Amostragem de soluto dissolvido em uma interface água-solo óxico-anóxica usando perfiladores de microdiálise

Como cientista do solo, sempre precisamos levar água em pó para análise. No entanto, não é muito fácil, especialmente quando os produtos químicos na água em pó são muito sensíveis ao oxigênio. Esta é uma tecnologia nova.

Nós o chamamos de amostrador de API. Usando o amostrador, podemos levar o pó de solo a cada dois mililitros com perturbação de carga real para o solo. Meus alunos Zhang Sha, Yujia, Liu Ziyan e Liu Hao vão demonstrar como construir o amostrador e usá-lo para tomar água em pó do solo.

Comece cortando com precisão os tubos de membrana nano intocada em 33 tubos curtos, com 58 milímetros de comprimento. Em seguida, corte o tubo de politetrafluoretileno ou PTFE em 66 tubos, com 180 milímetros de comprimento, com uma faca de cerâmica. Em seguida, misture totalmente as duas partes do adesivo epóxi AB em qualquer placa de plástico limpa e deixe descansar por 30 minutos até ficar pegajoso antes de aplicá-lo na superfície externa da parte superior do tubo de PTFE.

Certifique-se de que o adesivo epóxi AB cubra apenas os quatro milímetros do tubo e que não haja nenhum adesivo adicional bloqueando os tubos. Conecte os dois tubos de PTFE com cada tubo de membrana nano parafusando suavemente os tubos de PTFE no tubo de membrana nano para montar totalmente todos os 33 amostradores de microdiálise imaculados. Deixe os amostradores montados repousarem durante a noite para garantir a cura completa e a estabilização do adesivo.

Para aumentar a hidrofilicidade e limpar os amostradores de microdiálise, mergulhe-os em etanol por uma hora, seguido de limpeza ultrassônica com ácido nítrico diluído a 2% e água ultrapura por 15 minutos cada. Verifique a permeabilidade e a estanqueidade do amostrador de microdiálise borbulhando em água usando uma seringa de cinco mililitros. Para montar o perfilador de microdiálise, use o arquivo CAD para imprimir o esqueleto pré-projetado usando material de nylon.

Em seguida, esvazie um recipiente de PVC lavado com ácido com dois slots paralelos de intervalos de cinco centímetros para corresponder ao tamanho do esqueleto. Use o módulo de gravação na impressora 3D para ranhura. Construa um conector um-para-muitos estabilizando o adesivo epóxi na forma de uma tampa de tubo de centrífuga de 50 milímetros.

Em seguida, insira 33 tampas de silicone de um centímetro de comprimento no adesivo epóxi antes de curar e deixe-o repousar durante a noite. Em seguida, remova o conector um-para-muitos da tampa do tubo e corte o adesivo epóxi curate usando uma faca de cerâmica para que todas as extremidades da tampa de silicone estejam desobstruídas. Enxágue bem o conector um-para-muitos com ácido nítrico diluído a 2% e água ultrapura por 15 minutos cada e seque em condições ambientais.

Depois de seco, conecte uma válvula de três vias ao fundo do tubo para servir como um recipiente de amortecimento. Monte o recipiente de tamponamento instalando um conector um-para-muitos em um tubo de seringa de 50 mililitros usando adesivo epóxi AB Monte os amostradores individuais de microdiálise no esqueleto usando um adesivo hot meld, garantindo que cada amostrador seja paralelo à borda superior ou inferior do esqueleto. Instale todos os 33 amostradores de microdiálise no esqueleto, garantindo que os 33 amostradores de ambos os lados passem pelos slots de PVC.

Sele as lacunas nas juntas do esqueleto e nas ranhuras com um adesivo epóxi AB. Em seguida, conecte todos os amostradores a um lado do esqueleto a um recipiente tampão por meio de uma válvula de conector um-para-muitos pré-instalada em um tubo centrífugo de 50 mililitros. Em seguida, conecte um saco de infusão médica pré-preenchido com água de 18,3 mili ohm ao recipiente tampão através da válvula de três vias.

Feche todos os amostradores do lado da amostragem usando tampas de silicone. Verifique a patência e a estanqueidade de cada amostrador de microdiálise girando a válvula de três vias, permitindo que a água flua do saco de infusão médica para o amostrador. Em seguida, feche e desligue todos os amostradores e a válvula no recipiente de tamponamento.

Antes de incubar o solo inundado, remova o oxigênio desgaseificado na água da bolsa de infusão médica. Gás nitrogênio borbulhado durante a noite no caminho da linha de gás nitrogênio de alta pureza para o saco de infusão médica. Usando uma válvula de três vias, feche a conexão entre o perfilador e o saco desgaseificado.

Em seguida, adicione 450 gramas de solo seco ao ar peneirado em um recipiente de PVC, garantindo que cinco amostradores de microdiálise permaneçam acima da superfície do solo. Cubra a superfície do solo com tecido antes de inundar o solo com água ultrapura. Uma vez que o solo é inundado cinco centímetros acima da superfície do solo, remova o tecido.

Uma vez iniciada a incubação do solo, limpe imediatamente o sistema com a solução pré-carregada. Em seguida, lave o sistema de amostragem ligando a conexão entre a bolsa anaeróbia e o amostrador de diálise. Use dez vezes o volume total do amostrador ao purgar cada amostrador com água.

Uma vez concluída a purga de um amostrador, tampa-o usando uma tampa de silicone limpa antes de purgar cada amostrador para estabelecer um sistema de incubação e amostragem de solo inundado. Em seguida, ajuste a bolsa anaeróbia à altura da superfície da água, garantindo que todos os tubos estejam cheios de água. Caso contrário, retire a tampa e abaixe a parte superior do tubo, permitindo que a água flua da bolsa anaeróbica.

Fechar as tampas e válvulas e incubar por sete dias com a conexão entre a bolsa anaeróbia e o amostrador de diálise desligada. Antes da amostragem, ajuste os níveis de água no recipiente do solo, nos topos de amostragem e na bolsa anaeróbia para uma altura semelhante para evitar potenciais hídricos marcadamente diferentes. Em seguida, ligue a conexão entre a bolsa anaeróbia e o recipiente tampão.

Remova a tampa do primeiro amostrador de cima para baixo. Usando uma pipeta, transfira 133 microlitros de amostra do amostrador para um frasco de 0,6 mililitro, pré-carregado com 133 microlitros de ácido nítrico a 2% para preservação. Durante a amostragem, observar um fluxo lento, mas uniforme, de gotículas de água em direção ao amostrador de microdiálise na câmara de observação da bolsa anaeróbia.

Feche a parte superior do tubo com uma tampa de silicone antes de passar para o próximo tubo de amostragem. Repita este facto para todas as 33 amostras antes de desligar a ligação entre o saco anaeróbio e o recipiente tampão. Repor a água inundada no sexto dia após a amostragem.

Calcular a recuperação do volume da amostra pesando o frasco para injetáveis da amostra antes e depois de transferir a amostra de água pobre. Em seguida, meça as concentrações totais dissolvidas de elementos na água pobre usando espectrometria de massa com plasma indutivamente acoplado ou ICPMS. A porcentagem de recuperação do volume amostral foi, em média, de 101,4% e variou de 100,2% a 103,6%Uma recuperação ligeiramente maior do volume amostral indicou uma diferença de nível de água entre a bolsa anaeróbia e o topo do tubo de amostragem.

Utilizando as amostras na interface água do solo coletadas no sexto e sétimo dia, foram determinadas as concentrações totais dissolvidas de ferro, manganês, arsênio, cádmio, cobre, chumbo, níquel e zinco na água pobre. No sexto dia, as concentrações dissolvidas de manganês, ferro e arsênio aumentaram com a profundidade do solo, enquanto as de cobre e chumbo diminuíram com o aumento da profundidade. No entanto, para cádmio, níquel e zinco, os perfis de profundidade de concentração indicaram um padrão diferente, pois as concentrações dissolvidas aumentaram de menos 20 milímetros para locais mais profundos.

Os perfis de profundidade de concentração de ferro e arsênio a uma profundidade de menos 12 milímetros no sexto dia foram significativamente maiores do que os níveis no sétimo dia. No entanto, as concentrações de ferro e arsênio foram significativamente maiores nas profundidades de menos 18 a menos 50 milímetros. Para a maioria dos elementos determinados, exceto manganês, as concentrações dissolvidas na água superficial e no solo superficial uniforme a menos 15 milímetros de profundidade foram significativamente menores após a reposição aeróbia de água.

Um pico de concentração de chumbo no sétimo dia a aproximadamente 10 milímetros de profundidade mostrou um padrão contrastante com o sexto dia. Esta técnica é especialmente útil pesquisadores que estudaram processos de micro interface biogeoquímica. Pode reduzir os fatores de confusão médica.

Este procedimento é aplicado ao solo achatado, o que significa que a fuga ou intrusão de oxigénio irá alterar significativamente os processos químicos inesperados, garantir que todas as ligações são herméticas e que a desgaseificação da água é suficiente. Após este procedimento, outros métodos, tais como cromatografia líquida do carpo e cromatografia de massa e análise microbiana de resolução especial podem ser realizados para unir os processos químicos e biológicos. Essa técnica abriu caminho para que os pesquisadores explorassem novas questões de como as perturbações do vírus afetam os comportamentos do elemento sensor sob um ambiente em mudança.