspinais dos processos espinhosos nos níveis de L1 a S2 utilizando um elevador periosteal fino. A seguir, corte os processos espinhosos de L1 a S2. Em seguida, realize dois cortes transversos na coluna vertebral exposta aproximadamente em L1 e S1 e remova este segmento da coluna vertebral em bloco.Em seguida, mergulhe rapidamente em aCSF frio por dois a três minutos. Depois di

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Research

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

Este vídeo demonstra uma técnica para gravação de patch-clamp da superfície da membrana dendrítica. Isso ajuda a examinar diretamente as propriedades elétricas dos dendritos e dos canais iônicos dependentes de voltagem subjacentes em neurônios dopaminérgicos.

Gravações de Patch-Clamp do Dendrito de um Neurônio Dopaminérgico em uma Fatia de Cérebro

Este vídeo demonstra o procedimento para realizar registros eletrofisiológicos em neurônios da substância gelatinosa (SG) de fatias da medula espinhal, usando técnicas de patch-clamp de células inteiras para analisar os padrões de disparo dos neurônios. Este método permite o estudo das respostas neurais a estímulos em neurônios SG da medula espinhal.

Registro de grampo de remendo de célula inteira em um neurônio da substância gelatinosa de uma fatia da medula espinhal

Este vídeo demonstra o exame da excitabilidade dos neurônios sensoriais nos gânglios da raiz dorsal usando a técnica de patch clamp para medir o potencial reobase e de membrana, analisando as respostas dos neurônios a injeções de corrente incremental.

Gravações de grampo de remendo de células inteiras em gânglios intactos da raiz dorsal de ratos

Este artigo vídeo ilustra os set-up, os procedimentos para consertar os corpos celulares e como implementar as gravações braçadeira dinâmicas a partir de células ganglionares em todo o monte do mouse retina. Esta técnica permite a investigação da contribuição precisa de inputs sinápticos excitatórios e inibitórios, e sua magnitude relativa e tempo para spiking neuronal.

Implementação da braçadeira dinâmico com Condutâncias Synaptic e Artificial em células ganglionares da retina do rato

GABAérgica inibição pré-sináptica é um poderoso mecanismo de inibição na espinal medula importante para o motor e a integração do sinal sensorial em redes da medula espinal. Subjacente despolarização aferente primário pode ser medido por registo dos potenciais de raiz dorsal (DRP). Aqui demonstramos um método in vivo de gravação de DRP em ratinhos.

Medindo Spinal pré-sináptica Inibição em Ratos por raiz dorsal Gravação Potencial<em&gt; In Vivo</em

Mostramos como preparar fatias oblíquas da medula espinhal em ratos jovens. Esta preparação permite que a estimulação das raízes ventrais.

A Preparação de Oblique Spinal Cord Fatias de Estimulação raiz ventral

As gravações de patch-clamp subcelulares oferecem a possibilidade de investigar as propriedades funcionais dos dendritos. No entanto, essas estruturas finas não são facilmente acessíveis devido ao seu pequeno diâmetro. O protocolo aqui descrito visa facilitar a coleta de gravações estáveis e confiáveis dos dendritos dos neurônios dopaminérgicos em fatias in vitro.

Subcelulares Gravações patch-clamp do domínio somatodendrítico da substância negra dopamina Neurônios

A gravação da único-fibra é uma técnica eletrofisiológicos eficaz que seja aplicável aos sistemas nervosos centrais e periféricos. Junto com a preparação de DRG intact com o nervo ciático Unido, o mecanismo da falha da condução é examinado. Ambos os protocolos melhoram a compreensão da relação do sistema nervoso periférico com a dor.

Uso da gravação in vivo da único-fibra e do gânglio dorsal intacto da raiz com nervo sciatic Unido para examinar o mecanismo da falha da condução

São apresentados métodos que fornecem instruções detalhadas para dissecar, dissociar, cultivar e registrar patch-clamp dos neurônios do gânglio vestibular e do gânglio espiral da orelha interna.

Isolamento e Cultivo de Somatas Vestibulares e Gangliões Espirais de Roedores Neonatais para Gravações de Patch-Clamp

Este protocolo descreve um método que utiliza um patch-clamp para estudar as respostas elétricas dos neurônios motores à estimulação da medula espinhal (SCS) com alta resolução espaço-temporal, o que pode ajudar os pesquisadores a melhorar suas habilidades em separar a medula espinhal e manter a viabilidade celular simultaneamente.

A Preparação Ex Vivo do Corte da Medula Espinhal para o Registro de Patch-Clamp de Células Inteiras em Neurônios Motores Durante a Estimulação da Medula Espinhal

Este estudo apresenta uma manipulação cirúrgica para expor o T-DRG em camundongos anestesiados para imagens de cálcio in vivo , juntamente com registros de ECG síncronos. Este método representa uma ferramenta de ponta para estudar a estimulação elétrica nervosa periférica e as entradas de órgãos viscerais torácicos, bem como suas interações no nível sensorial primário.

Imagem de cálcio dos gânglios da raiz dorsal torácica (DRG) in vivo e registro de ECG para estudar a estimulação de nervos periféricos

Aprenda a preparar gânglios das raízes dorsais intactos de ratos adultos para gravações de patch clamp. Este método preserva o microambiente neuronal e das células gliais satélite, permitindo estudos eletrofisiológicos mais precisos sobre mecanismos de dor.

Remendo Recordings Grampo na Intact gânglios das raízes dorsais de ratos adultos

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