Name: Transplante de Schwann células dentro de conduítes de PVDF-TrFE a ponte rato necrosante tocos de medula espinhal para promover a regeneração do axônio através da abertura (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-03T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: Aprenda a criar uma ponte com células de Schwann em conduto de polímero para regeneração axonal em lesão completa da medula espinhal de ratos. Este método promove a recuperação funcional após trauma.

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Gostaríamos de agradecer o vetor Viral e núcleos de Animal no projeto de Miami para cura paralisia produzindo lenti-GFP-vírus e fornecendo cuidados com animais, respectivamente e o histologia e núcleos de imagens para o uso do criostato, microscópio confocal, e microscópio fluorescente com investigador estéreo. Financiamento foi fornecido pelo NINDS (09923), DOD (W81XWH-14-1-0482) e NSF (DMR-1006510). M.B. Bunge é a Christine E Lynn Distinguished Professor de neurociência.

ratos de Fischer adulto feminino (180-200 g de peso de corpo) estão alojados de acordo com as diretrizes do NIH e USDA. O cuidado Animal institucional e Comissão de utilização (IACUC) da Universidade de Miami aprovaram todos os procedimentos animais.
 1. preparação de pré-transplante <ol><li>preparação Conduit.
	<ol><li>Corta o conduíte para 5 mm de comprimento, usando uma lâmina #10 sob um microscópio dissecação. 
		Nota: O diâmetro interno da canalização é entre 2,4-2,7 mm; o diâmetro exterior é entre 2,5-2,8 mm.</li>
		<li>Dobre o conduíte suavemente ao longo do lado longitudinal ( figura 1A). Corte quatro pequenas incisões sobre 0,4 mm de comprimento e pelo menos 1 mm de aberturas da canalização e cerca de 1 mm separados usando borda reta Tesoura Vannas ( figura 1B).
		<ol><li>Desdobrar a canalização ( Figura 1) e corte entre as duas incisões ao longo do mesmo lado, criando duas janelas lado a lado ( Figura 1). Certifique-se de que o windows pode ser convenientemente aberto e fechado ao longo do lado sem cortes.</li>
		</ol></li> <li>Esterilizar os conduítes em etanol a 75% para 25 min em um prato de Petri de 10 cm. Lave os conduítes de uma vez para 4 min com 1 x salina tamponada fosfato (PBS) e transferir os conduítes com Pinças esterilizadas para um novo prato de Petri de 10 cm. Lave os conduítes duas vezes com PBS 1x por 25 min cada.</li>
		<li>Armazenar os conduítes em PBS 1x até cirurgia. 
		Nota: Muitos conduítes podem ser esterilizados imediatamente. Armazenar as canalizações em tubos de centrífuga separado estéril 1,5 mL para mantê-los estéril.</li>
	</ol></li> <li>Verde proteína fluorescente (GFP)-preparação de célula de Schwann (SC) <ol><li>preparar culturas de SC purificadas de nervos tibiais de Fischer feminino adulto ratos como descrito anteriormente, 43. Após a conclusão desta etapa, os SCs na poli-L-lisina (PLL) da placa-revestido pratos de Petri de 10 cm e manter-se no meio de D10/3M; Estes SCs são definidos como passagem 0. 
		Nota: D10/3M médio é composto dos seguintes: extrato de 10% fetal de soro bovino (FBS), 1% penicilina-estreptomicina (caneta/strep) 20 pituitária µ g/mL, 2 µM forskolin, 2,5 nM heregulin em Dulbecco &#39; s modificado águia &#39; médio s (DMEM).</li>
		<li>Reabastecer com meio fresco de D10/3M (7 mL/10-cm placa de Petri) a cada 3 a 4 dias.</li>
		<li>Cultura de Split SC, uma vez que ele atinge a confluência de 70-80%.
		<ol><li>Meio de remover e lavar duas vezes com Hank &#39; s equilibrada solução salina (HBSS) sem cálcio ou magnésio.</li>
			<li>Adicionar 5 mL de 0,25% tripsina/EDTA para cada prato de Petri de 10 cm e incubar durante 5 min à temperatura ambiente (RT).</li>
			<li>Adicionar 5 mL de meio de D10 (10% FBS e 1% caneta/estreptococo em DMEM) em um tubo de centrífuga de 50 mL para neutralizar a tripsina.</li>
			Solução <li>suavemente a pipeta a tripsina/EDTA para a Petri prato várias vezes para desanexar SCs. Remove a suspensão de eritrócitos do prato e coloque-o no tubo de centrífuga, preparado na etapa anterior. Enxagúe o prato com 5 mL de meio de D10 e coloque-o no tubo de centrífuga para maximizar a colheita da pilha.</li>
			<li>Centrifugar as células a 370 x g durante 5 min à 4 ó C. Retire o sobrenadante e ressuspender as células em 4 mL de meio de D10/3 M para cada placa de Petri split.</li>
			<li>Diluir 1 mL de suspensão de SC e 6 mL de meio de D10/3M em um prato de Petri de 10 cm; cada placa de Petri divisão resultará em 4 placas de Petri. Estes SCs são definidos como passagem 1.</li>
			<li>Reabastecerá com meio D10/3M fresco o dia depois de chapeamento e a cada 3-4 dias após o chapeamento.</li>
			<li>Uma vez as SCs chegar a confluência de 70-80%, repita as etapas de 1.2.3.1 para 1.2.3.6. As SCs estão agora na passagem 2.</li>
		</ol></li> <li>Transduce as SCs uma vez atingindo a confluência de 50%, com um vetor de Lentivirus codificação GFP em D10/3M médio durante a noite em uma multiplicidade de infecção de 30 conforme descrito anteriormente 44 , 45 .</li>
		<li>Reabastecer com meio fresco D10 / 3M, no dia seguinte e a cada 3-4 dias após o chapeamento.</li>
		<li>, Uma vez que a GFP-SCs alcança a confluência de 70-80%, repita as etapas de 1.2.3.1 para 1.2.3.5 mas Resuspenda os GFP-SCs em 6 mL de meio de D10, em vez disso. Dispense a 15 µ l de suspensão de GFP-SC em um tubo de centrífuga de 1,5 mL e adicionar 15 µ l de solução de azul de Tripan 0,4%. Agite suavemente o tubo de centrífuga e dispense 10 µ l da mistura em uma câmara de contagem celular slide.
		<ol><li>Colocar o slide em um contador de célula automatizada e determinar a densidade celular.</li>
		</ol></li> <li>Centrifugar as células a 370 x g durante 5 min à 4 ó C. Retire o sobrenadante, resuspenda com 1,5 mL de meio de congelamento para cada 3 x 10 6 GFP-SCs. Dispense 1,5 mL de suspensão de GFP-SC em um frasco criogênico e congelamento em -80 ó C durante pelo menos 24 h antes de se mudar para o nitrogênio líquido para armazenamento. 
		Nota: Congelamento médio: 25% FBS e 8% Dimetilsulfóxido em DMEM.</li>
		<li>GFP-SCs descongelar uma semana antes da cirurgia.
		<ol><li>Adicionar 10 mL D10 de meio em um tubo de centrífuga de 50 mL.</li>
			<li>Descongelar frascos de GFP-SCs congelados em banho de água a 37 o C até parcialmente derretido.</li>
			<li>Remover a suspensão de GFP-SC do frasco criogênico e coloque-o no tubo de centrífuga de 50 mL, preparado em 1.2.8.1. Suavemente a solução de pipeta para cima e para baixo várias vezes.</li>
			<li>Centrifugar as células a 370 x g durante 5 min à 4 ó C. Retire o sobrenadante e ressuspender as células em meio de D10/3 M 4 mL para cada frasco descongelado.</li>
			<li>Dispense 2 mL de suspensão de GFP-SC e 5 mL de meio de D10/3M em um prato de Petri de 10 cm; cada frasco deve resultar em 2 placas de Petri. Os GFP-SCs são definidos como passagem 3. 
			Nota: Um prato de Petri de 10 cm geralmente produz em torno de 8 x 10 6 GFP-SCs depois de uma semana.</li>
		</ol></li> <li>No dia da cirurgia, repita a etapa 1.2.6. Utilização da densidade da célula calculada na etapa 1.2.10.</li>
		Tubos <li>Dispense alíquotas de 3 x 10 6 GFP-SCs em centrífuga estéril 1,5 mL com base na densidade celular calculado da etapa 1.2.9. Centrifugar as alíquotas de GFP-SC a 370 x g durante 5 min à 4 ó C e remover o sobrenadante. Adicionar 1 mL de meio DMEM/F12 para cada alíquota e centrifugar x 370 g. 
		Nota: Cada animal recebe 3 x 10 6 GFP-SCs. meio com soro é usado com GFP-SCs até esta etapa.</li>
		<li>Manter GFP-SCs no gelo até a hora do transplante.</li>
	</ol></li></ol> 2. Completar a transecção torácica nível 8 (T8) <ol><li>Animal preparação para cirurgia <ol><li>Anesthetize uma fêmea Fischer rato (180-200 g) com uma injeção intraperitoneal de cetamina (60 mg/kg de peso) e xilazina (5 mg/kg de peso corporal). Monitorar a profundidade da anestesia antes de prosseguir para a próxima etapa, verificando a beliscar-dedo do pé e olho pisca respostas.</li>
		<li>Raspar a parte de trás do rato com uma tosquiadeira elétrica e limpe a pele com álcool 70%. Aplique lubrificante oftálmico ambos os olhos. Transferir o animal para a mesa de cirurgia em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal em cerca de 37 o C. lugar o animal em um rolo assim as vértebras são de fácil acesso. 
		Nota: O rolo pode ser feito de toalha de papel ou 2 em x2 em gaze que pode ser esterilizado. Rolos maiores são recomendados quando T7-T9 precisa ser colocados horizontalmente no topo do rolo.</li>
	</ol></li> <li>T7 a T9 laminectomia <ol><li>localizar o ponto de referência para os processos espinhosos de T9-T11. 
		Nota: As lacunas entre o T9, T10, T11 e são pequenas em comparação com outros segmentosn a região. Depois de colocar o rato sobre o rolo, processos espinhosos de T9-T11 vai se sentir como um pequeno solavanco triangular através da pele.</li>
		<li>Fazer uma incisão de 4 a 5 cm da pele usando uma lâmina #10 de T4 T11. Faça uma pequena incisão na camada de gordura superficial com tesoura curva com extremidades sem corte para dissecar a gordura. 
		Nota: Outros tipos de instrumentos podem ser usados para separar a gordura mas tesoura curva com extremidades sem corte habilitar o método mais eficaz e menos invasivo para a separação de gordura.</li>
		<li>Localizar o T7 a T9 espinhosos processos usando as costas da lâmina #10. O músculo em sobre T4 com fórceps rombudo e fazer uma incisão no músculo ao longo de cada lado das vértebras de T6-T10. Fazer o corte mais próximo as vértebras quanto possível para fazer uma abertura limpa e causar prejuízo mínimo ao animal.</li>
		<li>Isolar cada individual processo espinhoso de T7 a T9 cortando os músculos e ligamentos entre T6 e T7, T7 e T8, T8 e T9 e T9 e T10 com uma lâmina #10.</li>
		<li>Usar um rongeur para remover qualquer músculos e ligamentos sobre as lâminas de T7 a T9. Remover os músculos e ligamentos mais lateralmente quanto possível até que as lacunas entre as apófises transversas de T7 a T9 são visíveis.</li>
		<li>Remover o processo espinhoso T9 com um rongeur. Segure o processo espinhoso T8 com fórceps rombudo e levante suavemente para elevar a lâmina T9 na pequena abertura entre os processos de T9 e T10.</li>
		<li>Remover a lâmina, a partir da abertura e movendo-se rostralmente com um rongeur no T9. Remover a lâmina lateralmente o máximo possível; as raízes dorsais deve ser visíveis após a laminectomia.</li>
		<li>, Uma vez que a lâmina é removida, repita o processo para T8 e T7. 
		Nota: Durante a laminectomia, use lanças de absorção para remover sangue continuando com a laminectomia. Se o sangramento excessivo ocorre, coloque uma esponja comprimida no local do sangramento e adicionar soro fisiológico para ajudar com a coagulação sanguínea.</li>
	</ol></li> <li>Transecção em T8 <ol><li>Coloque o retractor em torno de T7 a T9. Uma vez que todas as lâminas são removidas, certifique-se que as lacunas entre as apófises transversas são visíveis, especialmente em T8. Também examinar os ossos ao longo do comprimento de ambos os lados entre T7 a T9 para garantir que existem não há fragmentos de ossos salientes para fora. 
		Nota: Esta lacuna em T8 é importante para a realização da transecção completa. As vértebras ao longo do comprimento devem ser removidas para fácil inserção de conduíte.</li>
		<li>Corte dorsal e ventral raízes acima e abaixo T8 usando angulado tesoura de mola. Adicionar soro fisiológico da medula espinhal e esperar o sangue ao coágulo. Nota: este passo é importante para a inserção de canalização adequada.</li>
		<li>Coloque a tesoura mola angular acima da medula espinhal as lacunas entre as apófises transversas em T8 e faça um corte para separar completamente a medula espinhal. Coloque um pequeno pedaço de espuma compactado a lacuna resultante de 2-2,5 mm e adicionar soro fisiológico a área imediatamente.</li>
	</ol></li></ol> 3. Inserção de conduíte <ol><li>enquanto aguarda os tocos de cabo cortado alcançar a hemostasia, tirar um conduíte de 1X PBS. Corte os triângulos de absorção em peças muito finas e coloque-os no conduíte para remover o excesso PBS. Verifique se o windows pre-cut estão aberto.</li>
	<li>Remover a solução salina e usando finas partes longas de triângulos de absorção de sangue. Levante os dois cotos da medula espinhal, usando um microspatula para garantir a boa separação. Delicadamente Levante o coto rostral com o microspatula e deslizar o condutor sobre o coto com as janelas viradas para si mesmo. Certifique-se de que o tronco inteiro é inserido e não há nenhum sangramento excessivo para o canal.</li>
	<li>Suavemente levantar o coto caudal e deslize a outra extremidade do condutor sobre o coto. Certifique-se que o tronco inteiro é inserido e as janelas estão na superfície dorsal ( Figura 2A).</li>
</ol> 4. Célula de Schwann / Matrix injetável (ver tabela de materiais) preparação e injeção <ol><li>enquanto aguarda o cordão cortado alcançar a hemostasia, remover o meio acima a pelota de GFP-SC (preparado na etapa 1.2). Resuspenda os GFP-SCs em 10 µ l de frio DMEM/F12. Adicionar 10 µ l de frio gel injetável à suspensão de células e misture bem por repetidas pipetagem. Manter a mistura de matriz de GFP-SC/DMEM/F12/injetável no gelo, até que seja concluída a inserção de conduíte.</li>
	<li>Depois de garantir que o windows sobre a superfície dorsal são abrir ( Figura 2A), injetar 20 µ l da mistura de matriz de GFP-SC/DMEM/F12/injetável a conduta através de um do windows pre-cut 46 usando um western blot para carregamento de ponta e uma micropipeta. Se a mistura de matriz SC/DMEM/F12/injetável deve encher demais o conduíte, retire o excesso com triângulos de absorção. Feche o windows após a injeção; sutura não é necessária ( Figura 2B).</li>
</ol> 5. Ferida de encerramento e cuidados pós-operatório camadas <ol><li>sutura do músculo e as camadas de gordura superficiais. Limpar a pele com 70% de etanol e então grampo (por exemplo, usando clipes de ferida) fecha a pele. Manter os animais em uma incubadora termicamente regulamentada até que recupere a consciência. Transferência que dos animais de volta para as gaiolas. Fornecer água com um tubo de alimentação há muito tempo e colocar comida na cama para facilitar o acesso.</li>
	<li>Administrar buprenorfina (0,1 mg/kg de peso corporal) duas vezes por dia durante 3 dias por via subcutânea, começando imediatamente após a cirurgia para reduzir a dor. Injete a gentamicina (5 mg/kg de peso corporal) por via subcutânea uma vez ao dia por 7 dias imediatamente após a cirurgia para prevenir e reduzir a infecção. Injectar 10 mL de solução de lactato toques por via subcutânea duas vezes por dia durante 7 dias para hidratação.</li>
	<li>Vazio bexigas manualmente, duas vezes por dia até a bexiga função retorna. Se ocorrer infecção na bexiga, então Administre soro fisiológico 10 mL por via subcutânea até urina torna-se claro. Se não houver melhora em dois dias, injetar gentamicina (5 mg/kg de peso corporal, uma vez por dia) por via subcutânea até que a urina se torna clara.</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

O passo mais crítico na criação de um modelo eficaz de transecção é rompimento da medula espinhal em um ou dois cortes. Um intervalo de 2-2,5 mm entre os cotos rostral e caudal da medula espinhal deve estar presente no local da transecção. Os três motivos mais prováveis para tal uma lacuna não aparecendo são (1) as raízes dorsal/ventral não foram removidas corretamente, (2) a dura-máter ventral não foi removido adequadamente, e/ou (3) o animal não foi corretamente posicionado no rolo colocado abaixo dela.
<p class="j...

Reparação de lesão da medula espinhal é um problema complexo e desafiador que exigirá uma estratégia de tratamento combinatória envolvendo, por exemplo, o uso de células e um biomaterial para fornecer um microambiente favorável para função CÉL transplantado e axônio regeneração no local da lesão. Hemisection1,2,3,4,5,6,7,8,9 e transecção completa10 ,11,12,13,14,15,16,17,18,19 ,20,21,22 modelos são frequentemente usados para avaliar os efeitos das terapias pontes baseada em biomateriais. A vantagem de usar um modelo hemisection é que ele fornece mais estabilidade para construção de ponte em comparação com transecção completa. No entanto, nos modelos hemisection, é difícil provar a regeneração do axônio como um resultado do método terapêutico aplicado devido à presença de tecido poupado. O modelo de transecção completa é o método mais rigoroso para demonstrar a regeneração do axônio.
Vários materiais naturais e sintéticos têm sido estudados para uso como um gel injetável, um gel pré-formado colocados em hemisection modelos ou contusão, ou como uma conduta estruturada em hemisection ou completar modelos transecção (detalhados em23 comentários , 24 , 25). in situ gelificação de uma mistura injectável matriz/SC cria uma interface mais permissiva entre o transplante e o cabo de anfitrião para o axônio cruzamento26,27 , em comparação com implantes previamente coaguladas matriz/SC 5 , 18 , 19 , 28. em situ gelificação permitiu a matriz para contorno próximo as interfaces de host irregular, Considerando que uma conduta mais rígida e estruturada ou um gel menos moldável pré-formado não poderia. Um conduíte estruturado frequentemente fornece contato orientação e implante estabilidade em contraste com uma matriz injetável. Os protocolos aqui apresentados descrevem um procedimento cirúrgico que tira proveito de uma matriz de injetável de membrana basal (por exemplo, matrigel, consulte a Tabela de materiais, referido como injetável matriz aqui) e um condutor estruturado para Avalie a regeneração do axônio no modelo mais rigoroso de lesão da medula espinhal.
Electrospun poli-vinylidenedifluoride-trifluoroethylene (PVDF-TrFE) alinhados fibrosos ocos conduítes são usados em nossa abordagem experimental. PVDF-TrFE é um polímero piezoelétrico que gera uma carga transiente quando deformado mecanicamente e tem sido demonstrado para promover a regeneração de extensão e axônio axônio tanto em vitro29,30 e vivo em 31. eletrofiação é um método de fabricação de andaime comuns que pode rapidamente produzir confiança andaimes fibrosos, usando uma variedade de polímeros com propriedades controláveis como alinhamento de fibra, diâmetro da fibra e espessura do andaime para neural e outras aplicações32,33,34.
Numerosos estudos de SCs transplantados em sítios de lesão da medula espinhal dos ratos demonstraram tratamento eficácia5,9,18,19,20,21 ,26. Esses transplantes são neuroprotetor para o tecido circundante da lesão, reduzir o tamanho da cavidade de lesão e promover a regeneração do axônio para o sítio de lesão/transplante e mielinização dos axônios regenerados. SCs humanas podem ser autologously transplantados, uma vantagem quando comparado com a maioria dos outros neurais relacionadas com células24. Depois de uma biópsia de nervo periférico, SCs podem ser isoladas e purificadas e irá proliferar para a quantidade desejada para transplante em humanos. Transplante autólogo de SC para pacientes ferido da medula espinhal tem sido provado para ser seguro no Irã35,36,37,38, China39,40e o Estados Unidos41,,42. SCs são conhecidos para secretar numerosos fatores neurotróficos e proteínas da matriz extracelular importantes para o crescimento do axônio e desempenham um papel essencial na regeneração do axônio após a lesão de nervo periférico. Nosso objetivo aqui é descrever métodos que podem investigar projetos de canalização para melhorar o resultado da transplantação de SC em um modelo de transecção medular completa de rato.

<table><tbody><tr><td>Frascos criogênicos</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>5000-0020</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri de 10 cm</td><td>VWR</td><td>25382-428</td><td></td></tr><tr><td>Meio de Eagle modificado de Dulbecco: mistura de nutrientes F-12</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11039-021</td><td>"DMEM/F12" em protocolo.</td></tr><tr><td>Penicilina-estreptomicina</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>15140-122</td> <td>"Caneta / Strep" em protcol.</td></tr><tr><td>Soro fetal bovino</td><td>Hyclone</td><td>SH300-70-03</td> <td>"FBS" em protocolo.</td></tr><tr><td>Extrato hipofisário</td><td>Biomedical Technologies</td><td>BT-215</td><td></td></tr><tr><td>Forskolin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F6886</td><td></td></tr><tr><td>Heregulin</td><td>R & D Systems</td><td>396-HB/CF</td><td></td></tr><tr><td>Poli L-lisina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2636</td> <td>"PLL" em protocolo.</td></tr><tr><td>Meio Eagle modificado de Dulbecco</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11965-092</td> <td>"DMEM" no protocolo.</td></tr><tr><td>Solução salina balanceada de Hank</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14170-112</td> <td>"HBSS" em protocolo.</td></tr><tr><td>Tryspin-EDTA</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>15400-054</td><td></td></tr><tr><td>Rato Fischer fêmea (160-180g)</td><td>Tesoura Envigo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vannas, reta</td><td>FST</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Cetamina Vedco Inc</td><td></td><td>5098976106 100 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Inc</td><td>AnaSed</td><td>20 mg/ml</td></tr><tr><td>Gentamicina</td><td>APP Pharmaceuticals</td><td>NDC 63323-010-02</td><td>Pode ser qualquer marca de sua escolha.</td></tr><tr><td>Micro Espátula</td><td>FST</td><td>10089-11</td><td>Pode ser qualquer marca de escolha.</td></tr><tr><td>Tesoura curva com ponta romba</td><td>FST</td><td>14017-18</td><td>Pode ser qualquer marca de sua escolha.</td></tr><tr><td>Pinça sem corte</td><td>FST</td><td>11006-12</td><td>Pode ser qualquer marca de escolha.</td></tr><tr><td>rongeur</td><td>FST</td><td>16121-14</td><td>Pode ser qualquer marca de sua escolha.</td></tr><tr><td>Tesoura de mola angular</td><td>FST</td><td>15006-09</td><td>Pode ser qualquer marca de escolha.</td></tr><tr><td>Triângulos de absorção</td><td>FST</td><td>18105-03</td><td>Pode ser qualquer marca de sua escolha.</td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Henry Schein</td><td>9083300</td><td>"Espuma comprimida" em protocolo.</td></tr><tr><td>#10 lâminas</td><td>Sklar</td><td>06-3010</td><td>Pode ser qualquer marca de escolha.</td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>Corning</td><td>354234</td> <td>"Matriz injetável" no protocolo.</td></tr><tr><td>Anticorpo anti-proteína fluorescente verde</td><td>Millipore</td><td>AB16901</td><td></td></tr><tr><td>Mouse RT97 anticorpo de hibridoma</td><td>DSHB</td><td>RT97</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo anti-neurofilamento de coelho</td><td>Encor Biotechnology, Inc</td><td>PRCA-NF-H</td><td></td></tr><tr><td>Anticorpo de proteína ácida fibrilar glial de coelho policlonal</td><td>Dako</td><td>Z033401</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 cabra anti-frango IgG (H + L)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A-11039</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 546 cabra anti-coelho IgG (H+L)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A-11035</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 cabra anti-coelho IgG (H+L)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A-21244</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 cabra anti-rato IgG (H+L)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A-21236</td><td></td></tr><tr><td>Microscopia Confocal</td><td>Nikon</td><td>clsi</td><td></td></tr></tbody></table>

transplante de schwann células dentro de conduítes de pvdf-trfe a ponte rato necrosante tocos de medula espinhal para promover a regeneração do axônio através da abertura

Transplantation of Schwann Cells Inside PVDF-TrFE Conduits to Bridge Transected Rat Spinal Cord Stumps to Promote Axon Regeneration Across the Gap

Entre vários modelos para a lesão da medula espinhal em ratos, o modelo de contusão é o mais frequentemente usado porque é o tipo mais comum de lesão da medula espinhal humana. O modelo de transecção completa, embora não tão clinicamente relevantes como o modelo de contusão, é o método mais rigoroso para avaliar a regeneração do axônio. No modelo de contusão, é difícil distinguir regenerada de axônios germinados ou poupados devido à presença do restante post lesões no tecido. No modelo de transecção completa, um método de ponte é necessário preencher a lacuna e criar a continuidade partir o rostral para os cotos caudais para avaliar a eficácia dos tratamentos. Uma cirurgia de ponte confiável é essencial para testar as medidas de resultado, reduzindo a variabilidade devido o método cirúrgico. Os protocolos descritos aqui são usados para preparar Schwann células (SCs) e condutas antes da transplantação, transecção completa da medula espinhal torácica nível 8 (T8), insira o conduíte e transplantação SCs para a canalização. Essa abordagem também usa em situ gelificação de uma matriz de injetável membrana basal com transplante de SC que permite o crescimento do axônio melhorada entre as interfaces rostrais e caudais com o tecido do hospedeiro.

O objetivo de utilizar esta técnica cirúrgica é avaliar o uso de uma conduta estruturada e matriz injetável que maximiza a função de SC após transplante em concluído espinais necrosante. Três semanas após o transplante, os animais são pintados com paraformaldeído 4% e a coluna vertebral são grosseiramente dissecada e fixada no mesmo fixador para outro 24h. A medula espinhal é então dissecada e amostras para seções sagitais criostato são colocadas em uma solução de sacarose de 30% para cry...

Este artigo descreve uma técnica para inserir um canal oco entre os cotos de medula espinhal após a transecção completa e preenchimento com células de Schwann (SCs) e matriz de injetável membrana basal para ponte e promover a regeneração do axônio através da abertura.

Transplante de Schwann células dentro de conduítes de PVDF-TrFE a ponte rato necrosante tocos de medula espinhal para promover a regeneração do axônio através da abertura

Among various models for spinal cord injury in rats, the contusion model is the most often used because it is the most common type of human spinal cord ...

O objetivo geral deste procedimento cirúrgico é utilizar um conduto preenchido com células de Schwann e matriz injetável para estabelecer uma ponte entre cotos medulares completamente seccionados, promovendo a regeneração de axônios através da ponte. Nosso objetivo é pontuar um local de lesão medular em ratos para restaurar a função. A lesão que estamos utilizando consiste na criação de uma lacuna por transecção completa.Somente ao utilizar esse tipo de lesão podemos afirmar com certeza que os axônios regeneraram quando os encontramos no local da lesão. A ponte que estamos utilizando é um canal polimérico que contém células de Schwann, sendo essas células tão importantes para a regeneração dos axônios. Neste vídeo, mostramos como introduzir tal ponte em uma lacuna de transecção completa.Investigadores novos neste método precisarão de prática, pois a secção completa da medula espinhal e a introdução do conduto podem ser desafiadoras para iniciantes. Antes de iniciar o procedimento, use uma lâmina número 10 para cortar o conduto em cinco milímetros. Isso também pode ser realizado sob um microscópio estereoscópico, se preferido.Dobre suavemente o conduto ao longo do lado longitudinal

transplantation-schwann-cells-inside-pvdf-trfe-conduits-to-bridge

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Lesão traumática da medula espinhal interrompe a comunicação com o cérebro. Para restaurar a conectividade perdida nós utilizamos um enxerto de nervo periférico para fornecer um substrato de fibras em regeneração em combinação com fatores neurotróficos e matriz de modulador enzimas para remover moléculas inibidoras para promover o crescimento de longa distância.

Combinando nervos periféricos Enxertia e Modulação Matrix reparar o cabo de Rat feridos Spinal

Pegue um rato anestesiado com um nervo ciático direito intacto exposto, que controla o movimento e a sensação da perna.Extirpe um segmento nervoso, criando uma lacuna, cortando os axônios neuronais e interrompendo a transmissão do sinal.Os axônios distais cortados se deterioram, destacando células especializadas de reparo nervoso ou de Schwann.Suturar um andaime de nervo condutor biônico, um tubo macio com microcanais, ao epineuro, a camada externa do nervo, em ambas as extremidades...

Reparo do nervo usando um andaime condutor biônico combinado com estimulação elétrica

Fonte: Lee, Y., et.al. Transplante de células de Schwann dentro de condutos PVDF-TrFE para construir uma ponte sobre cotos de medula espinhal de ratos seccionados para promover a regeneração do axônio através da lacuna. J. Vis. Exp. (2017)Este vídeo demonstra o uso de um conduíte de polímero piezoelétrico semeado com células de Schwann para promover a regeneração do axônio em uma medula espinhal de rato seccionada. O conduíte fornece orientação estrutural, enquanto suas propriedades...

Conduítes semeados de células de Schwann para regeneração axonal após lesão medular

Matrizes de fibrina que contêm factores de crescimento foram utilizados para reter as células estaminais neurais enxertados em locais de completa a transecção da medula espinal. Células enxertadas encheu completamente a cavidade lesão e diferenciado em vários tipos de células neurais, incluindo neurônios que se estenderam axônios em acolhimento medula espinhal através de longas distâncias.

Promoção da sobrevivência e diferenciação de células-tronco neurais com fibrina e Fator de Crescimento Cocktails após Spinal Cord Injury grave

Apresenta-se um protocolo para a utilização de um sistema de rádio-telemétrico para registar os parâmetros cardiovasculares em ratos T4 medular transeccionados oito semanas após o tronco cerebral embrionária das células estaminais neurais de enxerto no local da lesão. A telemetria é uma técnica avançada para avaliar com precisão a função cardiovascular em que se movem livremente na medula espinhal ratos lesionados conscientes.

Um sistema de rádio-telemetria para monitorar a função cardiovascular em ratos com Medula Espinhal transecção e Embryonic Stem Neural enxertos de células-

A lesão medular é uma condição traumática que causa grave morbidade e mortalidade elevada. Neste trabalho, descrever em detalhes um modelo contusão de lesão medular em ratos, seguido por um transplante de células-tronco neurais.

Neural Stem Cell Transplantation em Experimental contusão Model of Spinal Cord Injury

Lesões graves na medula espinhal geralmente resultam em defeitos teciduais. Duas possibilidades são descritas para preencher com sucesso essas lacunas para promover a adaptação tecidual, respostas regenerativas e melhora funcional em ratos por meio do implante de um sistema de microconectores mecânicos após lesão aguda e cinco semanas após a transecção completa da medula espinhal.

Estratégias experimentais para Ponte grandes lacunas de tecido na medula espinhal ferido após aguda e lesão crônica

Aqui, apresentamos uma técnica in vivo para transferência de genes para células de Schwann (SCs) no nervo ciático de roedores. Esta técnica simples é útil para investigar os mecanismos de sinalização envolvidos no desenvolvimento e manutenção de SCs mielinizantes.

Em Gene Vivo Transferência de células de Schwann no nervo ciático de roedores por Eletroporação

Eletroporação é uma abordagem eficaz para entregar genes de interesse em células. Aplicando-se esta abordagem na vivo sobre os neurônios do gânglio de raiz dorsal do rato adulto (DRG), descrevemos um modelo para estudo de regeneração do axônio em vivo.

Investigação regeneração do axônio mamíferos: In Vivo Electroporation do gânglio de raiz Dorsal do rato adulto

Este vídeo demonstra o modelo de transplante ortotópico aórtica como um modelo simples para estudar o desenvolvimento de vasculopatia do transplante (TVP) em ratos.

Transplante ortotópico de aorta: um modelo de rato para estudar o desenvolvimento de vasculopatia crônica

Aprenda a criar uma ponte com células de Schwann em conduto de polímero para regeneração axonal em lesão completa da medula espinhal de ratos. Este método promove a recuperação funcional após trauma.

Transplante de Schwann células dentro de conduítes de PVDF-TrFE a ponte rato necrosante tocos de medula espinhal para promover a regeneração do axônio através da abertura (Vídeo) | JoVE Journal

Transplante de Schwann células dentro de conduítes de PVDF-TrFE a ponte rato necrosante tocos de medula espinhal para promover a regeneração do axônio através da abertura

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