Применение соединения I

Введение компаунда часто является неотъемлемым компонентом исследования на животных, и необходимо оценить множество факторов, чтобы убедиться, что соединение доставляется правильно и гуманным образом. Два основных пути введения - энтеральный - через пищеварительный тракт и парентеральный - вне пищеварительного тракта. Основное различие заключается в том, что если соединение вводится энтеральным путем, оно подвергается печеночному метаболизму ДО попадания в кровоток. В то время как при любом парентеральном способе, например, внутривенном или внутримышечном, вещество пропускает этот первый проход через печень, что обычно приводит к более высокой биодоступности.

В этом первом видео из серии о комплексном введении мы начнем с обсуждения факторов, влияющих на выбор способа введения в целом. А затем мы рассмотрим наиболее распространенные методы парентеральных инъекций, включая подкожные инъекции, сокращенно SC или SubQ, внутрибрюшинные или IP, внутримышечные или внутримышечные, а также внутривенные AKA IV.

Давайте начнем с рассмотрения нескольких вещей, которые следует иметь в виду, прежде чем проводить процедуру введения любого типа соединения. Первым шагом является приготовление раствора или суспензии для инъекций, и первым фундаментальным соображением при приготовлении вещества является стерильность. Чтобы предотвратить попадание патогенных микроорганизмов в организм животного, важно, чтобы материал для инъекций, а также используемые иглы и шприцы были стерильными.

Второе соображение – физиологическая совместимость. Дозирующий раствор, вводимый энтерально или парентерально, должен быть физиологически буферизован до уровня рН, подходящего для правильного абсорбции соединения и предотвращения повреждения тканей. Третьим фактором является вязкость инъекционного изделия, которая играет решающую роль при выборе иглы. Обычно иглы 20-30 калибра используются в процедурах парентерального введения мышам и крысам. Ступицы этих игл обычно имеют цветовую маркировку для простоты идентификации.

Раствор должен обладать достаточной текучестью, чтобы пройти хотя бы через одну из этих игл. Если решение может проходить через более чем одну колею, то, как правило, выбирается наименьшая возможная колея. Следующим фактором является объем введения, который влияет на выбор шприца. Как и в случае с иглами, следует выбирать как можно меньший шприц, необходимый для точного дозирования с правильной градацией. Игольчатый манометр и объем введения также зависят от маршрута, а также от вида, размера и возраста вводимого животного. В таблице 1 ниже приведены значения, относящиеся к маршрутам, обсуждаемым в этом видео. Последним важным фактором является скорость абсорбции, которая значительно варьируется с каждым способом введения и может играть роль при выборе наиболее подходящего метода.

Теперь давайте поговорим об особенностях рутинно используемых инъекционных методов.

Инъекция SC или SubQ помещает материал между слоями кожи и мышцей в виртуальном пространстве, созданном путем подтяжки кожи. Это позволяет безопасно вводить большие объемы, но скорость абсорбции ниже, чем при других путях, что обеспечивает более устойчивый эффект. Во время введения ВП соединение вводится непосредственно в брюшную полость. Это еще один распространенный метод, используемый для доставки больших объемов раствора. Несмотря на то, что инъекция ВП считается парентеральным введением, механизм абсорбции на самом деле больше похож на пероральное введение.

При внутримышечном введении соединение доставляется непосредственно в ягодичную или икроножную мышцу. Вещество, вводимое в/м, быстро всасывается из-за большого количества сосудов в мышечной ткани, что может сделать его предпочтительным путем в некоторых случаях. Неправильное или повторное введение в мышцу может привести к повреждению нерва, что приведет к параличу или некрозу мышц. Наконец, внутривенная инъекция в хвостовую вену животного является наиболее эффективным путем введения, так как вещество непосредственно вводится в кровеносную систему. Обратите внимание, что соединение следует вводить в одну из боковых хвостовых вен, расположенных по бокам хвоста. Есть сосуд, который проходит по вентральной средней линии хвоста, что не подходит для инъекционных целей.

Теперь, когда мы обсудили предысторию, давайте узнаем о процедурах, начиная с инъекций СК. Что касается мышей, возьмите животное за хвост и дайте ему отдохнуть на другой надежной поверхности, например, на крышке из проволочной решетки. Затем вручную удерживают животное, приподнимая кожу вокруг шеи, формируя палатку. Затем положите животное на стол так, чтобы задние ноги упирались в поверхность, и положите пятку руки на стол, чтобы избежать чрезмерного веса на животное, который может нарушить дыхание.

Чтобы сделать инъекцию, возьмите в руки шприц с раствором, который нужно ввести, и направьте иглу параллельно позвоночнику и в сторону от головы, чтобы избежать возможности проколов черепа. Затем введите иглу скосом вверх, что обеспечивает мягкое скольжение по коже. Оттяните поршень, чтобы проверить правильность установки иглы. Если при оттягивании поршня назад возникает противодавление, значит, игла находится в правильном положении. Если в поршень втягивается воздух, то иглу нужно будет переместить.

Убедившись, что игла расположена правильно, вводите медленно устойчивым движением. Сделайте паузу после инъекции и слегка поверните иглу под кожей, чтобы предотвратить потерю инъекционного изделия. Затем зажмите кожу в месте инъекции и извлеките иглу. Этот же метод можно использовать при отъеме крыс.

Для взрослых крыс сначала необходимо удерживать животное с помощью устройства, порядок действий которого обсуждается в видео «Основы обращения и удержания» этой коллекции. Затем можно выполнить инъекцию СК таким же образом, как это делается у мышей.

Далее мы узнаем, как выполнить IP-инъекцию. У мышей используйте технику двуручного удержания для ручного удержания животного, описанную в видео «Основы обращения и удержания». Убедитесь, что ваша недоминирующая рука расположена достаточно высоко на шее, чтобы животное не могло повернуться. Стабилизируйте задние конечности, поместив хвост между третьим и четвертым пальцами или плотно прижав кожу между оставшимися пальцами и основанием большого пальца.

Далее расположите животное так, чтобы обнажить его брюшную полость. Наклонить животное головой вниз на 30? Угол, чтобы кишечник мог упасть вперед. Ориентир для инъекции можно обозначить так: провести воображаемую линию, которая проходит горизонтально через тело, в верхней части бедра, от бока к боку. Затем проведите медиальную границу, или срединную линию, по линии, где встречаются волосы, растущие в противоположных направлениях. Наконец, представьте себе боковую границу, которая представляет собой линию от верхней части бедер к крайней плоти у мужчин и вдоль сосков у женщин. Это обеспечивает треугольную область для безопасного внедрения IP.

Следующий метод, о котором мы расскажем, — это внедрение IM. Для удержания в этой технике как для мышей, так и для крыс требуется либо два человека, либо использование удерживающей трубки. Здесь мы опишем метод одного человека с использованием удерживающего устройства.

Сначала поместите животное в трубку и, выставив задние ноги, потяните за хвост, чтобы расположить животное. Затем возьмитесь за кожу пашины в области черепной кости бедренной кости, чтобы вытянуть ногу и предотвратить сгибание коленного колена. Затем расположите удерживающее устройство так, чтобы обеспечить визуализацию места инъекции.

Чтобы определить ягодичный ориентир, расположите ягодичную мышечную массу позади бедренной кости. Кость может быть пальпирована, и большая мышца легко прощупывается. Обратите внимание на среднюю линию, которая проходит от точки скакательного сустава до хвоста. Часто можно увидеть гребень, где сходятся волосы с боковой и внутренней поверхностей, растущие в противоположных направлениях. Как правило, инъекции делаются в направлении боковой проекции от средней линии. Икроножная мышца является икроножной мышцей, и инъекцию в эту мышцу также лучше всего выполнять с задней стороны.

Для ягодичной мышцы, в расположенный ориентир, введите иглу на максимальную глубину около 5 мм. Избегайте изменения положения шприца во время инъекции, чтобы предотвратить повреждение мышц. Затем сделайте аспирацию, чтобы убедиться, что место находится внутри мышцы, а не кровеносного сосуда. И, наконец, вводите материал медленно и уверенно, так как быстрая инъекция приведет к травме тканей. Извлеките иглу перпендикулярно по тому же маршруту, что и при введении. Для икроножной мышцы вставьте иглу на максимальную глубину 3 мм и выполните инъекцию так же, как и для ягодичной мышцы.

Наконец, давайте узнаем, как выполнять внутривенную инъекцию в хвостовые вены грызунов. Один и тот же метод применим как для мышей, так и для крыс.

Поместите животное в цилиндрическую удерживающую трубку и согрейте все тело животного с помощью электрической грелки, установленной на MEDIUM в течение примерно 2-5 минут. Продолжайте согревать животное до тех пор, пока кровеносные сосуды не станут расширенными, то есть заметно больше. Помните, боковые хвостовые венки расположены по бокам хвоста. Артерия, которая находится в вентральной средней линии, не подходит для инъекционных целей. Поверните удерживающее устройство и расположите хвост таким образом, чтобы боковые прожилки хвоста были обращены вверх и удерживались под напряжением. Не применяйте чрезмерное напряжение, иначе сосуд может растянуться и кровоток уменьшится.

Поместите скос иглы непосредственно над кровеносным сосудом как можно дальше и слегка надавите, чтобы вставить иглу в хвост параллельно позвоночнику. Введите материал медленными плавными движениями и обратите внимание, что сосуд бледнеет, когда кровь выталкивается материалом для инъекции. Если игла неправильно расположена в сосуде, при инъекции будет сильное сопротивление, а если вводить с силой, материал заполнит подкожное пространство и хвост раздуется. Немедленно остановитесь, так как материал, предназначенный для внутривенного введения, может нанести вред окружающим тканям. Извлеките иглу и попробуйте сделать еще одну инъекцию более краниально в хвост. После успешной инъекции извлеките иглу и надавите на место инъекции, чтобы обеспечить хороший гемостаз, прежде чем возвращать животное в клетку.

Теперь, когда вы знакомы с распространенными методами инъекций, давайте рассмотрим некоторые применения этих путей введения, помимо доставки лекарств.

В нескольких экспериментах мышам вводили определенный патоген для изучения инфекции. Здесь исследователи использовали подкожный путь для введения устойчивых к антибиотикам бактерий, вызывающих поражения, и размер этих поражений служил индикатором вирулентности патогена. Различные ученые заинтересованы в изучении распределения и выживания стволовых клеток после системной доставки. В этом исследовании ученые выполнили инъекцию в хвостовую вену генетически помеченных нейральных стволовых клеток в животной модели с рассеянным склерозом и определили распределение введенных клеток в области спинного и головного мозга.

В другом эксперименте исследователи вводили флуоресцентно меченые миобласты внутримышечно животной модели мышечной дистрофии. После этого была проведена биолюминесценция для анализа успешной имплантации стволовых клеток. Наконец, инъекции также могут быть использованы для создания животных моделей. Эти ученые провели внутрибрюшинную инъекцию диметилнитрозамина - мощного токсина печени - самцам крыс линии Wistar для создания животной модели фиброза печени, которая затем была использована для изучения развития заболевания печени.

Вы только что посмотрели первую статью JoVE о комбинированном введении, в которой обсуждаются широко используемые парентеральные инъекции. Помните, что оптимальный маршрут доставки основан на нескольких факторах, включая pH, объем и вязкость вводимого раствора. И у каждой методики есть свои преимущества и недостатки, которые необходимо учитывать применительно к потребностям эксперимента. Как всегда, спасибо за просмотр!