Name: Um sistema microfluídico com padrões de superfície para investigar bolha de cavitação (s) Interação -cell e os Efeitos Biológicos resultante no nível de célula única (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 14 s
Description: Aprenda a investigar bioefeitos de cavitação em confinamento microfluídico utilizando padronização de superfície para controle preciso da geração de bolhas e posicionamento celular. Este método permite estudar poração de membrana e resposta de cálcio intracelular em células individuais.

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Gostaríamos de reconhecer o uso da instalação de sala limpa SMIF na Duke University. Também queremos agradecer a Hao Qiang por sua ajuda na medição da velocidade do jato. Os autores agradecem a Todd Rumbaugh, da Hadland Imaging, por fornecer a câmera Shimadzu HPV-X usada neste estudo. O trabalho foi financiado em parte pelo NIH por meio de doações 5R03EB017886-02 e 4R37DK052985-20.

1. Microfabricação Nota: Todos os procedimentos de microfabricação são realizadas em uma sala limpa. Uma máscara de cromo é concebido antes da microfabricação, ver Figura 2. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig2.jpg" /> Figura 2: Representação esquemática da criação de canais no chip de microfluidos e as dimensões das unidades de trabalho. a) Projeto da máscara dos microcanais alinhados PDMS (verde) e os padrões sobre o substrato de vidro (azul e vermelho). b) imagem ampliada do projeto da máscara em uma seção representativa das matrizes de unidade de trabalho. c) Representação esquemática de uma unidade de trabalho que mostra um padrão de células (azul) e um par de pontos do ouro (vermelho). Todas as escalas de comprimento são mostradas na parte inferior direita. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver um lar</a>versão ger desta figura. <ol><li> Padronização do ponto de ouro NOTA: A área de cada ponto de ouro é concebido para estar dentro de 25-30? M 2, de modo que seja suficientemente grande para absorver a energia laser para a geração de bolhas, mas suficientemente pequena para evitar a células individuais que aderem a ele. Um diagrama esquemático para a fabricação de pontos de ouro é mostrado na Figura 3a. <ol><li> Lâmina de vidro de limpeza (em uma capa química) <ol><li> Lave a lâmina de vidro com acetona seguido de álcool isopropílico (IPA), e, em seguida, seque-o com um fluxo de N2. </li><li> Embeber o slide em solução piranha (H 2 SO 4: H 2 O 2 = 4: 1) durante 10 min. </li><li> Retire o slide, lave-o com água DI, em seguida, seque-o com um fluxo de N2. </li><li> Cozer a lâmina de vidro numa placa de aquecimento a 120 ° C durante 10 min. </li><li> Tratar o slide em uma Asher plasma a 100 W durante 90 s. </li></ol></li><li> Spin coating (hood spin-coating) <ol><li> Ligue a placa e esperar até que a temperatura é estável a 95 ° C. </li><li> Siga o procedimento de revestimento: 1000 rpm durante 5 s com um / s rampa 500 rpm; em seguida, 3.000 rpm durante 30 s com um / s rampa de 1.000 rpm. </li><li> Fixar a lâmina de vidro limpa para o revestidor por rotação aplicação de um vácuo. </li><li> Cobrir a superfície da lâmina com a P-20 e começar a receita de revestimento. </li><li> Repetir o processo de revestimento para fotorresistente NFR-negativo. </li><li> Asse o slide a 95 ° C durante 60 s e espere até que arrefeça à temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Fotolitografia <ol><li> Monte a máscara de cromo para o alinhador de máscara e se certificar de que lado o padrão está voltada para baixo em direção ao slide. </li><li> Definir a receita fotolitografia para o modo de exposição duro com 9 s de exposição aos raios UV e rapidamente alinhar o substrato de vidro com a máscara. </li><li> Após a realização da exposição aos raios UV, cozer o slide a 956; C durante 1 min, e depois deixe esfriar à temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Desenvolvimento <ol><li> Desenvolver o padrão no slide na solução reveladora por 60 s. </li><li> Remova a lâmina do desenvolvedor, lave-o com água DI, e seque com um fluxo de N2. </li><li> Verifique a geometria do padrão sob um microscópio e medir e registrar a dimensão do traço. </li></ol></li><li> Deposição do ouro (evaporação E-beam) e levante-off <ol><li> Asse o slide a 120 ° C por 5 min, e deixe esfriar à temperatura ambiente. </li><li> Limpar a lâmina com plasma na máquina gravação iónica reactiva (RIE) durante 90 s a 500 Torr e 100 W. </li><li> Depósito de 5 nm de Ti e 15 nm de Au sobre a lâmina utilizando um evaporador E-feixe 17. </li><li> Embeber a corrediça durante a noite em um copo de vidro contendo removedor fotorresistente solvente para remover o ouro repouso no topo da NFR resistir. </li><li> Recuperar o slide, i rentet com acetona seguido de IPA, e secá-lo com um fluxo de N2. </li><li> Seque o slide em uma placa quente a 115 ° C antes de limpá-lo na Asher plasma de oxigênio a 100 W durante 90 s. </li></ol></li></ol></li><li> Modelação molecular-montagem por lift-off (MAPL) Nota: A área de cada uma das ilhas revestidas com fibronectina é ajustado para estar dentro de 700-900 ^ M de 2 a facilitar a propagação de células HeLa adequado numa região quadrado, enquanto minimiza as possibilidades de várias células de agregação na ilha. Um diagrama esquemático para a preparação de ilhas de células-padronização é mostrado na Figura 3b. <ol><li> Spin coating <ol><li> Repetir o passo 1.1.2, mas usar fotorresistente S1813-positiva e uma temperatura de 115 ° C. </li></ol></li><li> fotolitografia alinhados <ol><li> Monte a máscara de cromo para o alinhador de máscara e certificar-se de que o lado com o padrão está voltada para baixo para o slide com opontos do ouro. </li><li> Definir a receita fotolitografia para o modo de exposição duro com 9 s de exposição aos raios UV. </li><li> Alinhar a máscara de topo com a lâmina inferior, utilizando marcas de alinhamento, localizada em torno da borda da máscara, como uma referência espacial. </li><li> Verifique a porção central da máscara e verificar que as características do padrão são alinhadas correctamente. </li><li> Complete a exposição aos raios UV, sem um post-bake. </li></ol></li><li> Desenvolvimento <ol><li> Repita o passo 1.1.3, mas com 45 s de desenvolvimento antes de secar sobre uma placa quente e preservar no armazenamento N2. </li></ol></li></ol></li><li> O tratamento químico <ol><li> Preparar a solução de passivação: 0,5 mg / mL de PLL-G-PEG em tampão HEPES 10 mM. </li><li> Recuperar o slide do armazenamento N 2 e limpá-lo usando RIE com a definição de parâmetro: 500 Torr de pressão, potência de 100 W e 90 s de duração. </li><li> Pipeta uma gota de passivating solução sobre um pedaço de filme de parafina &lt;./ Li&gt; <li> Sanduíche da solução com o filme eo slide, certificando-se de que o lado com o padrão de recursos é voltado para baixo para o filme; evitar a formação de bolhas. </li><li> Espere por 45 minutos antes de remover a lâmina do filme. </li><li> Embeber o slide consecutivamente no removedor de fotorresistente, removedor de fotorresistente e água desionizada (1: 1), e água desionizada, e agitá-lo num banho de ultra-sons durante 90 s para cada imersão. </li><li> Seque o slide sobre uma placa quente para remover a umidade antes de selar-lo num exsicador e armazená-lo no frigorífico. </li></ol></li><li> montagem Chip <ol><li> Repita os passos 1.1.1-1.1.4, mas com fotorresiste SU8-2025-negativo e a definição do parâmetro refere chamado de protocolo Microchem 18, para preparar um molde de silicone com uma fotomáscara. </li><li> Fabricar um microcanal PDMS (40 mm x 25 mm x 5 mm, L x W x H) e uma pequena laje de PDMS (800 estrutura ranhura mm de largura), utilizando litografia macia. </li><li> Perfurar o microchannel para portas de acesso de fluidos e limpe-o com fita adesiva e, em seguida, com o IPA. </li><li> Proteger a área modelado do substrato de vidro com a laje de PDMS, e aplicar RIE (100 W, 500 mTorr, 60 s) para remover PLL-G-PEG a partir da zona periférica. </li><li> Tratar o microcanal com uma dose reduzida de RIE (25 W, 500 mTorr, 25 s), e, em seguida, alinhá-lo para o substrato de vidro modelado (com a pequena placa de PDMS removidos); trazer o microcanal e o substrato de vidro modelado em contato conformado sob um estereoscópio. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig3.jpg" /> Figura 3: diagramas esquemáticos para microfabricação e chip montagem. a) padrão de pontos de ouro no substrato de vidro. b) Preparação do substrato de vidro para padronização de células através da MAPL. c) O conjunto do canal microfluídico com ligação plasma. Consulte a Lista de Materiais para as definições of as abreviaturas. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="5"><li> fixação das células NOTA: As células HeLa são mantidas rotineiramente em DMEM suplementado com 10% FBS e 1% de solução de antibiótico / anti-mitótico, numa incubadora de cultura de células. Um diagrama esquemático para o acessório de montagem de chips e de células é mostrada na Figura 3C. <ol><li> Primeiro o chip com PBS durante 30 min a 1 mL / min, e, em seguida, infundir solução de fibronectina (50 ug / mL em PBS, 1 mL / min) durante 45 min. </li><li> Enquanto espera, trypsinize cultura de células com 0,25% de tripsina-EDTA, lavar em meio de cultura, as células individuais de centrífuga, e reconstituir a suspensão de células em meio de cultura pré-aquecido (37 ° C) a 5x10 6 células / ml. </li><li> Substituir a solução de fibronectina com PBS e lave o chip a 10 mL / min durante 5 min. </li><li> Injetara suspensão de células preparada para o chip, parar o fluxo, fixar a tomada, e manter o chip numa incubadora de cultura de células durante 30 min. </li><li> Libertar a saída de descarga e o chip com meio de cultura de células a 10 mL / min durante 5 min. Reduzir a taxa de fluxo de perfusão do meio de cultura a 0,75 mL / min e manter a cultura de células durante 2 horas na incubadora. </li></ol></li></ol> 2. Geração de bolha and Flow Visualization NOTA: Um esquema da montagem experimental é mostrado na Figura 4a para a geração de bolhas em tandem e a interacção com o fluxo resultante de uma única célula cultivada nas proximidades de um canal microfluídico. <ol><li> Geração de conjunto bolhas com dois lasers e controle de tempo <ol><li> Colocar o chip de microfluidos com a fase de um microscópio invertido e alinhar os focos de dois pulsados ​​Nd: YAG (λ = 532 nm, 5-ns duração do pulso) sobre um par de pontos do ouro modeladas separadas By 40 uM. </li><li> Usar um gerador de atraso digital para accionar os dois lasers com um atraso de tempo cerca de 2,5 mS para produzir duas bolhas iniciadas para os pontos de ouro. </li><li> Ajustar a energia de saída do laser (~ 10 μJ) para produzir um diâmetro máximo das bolhas dentro de 50 ± 2 uM. </li><li> Sincronizar uma câmera de alta velocidade (exposição de 200 ns e 2 milhões de quadros por segundo (fps)) para os lasers e capturar a dinâmica de expansão da bolha, colapso, a interação bolha-bolha, e formação de jato. </li></ol></li><li> Quantificação da velocidade do jacto <ol><li> Grave a posição da ponta do jacto (J 1) na extremidade proximal da primeira bolha (B 1) e a extremidade distal de B 1, a partir da geração da segunda bolha (B 2) e terminando com o touchdown de J 1 para a extremidade distai de um B; veja o esquema na Figura 5a. </li><li> Linearmente encaixar o curso de tempo de posição para o both proximal (jet ponta) e as extremidades distais. Calcular o declive da posição da ponta versus a curva do tempo para a extremidade proximal para determinar a velocidade do jacto. A intersecção das duas linhas indica o tempo jet touchdown. Mais detalhes podem ser encontrados na referência 19. </li></ol></li><li> A visualização do campo de escoamento induzido pela bolha em tandem <ol><li> Prepare 1 uM de poliestireno (PS) suspensão de pérolas em água Dl (2,6% w / v) e injectar os grânulos para o chip de microfluidos. </li><li> Gerar bolhas em tandem, tal como descrito no passo 2.1.1-2.1.3. </li><li> Grave a dinâmica de bolhas conjunto usando uma câmera de vídeo de alta velocidade com velocidades de registo de 5 M fps com um tempo de exposição de 100 ns. </li><li> Faça o upload da sequência de imagens adquiridas em um software PIV comercial. </li><li> Dividir cada imagem em janelas de interrogação mais pequenas de 16 x 16 pixels (px) com uma sobreposição de 75%. </li><li> Aplicar iteração multi-pass e filtros regionais para reduzir os erros no cálculo campo de velocidade eoutput os resultados em um mapa vetor velocidade. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig4.jpg" /> Figura 4: Representação esquemática da montagem experimental e gravação de imagem. a) a configuração experimental para geração de bolhas tandem. b) sequência de tempo utilizado para diferentes tipos de aquisições de imagem. FL: microscopia de fluorescência, BF: Campo brilhante, IFT: o tempo entre quadros. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> 3. célula única análise e Efeitos Biológicos NOTA: O conjunto de espuma é produzido junto às células alvo, e os efeitos biológicos resultantes são estudados de uma forma dependente da distância de afastamento. A sequência de tempo para diferentes tipos de aquisição de imagem está representado na Figura 4b. <ol><li>Poração membrana e absorção de macromoléculas NOTA: A absorção de macromoléculas extracelulares para dentro da célula alvo é caracterizada pela progressiva difusão de iodeto de membrana impermeabilizante propídio (PI) através do local de formação de poros na membrana celular. <ol><li> Seguindo o passo 1.5, substituir o meio de cultura regular (por exemplo, DMEM) com uma solução de PI (100 ug / ml em DMEM) funcionando a uma taxa de fluxo de perfusão de 0,5 mL / min durante todo o experimento. </li><li> Programar o software de controlo do microscópio para seleccionar automaticamente o cubo fluorescente PI na torre rotativa e sincronizar a velocidade da câmara CCD com a excitação de fluorescência de PI para capturar imagens de fluorescência com um tempo de exposição de 200 ms. </li><li> Depois de os dois focos de laser são alinhados com um par de pontos do ouro ao lado de uma célula alvo, tanto ficha de campo claro (BF), e as imagens de fluorescência (FL) antes do tratamento bolha em tandem. </li><li> Use software de controle de microscópio para imediatamenteiniciar um lapso de tempo de gravação de imagem de fluorescência da célula alvo logo após o passo 2.1 para capturar a história de absorção de PI. </li></ol></li><li> deformação da membrana <ol><li> Prepare os grânulos 1-um (1% w / v, activados com carbodiimida solúvel em água) e funcionalizar-los com Péptido-2000 (100 ug / ml em PBS). </li><li> A seguir ao passo 1,5, incubar as células ligadas com as esferas funcionalizadas com uma densidade de 1x10 9 contas / ml a 37 ° C durante 30 min. </li><li> Repita o passo 2.1 para produzir bolhas em tandem ao lado da célula alvo e gravar a deformação celular com uma câmera ultra-alta velocidade rodando a velocidades de registo de 5.000.000 fps. </li><li> Identificar uma tríade de 3 esferas que permanecem sobre o plano de imagem ao longo da experiência e compilar as suas posições como (x 1, y 1) (X 2, Y 2), e (X 3, Y 3) no experimento de coordenadas. </li><li> Calcula-se a área da tríade antes e afo ter que o tratamento bolha conjunto utilizando a fórmula: <img alt="equação 1" src="/files/ftp_upload/55106/55106eq1.jpg" /></li><li> Calcula-se a estirpe como a área de: <img alt="equação 2" src="/files/ftp_upload/55106/55106eq2.jpg" /></li><li> Com base nas coordenadas dos três vértices antes e após o tratamento bolha tandem, calcular a principal estirpe e área de tensão local na sequência de protocolos estabelecidos 20,21. </li></ol></li><li> Viabilidade e apoptose NOTA: FITC A anexina V rotula células, incluindo os apoptóticos, através da externalização de fosfatidilserina (fluorescência verde). PI rotula os núcleos de células necróticas (fluorescência vermelha). imagiologia campo brilhante é usada para documentar a morfologia das células e para ajudar na identificação da viabilidade celular e a apoptose. <ol><li> Gravar a posição de cada uma das células tratadas no canal microfluídico (facilitada pelas etiquetas de endereço no canal, ver Figura 2b </strong&gt;), enquanto repetindo o passo 3.1. </li><li> Incubar as células tratadas, em meio de cultura de células durante mais 2 h antes de perfusão do chip com solução de FITC anexina V durante 15 min. As células positivas apresentam uma cor verde. </li><li> Repetir o passo 3.3.2 em 24 h após o tratamento bolha tandem para estudar os efeitos biológicos de longo prazo nas células-alvo. </li></ol></li><li> resposta de cálcio <ol><li> Misturar 3 uL de solução de Fura-2 AM (1 mg / ml em DMSO) com 3 mL de 10% w / v de Pluronic F-127 em 500 uL de meio de soro reduzido para preparar a solução de rotulagem final (6 uM). </li><li> Seguindo o passo 1.5, substituir o meio de cultura de células com a solução de etiquetagem e incubar à temperatura ambiente no escuro durante 40 min (1 mL / min taxa de perfusão). </li><li> Encha novamente o canal com o meio de soro reduzido (0,75 mL / taxa de perfusão min) antes de iniciar o experimento celular. </li><li> Comece imagem proporcional (comprimento de onda: 340/380 nm, a exposição de 50 ms)da célula alvo, utilizando o sistema de PTI comercial. </li><li> Após 10 s de imagiologia raciométrica da célula ao nível de repouso, produzem bolhas em tandem como no passo 2.1; primeira ficha com um tempo de interframe (IFT) de 0,1 s, durante 1 min, em seguida, aumentar a IFT a 1 s para outra min, e aumentar ainda mais a 5 s após 2 min. </li><li> Usar o software PTI para calcular a relação R = F340 / F380 na região de interesse (ROI), que é proporcional à concentração de cálcio intracelular. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

Análise de uma única célula, em combinação com imagens ao vivo de células, melhorou substancialmente a nossa compreensão dos processos dinâmicos e muitas vezes variáveis em células individuais, como o desenvolvimento fenótipo ea resposta imune 23. Em contraste com a cultura de células em pratos convencional ou frascos, sistemas de microfluidos permita o controle preciso do microambiente, para baixo para o nível de uma única célula, em tempo real. Consequentemente, os avanços na tecnologia de microfluidos e té...

Há um reconhecimento crescente de que a heterogeneidade celular, resultante da expressão estocástica de genes, proteínas e metabolitos, existe dentro de uma população de células grandes e serve como um princípio fundamental na biologia para permitir a adaptação de células e uma evolução. Portanto, é muitas vezes imprecisas e pouco confiáveis ​​para se utilizar medidas a granel de base populacional para entender a função das células individuais e suas interações. O desenvolvimento de novas tecnologias para a análise de uma única célula é, portanto, de grande interesse na investigação farmacológica e biológica, e pode ser usado, por exemplo, para melhor compreender as principais vias de sinalização e processos em biologia das células estaminais e terapia do cancro 2-4. Em anos recentes, o surgimento de plataformas de microfluidos tem grandemente facilitado a análise de uma única célula, em que o posicionamento, o tratamento, e da observação da resposta a partir de células individuais foram realizados com novas estratégias analíticas 5. Cavitação desempenha um papel importante numa grande variedade de aplicações biomédicas, incluindo o tratamento de cancros com correntes de alta intensidade ultra-som focalizado (HIFU) 6, a fragmentação não-invasivo de pedras nos rins por litotripsia de onda de choque (SWL) 7, a entrega de drogas ou gene por sonoporação 8, e a destruição recentemente relatado de células ou tecidos por hidrodinâmico 9,10 bolha de cavitação. Apesar disso, os processos dinâmicos de bolha (s) cavitação interacções com o tecido biológico e as células não foram bem compreendidas. Isto é devido a aleatoriedade na cavitação de iniciação e de bolhas produzidas pela dinâmica do ultra-som, as ondas de choque, e a pressão hidráulica local; Além disso, há uma falta de permitir técnicas para resolver as respostas inerentemente complexa e rápida de células biológicas, especialmente ao nível de uma única célula. Devido a estes desafios, não é surpreendente que muito poucos estudos têm a abelhan relatado para investigar interacções célula-bolha, em condições experimentais bem controladas. Por exemplo, a formação de poros de membrana de células individuais em suspensão presas 11 e a grande deformação impulsivo de células vermelhas do sangue humano 12 foram demonstradas utilizando bolhas individuais gerado por laser em canais de microfluidos. A última técnica, no entanto, só pode produzir muito pequena deformação em células eucarióticas por causa da presença do núcleo 13. Além disso, é difícil monitorizar os efeitos biológicos a jusante quando o tratamento de células em suspensão. Em outros estudos, o ultra-som de excitação de uma microbolha ligada à célula (ou agente de contraste de ultra-sons) para a produção de formação de poros da membrana e / ou respostas de cálcio intracelular em células aderentes individuais foi avaliado 8. Membrana de formação de poros de células aderentes individuais também pode ser produzido utilizando bolhas em tandem gerado por laser com uma camada líquida fina contendo solução azul de Tripano de absorção de luz 14, oupor uma bolha de gás oscilante gerado por pulsos de laser microssegundo irradiando através de um substrato opticamente absorvente em microchambers 15. Quando comparados, o substrato opticamente absorvente tem uma vantagem sobre a solução de azul de tripano de absorção de laser, porque este último é tóxico para as células. Mais importante, bolhas gerado pelo laser são mais controlável em termos de tamanho da bolha e localização de bolhas acusticamente excitado. No entanto, em todos estes estudos anteriores, a forma celular, orientação e condições de adesão não foram controlados, o que pode influenciar substancialmente a resposta celular e bioeffects produzidos por tensões mecânicas 16. Para ultrapassar estas desvantagens em estudos anteriores, nós desenvolvemos recentemente um sistema experimental para a geração de bolhas, padronização de células, as interacções célula-bolha de espuma, e em tempo real bioensaios de resposta de células em um chip de microfluidos construído usando uma combinação única de Techn microfabricaçãoiques. Três características principais que distinguem o nosso sistema experimental de outros no campo são: 1) o padrão de pontos do ouro tamanho mícron-no substrato de vidro para permitir a absorção do laser localizada para geração de bolhas 17; 2) o padrão de ilhas micronizadas de matriz extracelular (ECM) para a adesão de células no mesmo substrato para controlar tanto a localização e a geometria das células individuais; e 3) a compressão da dimensão do domínio de interacção de células de espuma de bolha de 3D para um espaço quase-2D para facilitar a visualização no plano de interacções bolha-bolha, jacto de campos de fluxo, deformação celular e efeitos biológicos, capturados em uma sequência de imagens aerodinâmico (Figura 1D). <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/55106/55106fig1.jpg" /> Figura 1: O chip microfluídico e esquemas de ensaios diferentes. a) Um chip microfluídico montado com canais preenchidos com tinta azul<html> para visualização. b) Uma região dentro do chip de microfluidos com células padronizadas e de pontos de ouro (a distância entre os dois pontos de ouro na proximidade é de 40 uM). Muitos pares de unidades de trabalho podem ser dispostas num canal. c) A imagem do Close-up de uma única unidade de trabalho constituído por um par de pontos do ouro e uma de células HeLa adere a região da célula-padronização. d) Esquema de funcionamento do dispositivo. Uma única célula adere a e se espalha sobre o &quot;H&quot; em forma de ilha revestido com fibronectina. Um par de bolhas de cavitação (bolha) em tandem com oscilação anti-fase são produzidos por iluminante raios laser pulsados sobre os pontos de ouro (ver Figura 4a), que conduz à geração de um jacto rápido e localizada avançar para a célula alvo próximo. A célula pode ser deformado, rado para a absorção de macromoléculas, e / ou estimulado com uma resposta de cálcio, dependendo da distância de afastamento (S d) da célula para a bolha em tandem.f = &quot;http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55106/55106fig1large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Esta plataforma pode ser ainda combinada com os ensaios de fluorescência e esferas funcionalizadas ligados à superfície da célula para os efeitos biológicos induzida por cavitação. Em particular, esta plataforma abre o caminho para ensaios de confiabilidade e quantificáveis ​​ao nível de uma única célula. Até agora, foi utilizado o dispositivo para a análise de deformação induzida por bolha em tandem da membrana celular, a formação de poros e absorção intracelular de células, viabilidade, apoptose e resposta de cálcio intracelular. No protocolo seguinte, descreve-se o processo de fabricação de chips e o procedimento para analisar os diversos efeitos biológicos mencionados acima. Além disso, também estão descritas as operações do chip.

<table><tbody><tr><td>Reagent/Materiais</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>75 mm x 38 mm Lâminas de microscópio simples</td><td>Corning</td><td>2947-75X38</td><td></td></tr><tr><td>Acetona</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>320110</td><td>Reagente ACS, &ge; 99,5%</td></tr> <tr><td>Álcool isopropílico</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>W292907</td><td>&ge; 99,7%, FCC, FG</td></tr><tr><td>Ácido sulfúrico</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>320501</td><td>reagente ACS, 95,0-98,0%</td></tr> <tr><td>de peróxido de hidrogênio</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>216763</td><td>30% em peso em H2O</td></tr><tr><td>Primer P-20</td><td>Microchem</td><td>MCC Primer 80/20</td><td></td></tr><tr><td>NFR fotorresistente</td><td>JSR</td><td>NFR016D2</td><td></td></tr><tr><td>Fotomáscara</td><td>Photoplotstore</td><td>N/A</td><td>4x4 Máscara de gravação direta</td></tr><tr><td>MF-319 Revelador</td><td>Shipley (Rohm and Haas)</td><td>Microposit MF-319</td><td></td></tr><tr><td>1165 Removedor de fotorresistência</td><td>Dow Chemical, Co. </td><td>DEM-10018073</td><td>1-metil-2-pirrolidinona à base</td></tr> de <tr><td>fotorresistente S1813</td><td>Shipley (Rohm e Haas)</td> <td>S1813</td><td></td></tr><tr><td>PLL-g-PEG</td><td>SuSoS</td><td>PLL(20)-g[3.5]- PEG(2)</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>15630080</td><td></td></tr><tr><td>filme de parafina</td><td>HACH</td><td>251764</td><td></td></tr><tr><td>SU-2025 fotorresistente</td><td>Microchem</td><td>SU-2025</td><td></td></tr><tr><td>PDMS</td><td>Dow Corning</td><td>184 SIL ELAST KIT 0,5KG</td><td></td></tr><tr><td>Tubulação Microbore</td><td>Saint-Gobain PPL Corp.</td><td>S-54-HL</td><td></td></tr><tr><td>Pinos de metal</td><td>New England Small Tube</td><td>NE-1300-01</td><td>Cut Tube (reto), 0,025" OD x 0,017 " ID x 0,50 " Células HeLa longas</td></tr><tr><td></td><td>Duke Cell Culture Facility</td> <td>(307-CCL-2) HeLa, p.148</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (1x) tampão</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14190144</td><td></td></tr><tr><td>Meio de cultura DMEM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11995065</td><td></td></tr><tr><td>Fibronectina Proteína Bovina, Plasma</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>33010018</td><td></td></tr><tr><td>0,25% Tripsina-EDTA (1x)</td> <td>ThermoFisher Scientific</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>Iodeto de Propídio</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>P21493</td><td></td></tr><tr><td>Microesferas de Carboxilato 1.00&nbsp; &mu; m</td><td>Polysciences, Inc</td><td>08226-15</td><td></td></tr><tr><td>Microesferas de Carboxilato 2.00&nbsp; &mu; m</td><td>Polysciences, Inc</td><td>18327-10</td><td></td></tr><tr><td>EDC (cloridrato de 1-etil-3- (3-dimetilaminopropil)carbodiimida)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>22980</td><td></td></tr><tr><td>Sulfo-NHS</td><td>Sulfo-NHS (N-hidroxisulfosuccinimida)</td><td>24510</td><td></td></tr><tr><td>Peptite-2000</td><td>Advanced BioMatrix</td><td>5020-5MG</td><td></td></tr><tr><td>FITC Anexina V</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A13199</td><td></td></tr><tr><td>Fura-2, AM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>F1221</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma Aldrich, Co.</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>F-127</td><td>invitrogen</td><td>P6866</td><td>0.2 &micro; m filtrado (Solução a 10% em Água)</td></tr><tr><td>Meio de soro reduzido&nbsp;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11058021</td><td></td></tr><tr><td>Nome</td><td>Empresa</td><td>Número de catálogo</td><td>Comentários</td></tr><tr><td>Equipamento</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plasma asher</td><td>Emitech</td><td>K-1050X</td><td>O2 / Ar plasma cinzas de fotorresistente e outros materiais orgânicos</td></tr><tr><td>Alinhador de máscara</td><td>SUSS MicroTec&nbsp;</td>Evaporador E-beam <td>MA6/BA6</td><td></td>Karl</tr><tr><td></td><td>Suss CHA Industries</td><td>CHA Industries Solution E-Beam</td><td></td></tr><tr><td>RIE</td><td>Trion Technology&nbsp;</td><td>Trion Technology Phantom II</td> <td>(óxido / nitreto / polímero)</td></tr><tr><td>estereoscópio</td><td>AmScope</td><td>American Scope SM-4TZ-FRL</td><td>Microscópio estéreo</td></tr><tr><td>Bomba de seringa</td><td>Chemyx Inc</td><td>NanoJet</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora de cultura de células</td><td>NuAire</td><td>AutoFlow NU-8500 Jaqueta de água CO2 Incubadora</td><td></td></tr><tr><td>Cabines de segurança biológica</td><td>NuAire</td><td>NU-425-400</td><td></td></tr><tr><td>Banho-maria</td><td>VWR</td><td>1122s</td><td></td></tr><tr><td>Centrífuga</td><td>IEC</td><td>Centra CL2</td><td></td></tr><tr><td>Microscópio</td><td>Zeiss</td><td>Axio Observer Z1</td><td></td></tr><tr><td>Nd:YAG laser&nbsp; (laser 1)</td><td>New Wave Research</td><td>Tempest</td><td></td></tr><tr><td>Nd:YAG laser&nbsp; (laser 2)</td>Gerador de atraso <td>Orion</td><td></td> <td>da New Wave Research</td></tr><tr><td></td><td>Berkeley Nucleonics&nbsp;</td><td>Lâmpada de flash BNC 565-8c</td><td></td></tr> Câmera de alta velocidade <tr><td></td><td>de tubo de flash acoplada a fibra Dyna-Lite ML1000</td><td></td> DRS Hadland&nbsp;<td></td></tr><tr><td></td><td></td><td> Câmera de alta velocidade Imacon 200</td><td></td></tr><tr><td></td> Câmera de alta velocidade <td>Shimadzu</td><td>HPV-X</td><td></td></tr> Software PIV <tr><td></td><td>Vision Research</td><td>Phantom V7.3</td><td></td></tr> Câmera <tr><td>LaVision</td><td></td><td>DaVis 7.2</td><td></td></tr> Software <tr><td></td><td>Zeiss</td><td>AxioCam MRc 5</td><td></td></tr><tr><td>Sistema</td><td>Zeiss</td><td>AxioVision</td><td></td></tr><tr><td>PTI</td><td>Horiba</td><td>S/N: 1705 RAM-X</td><td></td></tr><tr><td>EasyRatio software</td><td>Horiba</td><td>Easy Ratio Pro 2</td><td>versão 2.3.125.86</td></tr><tr><td>63&vezes; objetiva</td><td>Zeiss</td><td>LD Plan Neofluar</td><td></td></tr></tbody></table>

um sistema microfluídico com padrões de superfície para investigar bolha de cavitação (s) interação -cell e os efeitos biológicos resultante no nível de célula única

A Microfluidic System with Surface Patterning for Investigating Cavitation Bubble(s)&#8211;Cell Interaction and the Resultant Bioeffects at the Single-cell Level

Neste artigo, vamos primeiro descrever o protocolo de fabricação de um chip microfluídico, com pontos de ouro e regiões revestidas com fibronectina no mesmo substrato de vidro, que controla com precisão a geração de bolhas em tandem e células individuais estampados nas proximidades, com locais e formas bem definidas. Nós, então, demonstrar a geração de bolhas em tandem usando dois lasers pulsados ​​iluminando um par de pontos do ouro com um atraso de poucos microssegundos. Nós visualizar a interação bolha-bolha e formação de jato de imagem de alta velocidade e caracterizar o campo de fluxo resultante utilizando velocimetria de imagem de partículas (PIV). Por fim, apresentamos algumas aplicações desta técnica para a análise de uma única célula, incluindo a formação de poros da membrana celular com a captação de macromolécula, deformação da membrana localizada determinada pelos deslocamentos de contas de ligação de integrina conectados e resposta de cálcio intracelular da imagem raciométrica. Nossos resultados mostram que um fluxo de jacto rápido e direcional é proproduzida pela interacção de bolha em tandem, o qual pode impor uma tensão de corte altamente localizada na superfície de uma célula cultivada em estreita proximidade. Além disso, diferentes efeitos biológicos podem ser induzida através da alteração da força do fluxo de jacto, ajustando a distância de afastamento a partir da célula para as bolhas em tandem.

A plataforma de microfluidos descrito neste trabalho pode ser utilizada para investigar interacções bolha de bolhas e analisar uma variedade de efeitos biológicos induzida por cavitação ao nível de uma única célula. Aqui, nós apresentamos vários exemplos para demonstrar uma variedade de estudos experimentais e bioensaios que podem ser realizados no nosso sistema experimental. Vamos primeiro ilustrar as interações transientes de bolhas em tandem com a formação jato, a visualização do camp...

Um chip microfluídico foi fabricado para produzir pares de pontos dourados para geração de bolhas em tandem e ilhas revestidas de fibronectina para padronização de célula única nas proximidades. O campo de fluxo resultante foi caracterizado por velocimetria de imagem de partículas e foi empregado para estudar vários bioefeitos, incluindo poração da membrana celular, deformação da membrana e resposta de cálcio intracelular.

Um sistema microfluídico com padrões de superfície para investigar bolha de cavitação (s) Interação -cell e os Efeitos Biológicos resultante no nível de célula única

In this manuscript, we first describe the fabrication protocol of a microfluidic chip, with gold dots and fibronectin-coated regions on the same glass ...

O objetivo geral deste procedimento experimental é investigar os efeitos biológicos induzidos por cavitação em confinamento microfluídico, utilizando padrões superficiais para controlar com precisão a geração de bolhas em tandem e a localização e forma das células-alvo individuais. Este sistema microfluídico permite a realização de experimentos com bolhas de cavitação transitórias e células, os quais são relevantes para aplicações terapêuticas e para a publicação e operação sonoras. A principal vantagem desta técnica reside na melhoria da precisão proporcionada pelo padroneamento superficial.Permite-nos estudar os bioefeitos em células individuais e apresenta uma alta carga de fluxo devido à interação confiável entre bolhas. A demonstração visual dos procedimentos é fundamental, pois a padronização da superfície e o preparo das células nos passos do chip são complexos e envolvem diversas técnicas e dicas. Realize todos os procedimentos de microfabricação em uma sala limpa, utilizando um traje apropriado para sala limpa.Projete a área de cada ponto de ouro entre 25 e 30 micrômetros quadrados, de modo que seja grande o suficiente para absorver a energia do laser para a geração de bolhas, mas pequena o suficiente para evitar que células individuais adiram a ele. Limpe a lâmina de vidro em uma capela química de acordo com o protocolo descrito no texto, e em seguida prossiga para a capela de centrifugação. Programe o centrifugador para acelerar até 1000 RPM em dois segundos e manter essa velocidade por cinco segundos, depois aumente para 3000 RPM em três segundos e mantenha essa velocidade por 30 segundos.Em seguida, fixe a lâmina de vidro ao spin coater utilizando o vácuo. Depois, cubra a lâmina com P20 e inicie o ciclo de centrifugação. Em seguida, aplique o fotoresiste negativo NFR utilizando o mesmo ciclo.Agora, aqueça a lâmina em uma placa aquecedora a 95 graus celsius por 60 segundos. Após resfriar até a temperatura ambiente, realize a fotolitografia. Fixe a máscara de cromo no alinhador de máscaras e certifique-se de que o lado com o padrão esteja voltado para baixo, em direção à lâmina.Em seguida, configure a receita de fotolitografia no modo de exposição dura com nove segundos de exposição ao UV e alinhe o substrato de vidro com a máscara. Após a exposição ao UV, aqueça a lâmina a 95 graus celsius por um minuto e, depois, deixe esfriar como anteriormente. Para revelar o padrão na lâmina, coloque-a na solução reveladora por 60 segundos, depois lave a lâmina com água destilada e seque com gás nitrogênio.Após confirmar o padrão por inspeção microscópica, aqueça a lâmina a 120 graus celsius por cinco minutos e deixe esfriar até a temperatura ambiente. Agora, limpe a lâmina com plasma na máquina de gravação iônica reativa por 90 segundos a 500 tor e 100 watts. Usando um evaporador por feixe de elétrons, fixe a amostra no suporte da placa.Configure a máquina para depositar uma camada de 5 nanômetros de titânio, seguida por uma camada de 15 nanômetros de ouro. Após a conclusão dessa posição, ventile a máquina. Em seguida, deixe a lâmina em imersão durante a noite em um béquer contendo solvente removedor de fotorresina, para remover o ouro depositado sobre a resistência NFR.No dia seguinte, lave a lâmina com acetona, seguido por IPA e depois seque-a com nitrogênio. Enxágue a lâmina com água DI e seque-a novamente com nitrogênio. Agora, aqueça a lâmina a 115 graus celsius por cinco minutos.Em seguida, limpe a lâmina com padrão de pontos de ouro utilizando um cinza de plasma de oxigênio a 100 watts por 90 segundos. Defina a área de cada ilha codificada de fibronectina para ficar entre 700 e 900 micrômetros quadrados, a fim de facilitar a adequada disseminação de células HeLa em uma região quadrada, ao mesmo tempo em que minimiza as chances de agregação de múltiplas células na ilha. A fabricação é semelhante à do padrão de ouro.Centrifugue a lâmina como antes, utilizando o fotoresiste positivo S18, e aqueça na codificação a 115 graus Celsius. Em seguida, realize a fotolitografia, alinhando as marcas da máscara com as do substrato. Verifique o padrão na porção central para confirmar o ângulo correto e ajuste a distância de separação entre os pontos de ouro e o padrão em H.Execute a exposição à UV por nove segundos sem pós-cozimento. A próxima diferença é que a etapa de revelação dura apenas 45 segundos. Para a gravação reativa por íons, ajuste os parâmetros para 500 tor, 100 watts e 90 segundos.Em seguida, aplique uma gota da solução passivante PLLG peg sobre um pedaço de filme de parafina e coloque a solução voltada para o lado com o padrão da lâmina. Evite aprisionar bolhas. Após 45 minutos, remova a lâmina do filme.Lave a lâmina com água desionizada e depois seque-a com nitrogênio. Em seguida, mergulhe a lâmina consecutivamente no removedor de fotoresina 1165. Depois, em 50 por cento de 1165 em água desionizada.Em seguida, apenas água desionizada. Durante cada banho, agite a solução em um banho de ultrassom por 90 segundos. Agora, seque a lâmina em uma placa aquecida, depois sela-a em um dessecador e armazene-a a 4 graus Celsius.Monte as lâminas em um chip de microcanal conforme descrito no protocolo textual. Preste atenção cuidadosa para proteger a área padronizada do substrato de vidro com a pequena placa de PDMS antes de usar a gravura por íons reativos para remover o peg de PLLG da área periférica. Recupere o vidro padronizado da máquina de RIE e remova a pequena placa de PDMS.Após tratar o microcanal de PDMS com uma dose reduzida de plasma de oxigênio, alinhe-o ao substrato de vidro padronizado sob um estereoscópio. Coloque o PDMS do microcanal e o substrato de vidro padronizado em contato conformal. Agora, prossiga para utilizar o chip.Primeiro, prepare o chip passando PBS pelo microcanal durante 30 minutos a uma taxa de fluxo de um microlitro por minuto. Em seguida, infunda o chip com solução de fibronectina por 45 minutos na mesma taxa de fluxo. Enquanto espera, prepare as células na concentração de cinco milhões de células por mililitro.O estado saudável e a alta confluência são fundamentais para este procedimento. Posteriormente, substitua a solução que flui através do chip por PBS e aumente a taxa de fluxo para dez microlitros por minuto. Deixe o PBS fluir por cinco minutos.Em seguida, injete as células preparadas no chip com uma seringa. Quando uma gota tiver saído do tubo, interrompa a injeção e feche a saída com uma braçadeira. Depois, coloque o chip em uma incubadora por 30 minutos.Posteriormente, libere a saída e lave o chip com meio de cultura celular a dez microlitros por minuto durante cinco minutos. Após cinco minutos, reduza o fluxo para 0,75 microlitros por minuto e transfira o chip e a bomba para um incubador por duas horas. Após duas horas, prossiga com a geração em tandem de bolhas, observando o chip sob um microscópio invertido com dois lasers NDI pulsados em controles de temporização direcionados ao padrão de pontos dourados e com uma câmera de alta velocidade pronta para capturar os resultados.Para bolhas de 50 mícrons, ajuste o atraso entre os dois lasers para 2,5 microssegundos e defina sua potência em dez microjoules. Em seguida, sincronize a gravação da câmera de alta velocidade com os lasers e realize registros a dois milhões de quadros por segundo com exposições de 200 nanossegundos. Assim, são registradas as dinâmicas de expansão da bolha, colapso, interação entre bolhas e formação de jatos.Interações entre bolhas e uma variedade de bioefeitos induzidos por cavitação foram estudados ao nível de célula única utilizando a técnica descrita, como as interações transitórias de bolhas em tandem com a formação de jatos, a visualização do campo de fluxo resultante e o cálculo da velocidade do jato. O fluxo direcional em jato ao redor da bolha em tandem é de cerca de dez metros por segundo, tem cerca de dez mícrons de largura e é, portanto, capaz de produzir uma tensão de cisalhamento impulsiva e localizada, bem como um gradiente de tensão sobre células-alvo próximas. Também foi estudada a deformação da membrana celular induzida por bolhas em tandem.A deformação e recuperação da membrana são destacadas pelo deslocamento de microesferas funcionalizadas ligadas à borda anterior da membrana celular. A partir das coordenadas de uma tríade de microesferas adjacentes, calculou-se a deformação local da área. Este esquema mostra a variação máxima da área em diferentes locais na superfície celular.A borda dianteira é principalmente alongada, enquanto a borda traseira ou os lados laterais da célula são comprimidos, indicando heterogeneidade e deformação celular provocada pelo fluxo jato induzido por bolhas em tandem. A variação temporal da deformação da área na borda dianteira da célula consiste em algumas oscilações rápidas seguidas por um alongamento acentuado e sustentado por cerca de 100 microssegundos, e posterior recuperação gradual em uma escala de tempo de vários milissegundos. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar uma interação controlável entre bolhas para estudar os efeitos biológicos em células individuais com forma e localização controladas por meio de padrões superficiais.Após este procedimento, outras medidas como o afinamento do citoesqueleto e a imagem conjugal podem ser realizadas para estudar o rearranjo do citoesqueleto celular no tratamento com bolhas em série. Após seu desenvolvimento, esta técnica abrirá caminho para pesquisadores na área de ultrassom subcrítico explorarem os efeitos biológicos induzidos pela cavitacão em nível celular único. Ao tentar este procedimento, é importante lembrar-se de manter uma boa confluência e condição celular para o sucesso durante o padronamento celular.Não se esqueça de que trabalhar com produtos químicos de sala limpa e lasers pode ser extremamente perigoso, e precauções, como o uso de luvas e óculos de proteção para laser, devem sempre ser tomadas ao realizar este procedimento.

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioengenharia

Nós descrevemos um protocolo para a fabricação de dispositivos microfluídicos que pode permitir a captura de células e cultura. Nesta abordagem padronizada microestruturas, tais como sulcos dentro de canais microfluídicos são usados ​​para criar regiões de cisalhamento de baixa tensão dentro do qual célula pode encaixar.

Um dispositivo micro com padrões Groove para estudar o comportamento celular

Dispositivos microfluídicos pode ser usado para visualizar os complexos processos naturais em tempo real e nas escalas físico apropriado. Temos desenvolvido um dispositivo simples microfluídicos que imita características-chave de meios porosos naturais para o estudo de crescimento e de transporte de bactérias no subsolo.

Janela em um Microworld: Simple sistemas microfluídicos para estudar o transporte microbiana em Meios Porosos

Fonte: Kurz, D. L., et al. Plataforma microfluídica para estudar bioentupimento em meios porosos. J. Vis. Exp. (2022)O vídeo demonstra o uso de um dispositivo microfluídico para estudar a formação de biofilmes. Uma suspensão bacteriana é introduzida no microcanal, seguida de incubação para permitir o desenvolvimento do biofilme. O fluxo é então retomado, e o monitoramento de pressão junto com imagens é usado para detectar formação de biofilme e obstrução dos poros ao longo do tempo.

Um dispositivo microfluídico para imagem em tempo real e acompanhamento de pressão durante a formação do biofilme

Neste protocolo, é introduzida a fabricação, configuração e operação básica de um biorreator picoliter microfluídico (PLBR) para análise de célula única de microrganismos procarióticos. Microrganismos industrialmente relevantes foram analisados como prova de princípio, permitindo insights sobre taxa de crescimento, morfologia e heterogeneidade fenotípica ao longo de certos períodos de tempo, dificilmente possíveis com métodos convencionais.

Biorreator Picoliter Microfluídico para Análise Microbiana de Célula Única: Fabricação, Configuração do Sistema e Operação

Nós demonstramos um ensaio baseado em microfluídica para medir a escala de tempo para que as células de trânsito através de uma seqüência de constrições em escala mícron.

A técnica de microfluídica para sondar Deformabilidade celular

Apresentamos um protocolo para realizar a padronização subtrativa de monocamadas de células vivas em uma superfície. Isso é obtido pela lise local e seletiva das células aderentes usando uma sonda microfluídica (MFP). O lisado celular recuperado de regiões locais pode ser usado para análise a jusante, permitindo estudos de perfil molecular.

Padronização Subtractive rápida de camadas de células vivas com uma Probe microfluídicos

O protocolo experimental apresentado pode ser usado para realizar medições em tempo real da atividade de cavitação em um dispositivo de cultura celular com o objetivo de permitir a investigação das condições necessárias para a entrega bem sucedida de medicamentos e/ou outros efeitos biológicos.

Estudando terapia aprimorada da cavitação

Uma técnica rápida e confiável é proposta para controlar as oscilações de forma de uma única bolha acústica aprisionada que é baseada na técnica de coalescência entre duas bolhas. As oscilações em forma de bolhas controladas por simetria em estado estacionário permitem a análise do fluxo de fluido gerado nas proximidades da interface de bolhas.

Indução de Microstreaming por Oscilações de Bolhas Não Esféricas em um Sistema de Levitação Acústica

Um protocolo para a cultura e manipulação do tecido embrionário do rato em um chip microfluido é fornecido. Aplicando pulsos de moduladores de via, este sistema pode ser usado para controlar externamente as oscilações de sinalização para a investigação funcional da sonorênese do mouse.

Uma abordagem microfluidics para a investigação funcional de oscilações de sinalização que regem a Somitogênese

Apresentamos uma tecnologia que utiliza o conjunto assistido pela capilaridade em uma plataforma microfluida para padronizar objetos microdimensionados suspensos em um líquido, como bactérias e coloides, em matrizes prescritas em um substrato de polidimetilsiloxano.

Padronização de Microrganismos e Micropartículas através da Montagem Sequencial assistida pela Capilaridade

O presente protocolo descreve uma plataforma microfluídica para estudar o desenvolvimento de biofilme em meios porosos quase-2D, combinando imagens de microscopia de alta resolução com medidas simultâneas de diferença de pressão. A plataforma quantifica a influência do tamanho dos poros e das taxas de fluxo de fluido em meios porosos no bioentupimento.

Uma plataforma microfluídica para o estudo do bioentupimento em meios porosos

Aprenda a investigar bioefeitos de cavitação em confinamento microfluídico utilizando padronização de superfície para controle preciso da geração de bolhas e posicionamento celular. Este método permite estudar poração de membrana e resposta de cálcio intracelular em células individuais.

Um sistema microfluídico com padrões de superfície para investigar bolha de cavitação (s) Interação -cell e os Efeitos Biológicos resultante no nível de célula única (Vídeo) | JoVE Journal

Um sistema microfluídico com padrões de superfície para investigar bolha de cavitação (s) Interação -cell e os Efeitos Biológicos resultante no nível de célula única

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