Name: Aplicação da estimulação crônica para estudar ratos induzida pela atividade contrátil adaptações fenotípica de músculo esquelético (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 50 s
Description: Aprenda a aplicar o modelo de atividade contrátil crônica para estudar adaptações fenotípicas do músculo esquelético em ratos. Este método permite observar mudanças mitocondriais e autofágicas em apenas sete dias.

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Nós estamos gratos ao Liam Tyron para seu especialista em leitura do manuscrito. Este trabalho foi apoiado pelo financiamento das ciências naturais e engenharia pesquisa Conselho de Canadá (NSERC) para D. A. Hood. M. r. Hood também é o titular de uma cadeira de pesquisa do Canadá em fisiologia celular.

Todos os procedimentos com animais foram revistos e aprovados pela York University Animal conta Comissão. À chegada à instalação de animal na Universidade de York, todos os ratos receberam um mínimo de cinco dias se adapte ao seu ambiente antes do procedimento cirúrgico, com alimentos fornecidos ad libitum. Embora este protocolo tem sido anteriormente aplicado a outras espécies15,17,22, o papel atual baseia-se o trabalho pioneiro de Pette e colegas23 e incide sobre o modelo de rato, especificamente.
1. preparação da unidade de atividade contrátil crônica
<ol><li>Usando um voltímetro, verifica o potencial das baterias de lítio de moeda. Nota: O potencial de cada bateria deve ser de 3,0 ± 0,10 V.</li>
	<li>Insira duas ou três baterias no slot da unidade para que o potencial total é de 6-9 V. Nota: É o critério dos pesquisadores a considerar quanto potencial (6 ou 9 V) para manter durante o procedimento todo experimental. Dependendo do projeto de estudo e a intensidade desejada do estímulo, ou 2 ou 3 baterias podem ser usadas.</li>
	<li>Verificar se a unidade está funcionando corretamente através do indicador de pulso, por sujeitar o aparelho a 1 pulso emitido por uma luz de estroboscópio portátil infravermelha.</li>
</ol>2. cirurgia da atividade contrátil crônica
Nota: É necessário esterilize todos os instrumentos cirúrgicos antes do procedimento cirúrgico. Durante e imediatamente após a cirurgia, a temperatura do corpo dos ratos é mantida por uma almofada de aquecimento. É desejável para realizar o procedimento cirúrgico em um pano cirúrgico. O cirurgião deve usar luvas cirúrgicas estéreis, bem como um jaleco limpo. Se necessário, é recomendável usar uma máscara respirador descartável.
<ol><li>ANESTHETIZE ratos abaixo de 1-3% isoflurano inalação com oxigênio, que é operado por um sistema de evaporação de gás. Confirme o animal está totalmente sedada, verificando a pitada de dedo do pé do membro posterior e observando o ritmo e profundidade respiratória. Aplique lubrificante ocular nos olhos para evitar ressecamento. Aplica uma injeção subcutânea de Meloxicam (0,5 mg/mL) em 2 mg/kg. Nota: Também é recomendável ter uma aplicação multimodal de analgesia (por exemplo, Meloxicam mais lidocaína) para minimizar a dor durante e após a cirurgia.</li>
	<li>Delicadamente raspe o membro posterior esquerdo, bem como uma faixa ao redor do tronco da parte de trás do pescoço, ao redor atrás dos membros dianteiros e do outro lado do tórax anterior. Limpe suavemente áreas depiladas com iodo e álcool etílico para desinfectar.</li>
	<li>Com o animal deitado no seu estômago, faça uma pequena incisão (~0.5 cm) na parte de trás do pescoço no centro da região depilada (área palpável entre omoplatas) usando um bisturi (lâmina n º 10).</li>
	<li>Localize o nervo fibular comum.<ol>
<li>Rolar o animal para o seu lado direito e faça um ~ 2-3 cm-longo corte na pele do membro posterior esquerdo. A área de incisão em torno de grupos do músculo da coxa que é pérgula entre a covinha da articulação do joelho e a parte traseira perto da origem da cauda do alvo. Nota: Tenha cuidado para não contaminar a primeira área de incisão quando muda a posição do corpo.</li>
		<li>Usando a ponta romba curva tesoura cirúrgica, dissecar a área subcutânea amplamente ~3.5 - 4 cm, separando a pele do músculo subjacente a fim de fazer uma bolsa entre o músculo subjacente e pele aberta. Abra a pele do tecido subjacente em torno da circunferência inteira da incisão (~1.5 cm2).</li>
		<li>Faça uma pequena incisão (menos de 0,5 cm) no músculo bíceps femoral com tesoura cirúrgica, garantindo que as pontas da tesoura estão cortando diretamente através do músculo.</li>
		<li>Abra cuidadosamente a área de corte até os grupos musculares interna e o nervo fibular comum são visíveis (a profundidade dos tecidos musculares externos (ou seja, bíceps femoral) é em torno de ~0.5 cm). Usando fórceps, suavemente toque/pitada nervo visível e observar as respostas dos grupos músculo-alvo (por exemplo, TA muscular) e pés (dorsiflexão visível) para confirmar que o nervo fibular comum é isolado. Nota: Este passo deve ser feito com extrema cautela para evitar cortar ou danificar o nervo.</li>
		<li>Consertar a janela, puxando-a aberta com retractores de metal, tal que o tamanho da janela é ~1.5 cm2 com o nervo fibular deitado no centro da janela. Use pequenos ganchos de metal ligados a correias e/ou bandas de borracha que são prendidas para baixo para a superfície da mesa (ou placa de cirurgia) (Figura 2A).</li>
	</ol></li>
	<li>Conecte o cabo a ambos os lados do nervo.<ol>
<li>Preparar ~ 50-60 cm de politetrafluoretileno (PTFE)-revestido de fio de aço fino e dobre ao meio. Nota: Pode ser útil para expor o arame revestido PTFA sob a luz UV antes da cirurgia.</li>
		<li>Prenda a parte dobrada do fio na fenda de uma haste de aço inoxidável 30 cm de comprimento. Passe a haste, juntamente com o fio, por via subcutânea do bolso aberto do membro posterior em direção da área de pequena incisão na parte de trás do pescoço, em um padrão em forma de L até a perna e ao longo do centro do dorso.</li>
		<li>Encontre as duas extremidades do fio para o membro posterior. Tira os fios, uma vez que todos os fios são isolados de PTFE. Usando um bisturi, cuidadosamente tira as extremidades do fio de ~1.5 cm. Se os fios tornam-se desgastadas, cortá-los fora e re-tira. Enrole as extremidades do fio descascado em torno de uma agulha cega de 21-G (5 vezes), fazendo uma bobina. Uma vez que as bobinas são feitas corretamente, liberar a agulha com eles.</li>
		<li>Usando um tamanho de fio cirúrgico 6-0, prenda cada uma das bobinas em ambos os lados do nervo peroneal comum (Figura 2A).<ol>
<li>Faça um nó no final da bobina e sutura-la do lado esquerdo do nervo. Verifique se a bobina está a 1.5-2.5 mm do nervo.</li>
			<li>Para fixar a bobina, aplique duas ou três suturas adicionais ao longo da bobina.</li>
			<li>Repita essas etapas no lado direito do nervo.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Aplicar 2-3 gotas de solução de antibiótica (Ampicilina em soro fisiológico; 132 mg/mL) e então cuidadosamente suturar a janela (ou seja, o tecido muscular bíceps femoris) usando tamanho 5-0 de seda.</li>
	</ol></li>
	<li>Vagamente vento a folga restante do fio (sobre o diâmetro do dedo) e empurrar para a bolsa subcutânea acima da incisão suturada do músculo bíceps femoral (aproximadamente acima do quadril).</li>
	<li>Aplica 2-3 gotas de solução antibiótica novamente (Ampicilina em soro fisiológico; 132 mg/mL). Feche a pele aberta por grampeamento.</li>
	<li>Ligue os fios (saindo da área de incisão do pescoço) para o estimulador CCA.<ol>
<li>Conecte o pino soquetes com os fios.<ol>
<li>Corte o laço de fio saindo a incisão na parte superior do pescoço para criar 2 extremidades do fio (estes chumbo para as bobinas suturado para ambos os lados do nervo peroneal).</li>
			<li>Usando um bisturi, dispam-se as extremidades dos fios de ~0.5 cm. cortar fora os fios, se for o caso.</li>
			<li>Lentamente empurre as peças despojadas dos fios dentro do buraco das tomadas de pino e usando um ferro de solda, solda os fios sobre as tomadas de pino.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Opcionalmente, verifique a conexão dos fios.<ol>
<li>Conecte os pinos para uma unidade de bancada grande estimulador através de jacaré.</li>
			<li>Entrega um único pulso de 9 V (0,1 ms, 10 Hz) para confirmar que os contratos de músculo TA e esquerda pés dorsiflexes.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Passe as extremidades do fio conectado pino através da gaze estéril que é ~ 4 x 4 cm.</li>
		<li>Conecte os pinos para a unidade de estimulador do CCA.<ol>
<li>Passe os fios através do furo da base da caixa do estimulador. Nota: Esta caixa é uma câmara de caseiros para a unidade de estimulador do CCA e 3,5 cm × 3,5 cm × 2,5 cm13.</li>
			<li>Inserir os pinos os soquetes de conexão da unidade de CCA. Gentilmente colocou a unidade CCA para a câmara. Use uma aderência pegajosa para proteger a unidade CCA, na parte inferior da câmara.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Usando uma fita atlética ou o esparadrapo poroso, consertar a câmara com a fita ao redor do tronco raspada. Fechar a parte superior da câmara com três camadas de gravação e terminar por uma fita de embrulho em torno dos lados da caixa estimulador para prender a caixa (Figura 2B).</li>
	</ol></li>
	<li>Verifique se o CCA está trabalhando por sujeitar o aparelho a um único pulso de luz infravermelha (espectro de comprimento de onda > 770 nm) que é emitida por uma luz de estroboscópio portátil infravermelha. Nota: Se o CCA está funcionando corretamente, os investigadores será capazes de ver que os músculos do membro posterior (ou seja, TA) são contratantes em resposta à luz infravermelha.</li>
	<li>Observar o rato e monitorar sua temperatura até que recuperou totalmente a consciência. Abrigá-lo em uma gaiola de single-ocupante para evitar qualquer dano dos outros animais e não deixe qualquer túneis ou objetos de plástico na gaiola para o restante do estudo para mitigar o risco de danos à unidade de estimulador ou ferimentos ao animal. Fornecer com uma garrafa de água amoxicilina-incluído (0,5 mg/mL).</li>
	<li>Aplica a dose de 1 mg/kg de Meloxicam por via subcutânea cada 24 h após a cirurgia, que continua pelo menos por 72 h.</li>
</ol>3. crônica atividade contrátil
<ol><li>Após a cirurgia, permitir que pelo menos 5-7 dias para uma recuperação completa de incisão e sutura áreas em/em torno dos músculos esqueléticos. Nota: Durante e após o procedimento CCA, verifique cuidadosamente condição de cada animal, observando seus comportamentos (por exemplo, comer, beber e/ou em movimento). Além disso, determine qualquer estresse severo ou efeitos adversos, verificando uma mudança de peso corporal antes e após o procedimento CCA.</li>
	<li>No dia da estimulação de CCA, ativar CCA por sujeitar o aparelho estimulador para um único pulso de luz infravermelha (comprimentos de onda > 770 nm) por uma luz de estroboscópio portátil infravermelha.</li>
	<li>Aplica 3 ou 6 h de estimulação de CCA 10 Hz. Nota: O prazo para a estimulação cabe ao pesquisador. A frequência de estimulação nunca foi alterada nesses experimentos e melhorias muito modestas na adaptação mitocondrial têm sido observadas, estendendo a estimulação de 3 a 6 h/dia, em nossa experiência. Se possível, verificar a estimulação e o animal cada 30-60 min.</li>
	<li>Seguindo o período desejado de CCA, desligue a unidade CCA através de exposição à luz infravermelha (mesmo procedimento de ligar o aparelho).</li>
	<li>Aplicação de vários dias, repita a etapa 3.2. a 3.4.</li>
	<li>Determine o momento da coleta de tecido. Por exemplo, colete tecidos 24 h após o início da luta final do CCA (ou seja, 18 h após a última estimulação CCA de 6 h), que é realizado sob anestesia, como feito durante o procedimento cirúrgico do CCA. Imediatamente após a coleta todos os tecidos, eutanásia em animais por excisão do coração, enquanto o animal ainda está sob anestesia.</li>
</ol>

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</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

O modelo de atividade contrátil crônica (CCA) do exercício, com baixa frequência músculo estimulação na vivo, é um excelente modelo para o estudo adaptações fenotípica do músculo para exercer13,24,25 , 26. como mostrado em anteriores estudos20,27, CCA é uma ferramenta eficaz pelo qual os pesquisadores podem controlar volumes de...

Músculo esquelético pode adaptar-se para exercer a formação através de mudanças na sua Bioenergética e estrutura física1. Dentre as principais alterações provocadas pelo treinamento de resistência é a biogênese mitocondrial, o que pode ser avaliada por um aumento na expressão de componentes mitocondriais (por exemplo, subunidades de c oxidase [COX] citocromo), bem como a expressão de o coactivator transcriptional, PGC-1 α2. Um número crescente de estudos têm indicado que inúmeros outros fatores, incluindo volume mitocondrial e mitophagy, também são importantes para as adaptações musculares. No entanto, os mecanismos pelo qual o exercício agudo ou crônico regulam estes processos no músculo esquelético não são ainda claras.
Para delinear as vias que regulam as adaptações musculares induzidas pelo exercício, vários modelos de exercício têm sido comumente utilizados em estudos de roedores, incluindo esteira, rodando a roda e exercício de natação. No entanto, estes protocolos têm algumas limitações, em que ~ 4-12 semanas são necessárias para observar essas alterações fenotípicas3,4,5. Como uma alternativa do método experimental, baixa frequência induzida por estimulação crônica atividade contrátil (CCA) tem sido efetivamente utilizada, pode levar a adaptações do músculo em um período substancialmente mais curto (ou seja, até 7 dias) e seus efeitos parecem ser comparável, ou até mesmo maior do que outros protocolos de exercício. Além disso, a presença de hormonais6, temperatura7e efeitos neurológicos8 pode dificultar a entender as respostas específicas do músculo ao exercício crônico. Por exemplo, o hormônio tireoidiano9,10 e fator de crescimento semelhante à insulina (IGF) -111 foram identificadas para mediar adaptações musculares induzidas pelo treinamento, que também podem regular outras vias de sinalização em esquelética muscular. Notavelmente, induzida pela CCA efeitos minimamente são regulados por fatores sistêmicos, permitindo que o foco para ser colocado sobre a resposta direta a atividade contrátil do músculo esquelético.
Unidade externa para CCA foi introduzido pela primeira vez por Tyler e Wright12e foi desenvolvida com modificações12. Em suma, a unidade é composta por três partes principais: um detector de infravermelho que pode ser ligado e desligada pela exposição à luz infravermelha, um gerador de pulso e um indicador de pulso (Figura 1). O projeto de circuito detalhado da unidade estimulador tem sido descrito anteriormente13. As características detalhadas e específicas de CCA podem ser encontradas em maiores profundidade em um número de revisão artigos14,15,16,17. Em breve, o protocolo de estimulação é projetado para ativar o nervo fibular comum em baixa frequência (ou seja, 10 Hz), e os músculos inervados (tibial anterior [TA] e músculo extensor dos dedos longus [EDI]) são obrigados a contratar para um comprimento pré-determinado de tempo (por exemplo, 3-6 h). Ao longo do tempo, esta desloca os músculos acima mencionados para um fenótipo mais aeróbico, demonstrado pelo aumento na densidade capilar18 e conteúdo mitocondrial19,20,21. Assim, esse método é um modelo comprovado para imitar alguns das adaptações de treinamento de grande resistência no músculo esquelético de ratos.
Este trabalho apresenta um procedimento detalhado da cirurgia de implante de eletrodo para induzir o CCA para que os pesquisadores podem aplicar este modelo em seus estudos de exercício. CCA é um excelente modelo para estudar o curso de tempo das adaptações musculares, proporcionando assim uma ferramenta eficaz para a investigação de vários eventos moleculares e sinalização em ambos os pontos de tempo de início e, mais tarde, após o início do exercício.

<table><tbody><tr><td>Sprague Dawley Rat</td><td>Charles River</td><td>Strain 400</td><td></td></tr><tr><td>Unidade de atividade contrátil crônica</td> Caixa protetora da unidade CCA <td>feita em</td><td></td><td></td>casa</tr><tr><td>(3,5 x 3,5 x 2,5 cm)</td> <td>A</td><td></td><td>caixa deve ser feita de material opaco ou coberta com uma fita opague</td></tr><tr><td>Baterias de íon de lítio em moeda (3V)</td> <td>Panasonic</td><td>CR2016</td><td></td></tr><tr><td>Medwire</td><td>Leico Industries</td><td>316SS7/44T</td><td></td></tr><tr><td>Pino de solda (soquete)</td><td>Digi-Key</td><td>ED6218-ND</td><td></td></tr><tr><td>Zonas fita porosa</td><td>Johnson & Johnson</td><td>5104</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de seda (Tamanho 5)</td><td>Ethicon</td><td>640G</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de seda (Tamanho 6)</td><td>Ethicon</td><td>706G</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura curva sem corte (11,5 cm de comprimento)</td><td>F.S.T.</td><td>14075-11</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura curva sem corte (15 cm de comprimento)</td><td>F.S.T.</td><td>14111-15</td><td></td></tr><tr><td>Pinça hemostática delicada (16 cm de comprimento)</td><td>Lawton</td><td>06-0230</td><td></td></tr><tr><td>Pena de bisturi</td><td></td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>pinças curvas</td><td>FST</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Haste de aço inoxidável (30 cm; 7 mm de diâmetro)</td><td>Feita em casa</td><td>n/a</td><td>A haste deve ter uma fenda de 5 mm em uma extremidade para segurar o fio para tunelamento sob a pele</td></tr><tr><td>Pinça de aplicação de clipe</td><td>KLS Martin</td><td>20-916-12</td><td></td></tr><tr><td>Grampos (clipes)</td><td>Bbraun</td><td>BN507R</td><td></td></tr><tr><td>Ganchos/retrator de metal Iodopovidona</td><td>n</td><td>/a</td><td></td>caseiro</tr><tr><td>(500 mL)</td><td>Rougier</td><td>#NPN00172944</td><td></td></tr><tr><td>Ampicilina sódica</td><td>Novopharm</td><td>#DIN00872644</td><td></td></tr><tr><td>Metacam</td><td>Boehringer</td><td>#DIN02240463</td><td></td></tr><tr><td>Multímetro digital (voltímetro)</td> <td>Soar Corporation</td><td>ME-501</td><td></td></tr><tr><td>LED estroboscópio digital</td><td>Lutron Electronic Enterprise</td><td>DT-2269</td><td></td></tr></tbody></table>

aplicação da estimulação crônica para estudar ratos induzida pela atividade contrátil adaptações fenotípica de músculo esquelético

Application of Chronic Stimulation to Study Contractile Activity-induced Rat Skeletal Muscle Phenotypic Adaptations

Músculo esquelético é um tecido altamente adaptável, conforme suas propriedades bioquímicas e fisiológicas são grandemente alteradas em resposta ao exercício crônico. Para investigar os mecanismos subjacentes que trazer várias adaptações musculares, um número de protocolos de exercícios como esteira, corrida de rodas e natação exercício têm sido utilizado nos estudos animais. No entanto, estes exercem modelos requerem um longo período de tempo para alcançar as adaptações musculares, que podem também ser reguladas por fatores humorais ou neurológicas, limitando assim suas aplicações em estudar as adaptações induzida pela contração do músculo específico. Estimulação indireta de baixa frequência (10 Hz) para induzir a atividade contrátil crônica (CCA) tem sido utilizada como um modelo alternativo para o exercício de treinamento, como com êxito pode levar a adaptações mitocondrial muscular dentro de 7 dias, independentes de fatores sistêmicos. Este documento detalha as técnicas cirúrgicas necessárias para aplicar o tratamento de CCA para o músculo esquelético de ratos, para estudos de aplicação generalizada no futuro.

Mostramos que a atividade contrátil crônica (CCA) é uma ferramenta eficaz para induzir adaptações mitocondriais favoráveis dentro do músculo esquelético. Ratos submetidos a 7 dias de CCA (6 h por dia) exibem reforçada biogênese mitocondrial no músculo estimulado em comparação com o membro posterior unstimulated contralateral (controle). Este aumento na biogênese mitocondrial é indicado pela expressão da proteína aumento de PGC-1 α (Figura 3A), considerado o p...

Este protocolo descreve o uso do modelo de atividade contrátil crônica de exercício para observar adaptações do músculo esquelético induzida por estimulação no membro posterior de ratos.

Aplicação da estimulação crônica para estudar ratos induzida pela atividade contrátil adaptações fenotípica de músculo esquelético

Skeletal muscle is a highly adaptable tissue, as its biochemical and physiological properties are greatly altered in response to chronic exercise. To ...

O modelo de atividade contrátil crônica do exercício é útil para estudar as adaptações do músculo esquelético aos estímulos do treinamento físico in vivo. Em particular, este modelo provoca as adaptações fenotípicas de um protocolo de treinamento de seis semanas em sete dias. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da fisiologia muscular, como biogênese mitocondrial, autofagia e muitas outras adaptações celulares associadas ao exercício.A principal vantagem desta técnica é que ela permite a observação de adaptações musculares específicas em um curto período de tempo de sete dias, em comparação com outros protocolos de treinamento físico que requerem vários meses. As implicações dessa técnica se estendem à terapia da atrofia muscular porque a estimulação muscular crônica demonstrou ter um efeito na melhora da fraqueza muscular relacionada ao envelhecimento. Geralmente, os indivíduos novos neste método terão dificuldades devido à dificuldade de marcar o nervo fibular comum e conectar bobinas elétricas em ambas as extremidades, pois exigem prática e precisão.Comece anestesiando o rato sob inalação de isoflurano de um a 3% com oxigênio e confirme a sedação completa verificando a resposta a um beliscão do dedo do pé do membro posterior e observando a profundidade e a frequência respiratória. Aplique lubrificante ocular nos olhos para evitar o ressecamento e coloque o rato em uma almofada de aquecimento em uma configuração baixa a média. Raspe suavemente o membro posterior esquerdo, bem como uma tira ao redor do tronco, da parte de trás do pescoço, atrás dos membros anteriores e ao longo do tórax anterior.Limpe suavemente as áreas depiladas com iodo e álcool etílico para desinfetar. Com o animal deitado de bruços, use um bisturi estéril com lâmina número 10 para fazer uma pequena incisão de cerca de 0,5 centímetros na nuca, no centro da região raspada. Em seguida, role o animal para o lado direito e faça um corte de dois a três centímetros na pele do membro posterior esquerdo entre a covinha da articulação do joelho e perto da origem da cauda.Usando uma tesoura cirúrgica curva de ponta romba, disseque a área subcutânea em cerca de 3,5 a quatro centímetros, separando a pele do músculo subjacente para fazer uma bolsa entre a pele aberta e o músculo subjacente. Em seguida, use uma tesoura cirúrgica para fazer uma pequena incisão de menos de 0,5 centímetros no músculo bíceps femoral, garantindo que as pontas da tesoura estejam cortando diretamente o músculo. Em seguida, abra suavemente a área de corte até que os grupos musculares internos e o nervo fibular comum estejam visíveis.Tenha muito cuidado para evitar cortar ou danificar o nervo. Em seguida, prepare 50 a 60 centímetros de fio de aço inoxidável fino revestido de PTFE e dobre-o ao meio. Prenda a parte dobrada do fio na fenda de uma haste de aço inoxidável de 30 centímetros.Use a haste para passar o fio através da bolsa aberta do membro posterior, subindo pela perna e ao longo do centro das costas em um padrão em forma de L para alcançar a pequena área de incisão na parte de trás do pescoço. Fixe a janela puxando-a com afastadores de metal até que o tamanho da janela seja de aproximadamente 1,5 centímetros quadrados com o nervo fibular no centro da janela. Usando um bisturi, descasque cuidadosamente as pontas do fio em 1,5 centímetros.Enrole as pontas do fio descascado em torno de uma agulha de calibre 21 cega cinco vezes para fazer uma bobina. Assim que as bobinas estiverem devidamente feitas, solte a agulha delas. Faça um nó na extremidade da bobina e suture-o no lado esquerdo do nervo, garantindo que a bobina esteja a 1,5 a 2,5 milímetros do nervo.Para prender a bobina, aplique duas ou três suturas adicionais ao longo da bobina. Esta etapa requer prática e paciência consideráveis para evitar danos ao nervo e ao músculo subjacente e para alcançar todas as condições de estimulação consistentes em todos os animais. É melhor ter um pesquisador qualificado para concluir todos os procedimentos cirúrgicos durante um estudo.Aplique duas ou três gotas de solução antibiótica e, em seguida, suture cuidadosamente a janela usando seda tamanho 5-0. Enrole frouxamente a folga restante do fio e empurre para dentro da bolsa subcutânea acima da incisão suturada do músculo bíceps femoral acima do quadril. Aplique duas a três gotas de solução antibiótica e feche a pele aberta grampeando.Em seguida, mova o animal para a posição esternal e corte o laço de arame que sai da incisão na parte superior do pescoço para criar duas extremidades de arame. Usando um bisturi, descasque as pontas dos fios em 0,5 centímetros. Corte todos os fios desgastados.Empurre lentamente as partes descascadas dos fios no orifício dos soquetes dos pinos e, usando um ferro de solda, solde os fios nos soquetes dos pinos. Passe as extremidades do fio conectado ao pino por uma gaze estéril de 4.4 centímetros. Em seguida, passe os fios pelo orifício na base da caixa do estimulador.Insira os pinos nos soquetes de conexão da unidade CCA. Coloque suavemente a unidade CCA na câmara usando uma tachinha adesiva para prender a unidade CCA na parte inferior da câmara. Use fita atlética ou fita cirúrgica porosa para fixar a câmara ao redor do torso raspado.Feche a parte superior da câmara com três camadas de fita adesiva. E termine enrolando fita adesiva nas laterais da caixa do estimulador para prender a caixa. Verifique se o CCA está funcionando expondo a unidade a um único pulso de luz infravermelha emitida por uma luz estroboscópica infravermelha portátil.Se o CCA estiver funcionando corretamente, os músculos dos membros posteriores se contrairão em resposta à luz infravermelha. Pesar os animais pouco antes de iniciar o procedimento de CCA para registar uma medição de base para ajudar a identificar qualquer stress grave ou efeitos adversos por alteração do peso corporal após o procedimento de CCA. No dia da estimulação CCA, ligue o CCA expondo a unidade estimuladora a um único pulso de luz infravermelha por uma luz estroboscópica infravermelha portátil e aplique três ou seis horas de estimulação CCA de 10 hertz.Verifique a estimulação e o animal a cada 30 a 60 minutos. Após o período CCA desejado, desligue a unidade CCA por meio da exposição à luz infravermelha. Ratos submetidos a sete dias de CCA por seis horas por dia exibem biogênese mitocondrial aprimorada no músculo estimulado em comparação com o membro posterior contralateral não estimulado.Esse aumento na biogênese mitocondrial é indicado pelo aumento da expressão proteica de PGC-1 alfa. O exame das fibras musculares permeabilizadas para medir a capacidade respiratória mitocondrial revela que a ACC resultou em um aumento na capacidade respiratória máxima do músculo em relação ao músculo controle. As populações mitocondriais subsarcolemais e intermiofibrilares aumentaram após sete dias de CCA em comparação com o músculo controle não estimulado.Adaptações aos sistemas de autofagia e lisossomo também podem ser provocadas pela CCA. Um aumento na abundância de proteínas do fator de transcrição EB, o principal regulador da biogênese lisossômica, é observado após o CCA em todos os momentos. Após este procedimento, outros métodos, como injeções subcutâneas gerais ou intraperitoneais, podem ser realizados para responder a perguntas adicionais, como estimativa do fluxo de autofagia com tratamento com colchicina.Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como aplicar o modelo atual de atividade contrátil crônica para examinar as alterações fenotípicas musculares após o treinamento de resistência.

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia do Desenvolvimento

Um In vivo Modelo de Contração de roedores induzida por lesões e não-invasivos acompanhamento da recuperação

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Um modelo murino de estimulação eléctrica neuromuscular (EENM), uma modalidade segura e barata clínica, para os músculos do compartimento anterior é descrito. Este modelo tem a vantagem de a modificação de um dispositivo facilmente disponível clínica para a finalidade de obter contracções musculares segmentados e específicos em ratos.

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Medição em tempo real e repetida do crescimento muscular esquelético em peixes-zebra vivos individuais submetidos a atividade elétrica alterada

Aqui, apresentamos um novo protocolo para medir de forma não invasiva a relação torque-velocidade angular-potência in vivo em flexores plantares de ratos usando estimulação muscular transcutânea. Essa configuração permite testes simples de contrações musculares isotônicas em um sistema de transdutor de força/controlador de comprimento para representar melhor a natureza de carga constante dos movimentos diários.

Construção de perfis de Torque-Velocidade-Potência de Carga Constante (Isotônica) e Velocidade Constante (Isocinética) In vivo para os Flexores Plantares de Ratos

Aprenda a aplicar o modelo de atividade contrátil crônica para estudar adaptações fenotípicas do músculo esquelético em ratos. Este método permite observar mudanças mitocondriais e autofágicas em apenas sete dias.

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Aplicação da estimulação crônica para estudar ratos induzida pela atividade contrátil adaptações fenotípica de músculo esquelético

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