Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Immunology and Infection
Click here for the English version

Immunology and Infection

Ex Vivo Infectie van Muizen Epidermis met Herpes simplex virus type 1

Published: August 24, 2015 doi: 10.3791/53046
Automatic Translation
1, 1, 1, 1,2
1Center for Biochemistry, University of Cologne, 2Department of Dermatology, University of Cologne

Abstract

Om de menselijke gastheer voeren, moet herpes simplex virus type 1 (HSV-1) de dam van mucosale oppervlakken, huid, cornea of ​​overwinnen. HSV-1 targets keratinocyten tijdens de eerste invoer en wordt een primaire infectie in het epitheel, gevolgd door latente infectie van neuronen. Na reactivatie, kunnen virussen duidelijk geworden bij mucocutane sites die als de huid blaasjes of mucosale zweren verschijnen. Hoe HSV-1 binnendringt huid of het slijmvlies en bereikt zijn receptoren wordt slecht begrepen. Om de invasie route van HSV-1 in epidermaal weefsel op celniveau te onderzoeken, hebben we een ex vivo infectiemodel van muizen epidermis, die de plaats van primaire en recidiverende infecties in de huid weergeeft. De assay omvat de bereiding van muizenhuid. De epidermis wordt gescheiden van de dermis met dispase II behandelen. Na drijvende de epidermale bladen op virus-bevattend medium, het weefsel vast en infectie kan worden gevisualiseerd op verschillende tijdstippen na infectie doorkleuring geïnfecteerde cellen met een antilichaam tegen het HSV-1 directe vroege eiwit ICP0. ICP0-exprimerende cellen kunnen worden waargenomen in de basale keratinocyten laag reeds op 1,5 uur na infectie. Bij langere tijden infectie worden gedetecteerd in geïnfecteerde cellen suprabasale lagen, wat aangeeft dat infectie niet beperkt tot de basale keratinocyten, maar het virus zich naar andere lagen in het weefsel. Gebruik van epidermale bladen van verschillende muismodellen, het infectieprotocol laat vaststellen van de betrokkenheid van cellulaire componenten die bijdragen aan HSV-1 invasie in weefsel. Bovendien is de test geschikt remmers in weefsels die interfereren met de eerste ingang stappen cel tot cel verspreiding en virusproductie testen. Hier beschrijven we de ex vivo infectieprotocol in detail en presenteren onze resultaten met behulp Nectin-1- of HVEM-deficiënte muizen.

Introduction

Herpes simplex virus (HSV) kunnen verschillende ziekten bij mensen van mild ongecompliceerde mucocutane laesies tot levensbedreigende infecties. HSV type 1 (HSV-1) is dominant geassocieerd met orofaciale infectie en encefalitis, terwijl HSV type 2 (HSV-2) waarschijnlijk veroorzaakt genitale infecties 1. Hoewel er aanzienlijke vooruitgang geboekt in het begrijpen van hoe HSV binnenkomt cellen in cultuur, initieert infectie en produceert virale nageslacht, weten we weinig over de virale invasie route (s) in het weefsel op cellulair niveau 2. Voor studies van HSV huid of mucosale infecties, muizen, hebben konijnen en cavia's gebruikt als diermodellen. Huidinfectie werd vastgesteld door intradermale injectie of door krassen van de huid in de aanwezigheid van virus, en ziekteontwikkeling werd gecorreleerd met virusproductie. Deze werkwijzen geholpen om verschillende aspecten van de ziekte pathogenese begrijpen, en worden gebruikt om antivirale middelen te evalueren. HSV infectie studeren aan de tissue niveau zijn organotypische menselijke huid modellen toegepast. Als de snelheid van de infectie beperkt is in deze raft culturen, hebben slechts een beperkt aantal studies die een infectie, virale verspreiding en de effecten van antivirale componenten gepubliceerd 3-6.

Om cellulaire determinanten die een rol spelen tijdens HSV-1 infectie in de intacte epitheel karakteriseren hebben we een protocol voor ex vivo studies infectie van muizen epidermis 7. Huid werd bereid uit pasgeborenen en uit de staart van volwassen muizen. Omdat HSV-1 niet kunnen infecteren volledige huid monsters, die werden ondergedompeld in virusbevattende medium, we scheidde de epidermis van de dermis met dispase II behandelen. Na drijven van de epidermale bladen op virus-bevattend medium kunnen geïnfecteerde cellen worden gevisualiseerd in de epidermale basale laag op verschillende tijdstippen na infectie (pi) 7. Om de opening van de infectie in individuele cellen voorafgaand visualiseren om virale replicatie eennd virusproductie, we gekleurd met een antilichaam tegen de geïnfecteerde cel proteïne 0 (ICP0), één van de eerste eiwitten die tijdens HSV-1 infectie. De cellulaire lokalisatie van ICP0 doorloopt verschillende fasen tijdens de vroege infectie. Hoewel ICP0 aanwezig in nucleaire foci in een vroeg stadium van virale genexpressie, herlokalisatie van ICP0 naar het cytoplasma duidt een volgende fase van de infectie 8.

We gebruikten de ex vivo infectie assay van epidermale bladen van verschillende muismodellen om de mogelijke rol van verschillende cellulaire factoren testen tijdens infectie. Om het effect van Rac1 als een belangrijke regulator van actine dynamiek pakken we besmette epidermis van muizen met een keratinocyt-specifieke deletie van het gen Rac1 9. Dit model konden we de gevolgen van deficiënte Rac1 bestuderen van de efficiëntie van HSV-1 infectie bij epidermale keratinocyten lagen. De vergelijking met geïnfecteerde epidermis controle nestgenoten opnieuwgeopenbaard geen significant verschil wat aangeeft dat het ontbreken van Rac1 geen invloed op de inleiding van infectie in de basale laag van de epidermis 7 had. Het gebruik van verdere muismodellen konden we pakken die cellulaire receptoren bemiddelen binnenkomst in de opperhuid. Infecteren epidermale bladen van ofwel Nectin-1- of HVEM-deficiënte muizen met HSV-1 onthulde dat de eerste virale binnenkomst in weefsel sterk afhankelijk van de aanwezigheid van Nectin-1 10. Bovendien tonen onze resultaten aan dat HVEM ook kan dienen als receptor in muizen epidermis, hoewel minder efficiënt dan Nectin-1 10.

Om de ruimtelijke verdeling van de geïnfecteerde cellen in de epidermale lagen te pakken, visualiseren we ICP0 expressie in weefselsecties en epidermale whole mounts (figuur 1). In cryosecties volledige huid, worden geen ICP0 expressie brengende cellen gedetecteerd (Figuur 1). Daarentegen vriescoupes van epidermale bladen tonen cytoplasmatischeICP0 expressie in de basale laag reeds op 3 uur pi (figuur 1). Op latere tijdstippen, virale verspreiding naar suprabasale lagen kunnen worden gevisualiseerd. De ruimtelijke verdeling van de geïnfecteerde cellen in de basale laag kan gemakkelijk worden gevolgd epidermale whole mounts (figuur 1). Na infectie met HSV-1 bij 100 PFU / cel, ongeveer 50% van de basale keratinocyten in de epidermis interfolliculaire tonen ICP0 expressie in 1,5 uur pi Op dit tijdstip meeste geïnfecteerde cellen tot expressie nucleaire ICP0. De herlokalisatie van ICP0 naar het cytoplasma aangeeft een later stadium van vroege genexpressie is aanwezig in bijna alle cellen bij 3 uur pi (figuur 1). Deze modi visualiseren geïnfecteerde cellen na ex vivo HSV-1 infectie een krachtige test om het effect van remmers of gewist / gemuteerde cellulaire componenten op virale binnenkomst en verspreid in het weefsel te bestuderen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Ethische verklaring.

De voorbereiding van de epidermale bladen van geofferde dieren wordt uitgevoerd in strikte overeenstemming met de aanbevelingen van de Gids van Landesamt für Natur, Umwelt en Verbraucherschutz, Noordrijn-Westfalen (Duitsland) uitgevoerd. De studie werd goedgekeurd door LANUV NRW (Aantal 8.84-02.05.20.13.018).

1. Voorbereiding van de instrumenten en cultuur Media

  1. Ontwikkel epidermale bladen in Dulbecco's gemodificeerd Eagle's medium (DMEM) / hoog glucosegehalte bevattend dipeptide glutamine, 10% FCS, 100 IU / ml penicilline en 100 ug / ml streptomycine (hierna "DMEM").
  2. Voor de bereiding van epidermale bladen voorzichtig los dispase II poeder (5 mg / ml) in verwarmde PBS (tot 37 ° C). Filtreer de oplossing door een 0,22 urn filter en gebruik het direct voor behandeling.
  3. Voor de bereiding van epidermale hele mounts 13, bereiden blokkeren buffer met 0,5% melkpoeder, 0,25% gelatine uit koud water vis huid en 0,5% Triton X-100 in TBS. Laat stoffen oplossen door het incuberen van het mengsel gedurende ten minste 2 uur bij kamertemperatuur op een roterende mixer. Bereid ook 0,2% Tween 20 in PBS als wasbuffer. Voor bevestiging Bereid 3,4% en 4% formaldehyde in PBS.
  4. Voor immunokleuring van vriescoupes, bereiden blokkerende buffer met 5% normaal geitenserum en 0,2% Tween 20 in PBS. Voor bevestiging, voor te bereiden 0,5% formaldehyde in PBS.

2. Voorbereiding van de epidermale Sheets van Muizen Skin

  1. Voorbereiding van de epidermis van pasgeboren terug huid infectie studies
    1. Plaats een onthoofde muis (1 tot 3 dagen na de geboorte) in een dissectie schaal en afgesneden ledematen en staart nabij de romp om efficiënte verwijdering van de huid van volledige romp toe. Tijdens het verwijderen van de ledematen, probeer de sneden zo klein mogelijke diameter te houden.
    2. Zet de romp met gebogen fijne tang eennd beweeg stompe punt scharen onder de huid van de schedel naar caudaal langs de achterkant om de huid te scheiden van de romp. Spleet de huid langs de rug.
    3. Voor FACS analyse, isolatie van keratinocyten of bereiding van RNA, haal de complete huid van de romp met behulp van een tang om het weefsel en de stompe punt schaar lossen af ​​te duwen van de romp. Voor de bereiding van cryosecties of whole mounts pas stukken van het rugvel.
    4. Hak het rugvel met een scalpel in stukken van ongeveer 2/1 10 x 10 mm. Leg de stukken in een putje van een 6-wells plaat met ~ 1 ml steriele PBS. Zorg ervoor dat de huid zijde naar de bodem.
    5. PBS vervangen door 1,5 ml dispase II (5 mg / ml PBS) en incubeer 30 minuten bij ofwel 37 ° C (voor whole mounts) of O / N bij 4 ° C. Was 3 maal met PBS. Verwijder voorzichtig de epidermis als een intacte vel via een tang om de onderliggende lederhuid en de andere tang te bevestigen aan de opperhuid te tillen. Gebruik een verrekijker om deze stap te maken EASy. Breng de epidermale plaat in DMEM met de basale zijde naar beneden. Gebruik de platen direct op infectie experimenten.
      OPMERKING: Gebruik de voorbereiding van de epidermis van pasgeboren huid voornamelijk voor FACS-analyse, isolatie van keratinocyten of bereiding van RNA. Vanwege de kwetsbaarheid, de bereiding van geïnfecteerde platen voor vriescoupes of whole mounts minder geschikt.
  2. Voorbereiding van de epidermis uit volwassen staart huid infectie studies
    1. Euthanaseren de muizen op de leeftijd van 1-3 maanden door cervicale dislocatie. Neem staart in plaats van terug te huid, omdat de lange ingesloten haarfollikels op de achterkant belemmeren scheiding van intacte epidermale bladen. Afgesneden van de staart van de muizen opgeofferd en sneed hij in de lengte met een scalpel.
    2. Loslaten van de huid van het bot en hak hem met een scalpel in stukken van ongeveer 5 x 5 mm. Zet tot 4 stuks in een goed en ga verder met de incubatie in dispase II als omschreven onder 2.1.5
      OPMERKING: Gebruik volwassen tail huid cryosecties of hele mounts bereiden. Als alternatief voor het direct gebruik kunnen staarten worden bewaard of vervoerd gedurende ongeveer 24 uur bij 4 ° C zonder significante infectie-efficiëntie verliezen. Als staarten tred houden 48 uur, kon epidermale bladen nauwelijks worden geïnfecteerd met HSV-1.
  3. Dissociatie van epidermis voor FACS-analyse
    OPMERKING: Detectie van oppervlakte-eiwit expressie door middel van FACS analyse vereist juiste cel dissociatie technieken die de celoppervlak en het eiwit van belang berokkenen.
    1. Incubeer pasgeboren epidermale bladen in een 6-wells plaat met de basale zijde 1,5 ml / putje recombinant trypsine-gebaseerde cel dissociatie oplossing gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur en gedurende 15 min bij 37 ° C.
    2. Stop de incubatie door het toevoegen van 3 ml DMEM. Distantiëren keratinocyten door een gebogen fijne tang beweeg de epidermis in de 6-wells plaat zodanig dat de keratinocyten te opgelost. Verzamel de celsuspensie en herhaal deze stap 3 keeraltijd met verse DMEM.
      OPMERKING: Deze dissociatie procedure dient te Nectin-1 te detecteren op het oppervlak van keratinocyten.
    3. Alternatief incubeer de epidermale bladen op enzymvrije cel dissociatie oplossing (CDS) gedurende 15 min bij kamertemperatuur en 15 min bij 37 ° C. Incubeer nog 15 min bij kamertemperatuur voorzichtig spoelen van de keratinocyten pipetteren CDS en neer.
    4. Verzamel de celsuspensie en herhaal de spoeling stap 3 keer met verse DMEM.
      OPMERKING: Deze dissociatie is geschikt voor oppervlakte-expressie van HVEM detecteren. Het nadeel van de CDS oplossing die minder cellen worden dan gedissocieerd met recombinant trypsine-gebaseerde cel dissociatie oplossing. Naast de oppervlakte expressie, kan nucleaire of cytoplasmatische expressie zoals ICP0 expressie worden geanalyseerd door FACS na dissociatie van de geïnfecteerde epidermale bladen met recombinant trypsine-based cel dissociatie oplossing.
  4. Dissociatie van de epidermis aan keratinocyten of ex isolerendarmkanaal RNA
    1. Zet pasgeboren epidermale bladen in een 6-wells plaat met de basale zijde naar de bodem van de schaal die 1,5 ml / putje recombinant trypsine-gebaseerde cel dissociatie oplossing bevat. Incubeer gedurende 30 min bij kamertemperatuur. Voeg 3 ml DMEM en distantiëren keratinocyten met behulp van een gebogen fijne tang om voorzichtig te bewegen de opperhuid in de schotel.
    2. Verzamel de celsuspensie en herhaal deze stap 3 keer met verse DMEM. Gebruik deze celsuspensie aan RNA of cultuur primaire muizen keratinocyten halen.

3. Infectie van Epidermale bladen met HSV-1

  1. Bereid een oplossing van HSV-1 stam 17 wt 11 in niet minder dan 500 ul DMEM en vervang het medium door de virusoplossing waarop de epidermale bladen drijven. Dit tijdstip wordt gedefinieerd als de tijd 0 12. Voer infectie van een epidermaal vel in een putje van een 24-puts plaat bij 37 ° C. De berekening van de virus titer is gebaseerd op het geschatte aantalcellen van de basale laag per epidermaal vel (ongeveer 2 x 10 5 cellen per 5 x 5 mm plaat).
  2. Infecteren met HSV-1 bij ongeveer 100 plaque-vormende eenheden (PFU) / cel en vervang de virus-bevattend medium door DMEM 1 uur pi
    NB: In het geval van epidermale bladen van pasgeboren de huid, in gedachten houden dat bladen beginnen te distantiëren tijdens de incubatie.

4. Visualisatie van geïnfecteerde cellen

  1. Epidermale Hele Mounts 13
    1. Bevestig epidermale bladen met 3,4% formaldehyde, hetzij voor 2 uur bij kamertemperatuur of O / N bij 4 ° C. Was tweemaal met PBS en geblokkeerd met 0,5% melkpoeder, 0,25% gelatine van koud water vissenhuid en 0,5% Triton X-100 in TBS gedurende 1 uur bij KT 14.
    2. Incubeer de platen O / N met de muis anti-ICP0 (monoklonaal antilichaam 11.060) 15 verdund 1:60 in het blokkeren van buffer bij RT. Om de intermediaire filament netwerk te visualiseren broeden tegelijk met konijn polyklonaal anti-muis keratine 14 (100 ng / ml).
    3. Was 4-5 maal met PBS-0,2% Tween 20 gedurende 4 uur bij KT. Incubeer O / N met AF488-geconjugeerd anti-muis IgG (1 ug / ml), AF555-geconjugeerd anti-konijnen IgG (1 ug / ml) en DAPI (4 ', 6-diamidino-2-phenylindole) (100 ng / ml) in blokkerende buffer bij kamertemperatuur.
    4. Wassen met PBS-0,2% Tween 20 gedurende 4 uur bij KT. Mount epidermale bladen met hun basale kant op de top van een specimen glijbaan, insluiten in fluorescerende montage medium en bedek met dekglaasjes.
  2. Epidermale Weefsel secties
    1. Volwassen epidermale bladen werden gefixeerd in 4% formaldehyde in PBS gedurende 20 min bij kamertemperatuur en 2 keer gewassen met PBS. Insluiten vaste platen in het weefsel bevriezen medium en vries in vloeibare stikstof. Snijd 8-10 micrometer secties met een cryomicrotoom.
    2. Bevestig de secties opnieuw met 0,5% formaldehyde in PBS gedurende 10 min bij kamertemperatuur, was 2 maal met PBS, blok met 5% normaal geitenserum en 0,2% Tween 20 in PBS gedurende 30 min bij kamertemperatuur, en vervolgens vlek gedurende 60 min met mOuse anti-ICP0 (monoklonaal antilichaam 11.060) 15 verdund 1:60 in blokkerende buffer, gevolgd door 3 keer wassen met de blokkerende buffer.
    3. Incubeer daarna met AF488-geconjugeerd anti-muis IgG (1 ug / ml) en DAPI (100 ng / ml) in blokkerende buffer gedurende 45 min bij kamertemperatuur en was 3 maal. Insluiten secties in fluorescerende montage medium en bedek met dekglaasjes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
DMEM/high glucose/GlutaMAX Life Technologies 31966047 needed for cultivation of epidermal sheets
dispase II powder Roche 4942078001 has to be solved in heated PBS
enzyme-free cell dissociation solution Sigma C5914 needed for very gentle dissociation of epidermal sheets
TrypLE select cell dissociation solution Life Technologies 12563-029 needed for dissociation of epidermal sheets
chelex 100 resin Bio-Rad 142-2832 needed for chelation of polyvalent metal ions from the fetal calf serum
gelatin from cold water fish skin  Sigma G7765 needed for minimization of non-specific antibody binding
Keratin 14 Polyclonal Antibody (AF64) (conc.: 1 mg/ml) Covance PRB-155P used to visualize the intermediate filament keratin 14 which is a marker of the basal layer of the epidermis
Mouse IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugate (conc.: 2 mg/ml) Life Technologies A-11029 used as secondary antibodies
Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate (conc.: 2 mg/ml) Life Technologies A-21429 used as secondary antibodies
4′,6-Diamidino-2-phenylindole dihydrochloride (DAPI dihydrochloride)                             (conc.: 0.1 mg/ml) Sigma 36670 used to counterstain the nucleus

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Koelle, D. M., Corey, L. Herpes simplex: insights on pathogenesis and possible vaccines. Annu. Rev. Med. 59, 381-395 (2013).
  2. Roizman, B., Knipe, D. M., Whitley, R. J. Herpes simplex Viruses. Fields Virology. , 6th edition, 1823-1897 (2013).
  3. Syrjänen, S., Mikola, H., Nykänen, M., Hukkanen, V. In vitro establishment of lytic and nonproductive infection by herpes simplex virus type 1 in three-dimensional keratinocyte culture. J. Virol. 70, 6524-6528 (1996).
  4. Visalli, R. J., Courtney, R. J., Meyers, C. Infection and replication of herpes simplex virus type 1 in an organotypic epithelial culture system. Virology. 230, 236-243 (1997).
  5. Hukkanen, V., Mikola, H., Nykänen, M., Syrjänen, S. Herpes simplex virus type 1 infection has two separate modes of spread in three-dimensional keratinocyte culture. J. Gen. Virol. 80, 2149-2155 (1999).
  6. Gescher, K., et al. Inhibition of viral adsorption and penetration by an aqueous extract from Rhododendron ferrugineum L. as antiviral principle against herpes simplex virus type-1. Antiviral Res. 82, 408-413 (2010).
  7. Petermann, P., Haase, I., Knebel-Mörsdorf, D. Impact of Rac1 and Cdc42 signaling during early herpes simplex virus type 1 infection of keratinocytes. J. Virol. 83, 9759-9772 (2009).
  8. Everett, R. D., Maul, G. G. HSV-1 IE protein Vmw110 causes redistribution of PML. EMBO J. 13, 5062-5069 (1994).
  9. Chrostek, A., et al. Rac1 is crucial for hair follicle integrity but is not essential for maintenance of the epidermis. Mol. Cell. Biol. 26, 6957-6970 (2006).
  10. Petermann, P., et al. Entry mechanisms of Herpes Simplex Virus Type 1 into murine epidermis: Involvement of nectin-1 and HVEM as cellular receptors. J. Virol. 89, 262-274 (2015).
  11. McGeoch, D. J., et al. The complete DNA sequence of the long unique region in the genome of herpes simplex virus type 1. J. Gen. Virol. 69, 1531-1574 (1988).
  12. Schelhaas, M., Jansen, M., Haase, I., Knebel-Mörsdorf, D. Herpes simplex virus type 1 exhibits a tropism for basal entry in polarized epithelial cells. J. Gen. Virol. 84, 2473-2484 (2003).
  13. Braun, K. M., Niemann, C., Jensen, U. B., Sundberg, J. P., Silva-Vargas, V., Watt, F. M. Manipulation of stem cell proliferation and lineage commitment: visualisation of label-retaining cells in wholemounts of mouse epidermis. Development. 130, 5241-5255 (2003).
  14. Rahn, E., Petermann, P., Hsu, M. J., Rixon, F. J., Knebel-Mörsdorf, D. Entry pathways of herpes simplex virus type 1 into human keratinocytes are dynamin- and cholesterol-dependent. PLoS One. 6, e25464 (2011).
  15. Everett, R. D., Cross, A., Orr, A. A truncated form of herpes simplex virus type 1 immediate-early protein Vmw110 is expressed in a cell type dependent manner. Virology. 197, 751-756 (1993).
  16. Horisberger, M. A., Staeheli, P., Haller, O. Interferon induces a unique protein in mouse cells bearing a gene for resistance to influenza virus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 80, 1910-1914 (1983).
  17. Christian, A. E., Haynes, M. P., Phillips, M. C. Use of cyclodextrins for manipulating cellular cholesterol content. J. Lipid Res. 38, 2264-2272 (1997).
  18. Ilangumaran, S., Hoessli, D. C. Effects of cholesterol depletion by cyclodextrin on the sphingolipid microdomains of the plasma membrane. Biochem. J. 335, 433-440 (1998).
  19. Yancey, P. G., et al. Cellular cholesterol efflux mediated by cyclodextrins: Demonstration of kinetic pools and mechanism of efflux. J. Biol. Chem. 271, 16026-16034 (1996).
  20. Montgomery, R. I., Warner, M. S., Lum, B. J., Spear, P. G. Herpes simplex virus-1 entry into cells mediated by a novel member of the TNF/NGF receptor family. Cell. 87, 427-436 (1996).
  21. Geraghty, R. J., Krummenacher, C., Cohen, G. H., Eisenberg, R. J., Spear, P. G. Entry of alphaherpesviruses mediated by poliovirus receptor-related protein 1 and poliovirus receptor. Science. 280, 1618-1620 (1998).
  22. Taylor, J. M., Lin, E., Susmarski, N., Yoon, M., Zago, A., Ware, C. F., Pfeffer, K., Miyoshi, J., Takai, Y., Spear, P. G. Alternative entry receptors for herpes simplex virus and their roles in disease. Cell Host Microbe. 2, 19-28 (2007).
  23. Barron, M. J., Brookes, S. J., Draper, C. E., Garrod, D., Kirkham, J., Shore, R. C. The cell adhesion molecule nectin-1 is critical for normal enamel formation in mice. Hum. Mol. Genet. 17, 3509-3520 (2008).
  24. Wang, Y., Subudhi, S. K., Anders, R. A., Lo, J., Sun, Y., Blink, S., Wang, Y., Liu, X., Mink, K., Degrandi, D., Pfeffer, K., Fu, Y. X. The role of herpesvirus entry mediator as a negative regulator of T cell-mediated responses. J. Clin. Invest. 115, 711-717 (2005).
<em>Ex Vivo</em> Infectie van Muizen Epidermis met Herpes simplex virus type 1
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Rahn, E., Thier, K., Petermann, P.,… More

Rahn, E., Thier, K., Petermann, P., Knebel-Mörsdorf, D. Ex Vivo Infection of Murine Epidermis with Herpes Simplex Virus Type 1. J. Vis. Exp. (102), e53046, doi:10.3791/53046 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter