Summary

I Vivo Genoverføring til kaninen felles arteria carotis endotelet

Published: May 06, 2018
doi:

Summary

Denne metoden er å innføre en transgene i endotelet av kanin carotis arteriene. Innføringen av transgene lar vurdering av biologiske rollen av transgene produktet i normale arterier eller sykdom modeller. Metoden er også nyttig for å måle aktivitet av regulatoriske DNA-sekvenser.

Abstract

Målet med denne metoden er å innføre en transgene i endotelet av isolerte deler av begge kanin felles carotis arteriene. Metoden oppnår fokal endothelial-selektive transgenesis, og dermed slik at etterforsker å bestemme biologiske rollene endothelial-uttrykt effekter av transgener og kvantifisere i vivo transcriptional aktiviteten til DNA-sekvenser i store arterie endotelceller. Metoden bruker kirurgisk isolering av kanin felles carotis arteriene og en arteriotomy for å levere en transgene-uttrykke viral vektor i arterial lumen. En kort inkubasjonstiden av vektoren i lumen, med påfølgende aspirasjon av lumen innholdet, er tilstrekkelig til å oppnå og varig uttrykket av transgene i endotelet, uten synlig signaltransduksjon eller uttrykket utenfor det isolert arteriell segment. Metoden gjør vurdering av de biologiske aktivitetene av transgene produkter både i normale arterier og modeller for menneskelig vaskulær sykdom, mens du unngår systemiske effekter som kan være forårsaket enten av målretting gen levering til andre nettsteder (f.eks. leveren) eller av alternativ tilnærming å levere genetisk konstruksjoner til endotelet av bakterie linjen transgenesis. Påføringsmetode begrenses av behovet for en dyktig kirurg og anesthetist, en velutstyrt operasjonsstuen, kostnadene ved innkjøp og bolig kaniner, og behovet for kompetanse i genoverføring vektor bygging og bruk. Resultater oppnådd med denne metoden inkluderer: transgene-relaterte endringer i arterial struktur, cellularity, ekstracellulær matrix eller vasomotor funksjon; økning eller reduksjon i arterial betennelse; endringer i vascular celle apoptose; og fremdrift, retardasjon eller regresjon av sykdommer som intimal hyperplasia eller åreforkalkning. Metoden kan også måling av evnen av innfødte og syntetisk DNA regulatoriske sekvenser å endre transgene uttrykk i endotelceller, gir resultater som omfatter: nivåer av transgene mRNA, nivåer av transgene protein og nivåer av transgene enzymatisk aktivitet.

Introduction

Målet med denne metoden er å innføre en transgene i endotelet av kanin felles carotis arteriene. Innføringen av transgene lar vurdering av biologiske rollen av transgene produktet både i normale arterier og kanin modeller av menneskelig arterial sykdom. Overuttrykte transgene sykdom modeller kan avsløre om transgene (og protein produktet) viser lover som terapeutiske agenter1,2,3,4. Inkludering av cis-fungerende regulatoriske elementer i transgene uttrykk kassetten gjør vurdering av aktiviteten til disse elementene i arterial endotelet i vivo5,6. Kunnskap om aktiviteten til bestemte cis-fungerende regulatoriske elementer kan brukes til å utforme aktive uttrykk kassetter og å undersøke mekanismer av genet regulering i store arterien endotelet i vivo7.

Kanin er en verdifull modell for ulike sider ved menneskelige vaskulær fysiologi og sykdom. Kanin aksje mange vaskulær funksjoner med mennesker. For eksempel er opprinnelige Hematologisk verdier, hemostatic regulering og vaskulær langsgående spenning like mellom kaniner og mennesker8. Kanin modeller av vaskulær sykdom gjenskape nøkkel vise egenskaper av mange menneskelige sykdommer, inkludert: aneurismer (lignende geometriske og flyt)9, vasospasme (lignende svar til endovascular behandling)10,11, og aterosklerose (intimal plaketter med lignende funksjoner inkludert en kjerne rik på lipid, makrofager og glatt muskel celler i en fibrøs cap)12,13. Følgelig kanin modeller har blitt utviklet for mange vascular sykdommer som blodpropp, vasospasme, aneurisme, diabetes, vaskulære pode stenose og aterosklerose8,13,14, 15,16.

For forskere å velge blant dyr modeller av vaskulær fysiologi og sykdom, har kaninen flere fordeler. Sammenlignet med gnagere, kan de større fartøyene kaniner lettere kirurgisk manipulasjon, bruk av endovascular enheter, og en større mengde vev for kvantitative mål. Kanin er mye nærmere phylogenetically primater enn gnagere17, og større genetisk mangfold av outbred kanin bedre tilnærmet genetisk variasjon av mennesker. Genetisk mangfold er spesielt viktig for prekliniske studier, som-av natur-målet å utvikle terapier som kan brukes til genetisk ulike menneskelige befolkningen. Som med mange om ikke alle andre modellen arter, kanin gener er lett klonet eller syntetisert fordi kanin genomet har blitt sekvensert med høy dekning (7.48 x) [http://rohsdb.cmb.usc.edu/GBshape/cgi-bin/hgGateway?db=oryCun2]. Sammenlignet med andre store dyr modeller (som hunder, griser og sauer), kanin er relativt billig å kjøpe hus og de er enklere å avle og håndtere. Bestemt vaskulær sykdom modeller i kaniner hver har sine egne fordeler og svakheter som modeller for menneskelig sykdom som er utenfor omfanget av dette manuskriptet8,12,18. En etterforsker bør se disse fordeler og mangler å avgjøre hvis kaninen er den beste modellen for å svare på et bestemt eksperimentelle spørsmål.

Innføring av deoksyribonukleinsyre (DNA) regulatoriske sekvenser i endotelceller i vivo gjør det mulig for undersøkelse av aktiviteten til disse sekvensene i komplekse fysiologiske omgivelser. In vitro studier i transfekterte endotelceller kan være nyttig for den innledende vurderingen av regulatoriske DNA-sekvenser; men er uttrykket nivåer i vev kultur modeller noen ganger ikke reprodusert når studiene er gjentatt i vivo5,19,20. In vitro systemer kan også være nyttig for å utforske grunnleggende veiene av protein signalering og endothelial fysiologi samt kommunikasjon mellom kulturperler vaskulære celler. men er mer kompliserte gangstier eller regulatoriske nettverk som er påvirket av komplekse bestander av nærliggende vaskulære celler eller immunsystemet best studerte i en i vivo systemet6,20. Metoden beskrevet her gir en plattform for å utforske regulering av transgene uttrykk i endotelet innen rammen av et intakt fartøy, med eller uten sykdom. I vivo systemet tillater også undersøkelse av fysiologiske og patologiske mobilnettet crosstalk og identifisering av bidrag av immunsystemet til regulering av gene expression6.

Bakterie-line transgenesis (spesielt i mus) er en alternativ tilnærming for regissere transgene uttrykk til endotelceller. Denne tilnærmingen kan gi livslang transgene uttrykk, endothelial målretting formidlet av bestemte arrangøren eller regulatoriske regioner21,22. Men generasjonen av transgene mus er tidkrevende og kostbar, flere transgene linjer ofte må testes for å sikre målretting av transgene til ønsket celle type og prestasjon av tilstrekkelig transgene uttrykk nivåer, og eksperimentelle resultatene i murine systemer kan være press-avhengige. Murine transgene modeller med endotelial målrettede effekter av transgener har mange fordeler: det er ikke nødvendig å utføre kirurgi på hver eksperimentelle dyr for å oppnå transgenesis, eksperimentelle mus kan bred med mange andre tilgjengelige transgene mus i for å teste genetiske og fenotypiske interaksjoner, og det er et bredt utvalg av antistoffer som reagerer med murine proteiner, tilrettelegge karakteristikk av fenotyper. Men målretting av effekter av transgener til endotelet via bakterie linjen vanligvis resulterer i transgene uttrykk gjennom blodkar,22 gjør det vanskelig å finne ut hvilket område som transgene produktet fungerer. Dette gjelder særlig når transgene produktet utskilles, fordi et transgene produkt utskilles av endotelceller gjennom er blodkar kunne ha biological aktivitet på en rekke områder innenfor et dyr. Selv om metoden beskrevet i dette manuskriptet krever teknisk ekspertise og spesialiserte anlegg, kan det være mindre tidkrevende og billigere enn utvikle en endothelial-spesifikke transgene musen linje. Det tillater for vurdering av funksjonen av et protein selektivt i endotelceller av et segment i store arterien, og det tillater bruk av kontralateral carotis communis som en tilkoblet (eliminere systemiske faktorer som kan variere fra experimental dyr-for eksempel blodtrykk eller kolesterol nivåer-som ukontrollert variabler).

Genterapi er en lovende metode for behandling av vaskulær sykdom, spesielt kroniske sykdommer, fordi en enkelt applikasjon kan gi vedvarende eller muligens livslang uttrykk for en terapeutisk genet23. Terapeutiske løftet av genterapi har blitt utforsket i dyr modeller av somatiske genoverføring, ofte målretting leveren24,25, som er en relativt lett mål fordi mange blodbårne virus vektorer er hepatotropic. Men for å ha en effekt på vaskulær sykdom, må genterapi rettet mot leveren oppnå systemisk overuttrykte proteiner. Dette krever vanligvis store doser av vektor, som kan være giftig eller med dødelig26. Videre økt systemisk nivåer av lønnsforhøyelse protein risikoen for off-målet bivirkninger, som kan komplisere eller selv skjule tolkning av eksperimentelle resultater. Lokale genterapi målretting vaskulære endotelet som beskrevet i dette manuskriptet kunne unngå systemisk bivirkninger fordi infundert vektoren ikke er allment spres utover transduced arteriell segmentet, og lokale vaskulær effekter kan oppnås uten endringer i systemisk Plasmanivåer av protein. 27 i tillegg en langt lavere mengde vektor er nødvendig å transduce en arteriell segmentet enn nødvendig å oppnå robust hepatic signaltransduksjon. Transgene uttrykk fra leveren har blitt rapportert å avta over tid, trolig på grunn av celle omsetning, krever gjentatte dosering hvis høyt nivå transgene uttrykket er opprettholdt. 28 derimot den lave omløpshastighet av endotelet gir stabil uttrykk for minst 48 uker i chow-matet kaniner og minst 24 uker i aterosklerotisk lesjoner av kolesterol-matet kaniner. 1 , 27

For å fastslå om denne metoden for genoverføring til kaninen felles carotis endotelet er hensiktsmessig, bør fordeler og ulemper (tabell 1) vurderes i sammenheng med de spesifikke forskning mål. Fordeler ved denne metoden inkluderer: outbred kanin er bedre representant for menneskelig genetisk mangfold enn er innavlet mus (viktig for prekliniske arbeid); kaniner gi større fartøy for lettere manipulasjon og flere vev for analyse; metoden kan oppnå endotelet målrettede transgene uttrykk langt raskere enn bakterie-line endothelial målretting i transgene mus; Vector-dose kan enkelt justeres til modell variabel nivåer av transgene uttrykk. prosessene gjelder for store-arterie endotelet kan undersøkes; og lokale vaskulær transgenesis lar motsatt carotis i samme dyret som en kontroll, eliminere systemiske faktorer som ukontrollert variabler. Ulemper inkludere: spesielle fasiliteter og kompetanse er nødvendig; færre genmodifiserte bakgrunn på å eksperimentere finnes i kanin enn i mus; og det er en mindre omfattende utvalg av antistoffer mot kanin versus musen proteiner (for immunodetection av transgene protein og andre antigener som kan være viktige i å tolke eksperimentelle resultater).

Protocol

Alle metodene som er beskrevet her ble godkjent av University of Washington Office of Animal Welfare og tilknyttede institusjonelle Animal Care og bruk Committee (IACUC), og ble avsluttet i samsvar og overholdelse av alle relevante regulatoriske og institusjonelle retningslinjer. Merk: Genoverføring til kaninen felles carotis arteriene utføres på kanin av en kirurg ved hjelp av en anestesilegen eller assistent. 1. genoverføring til kaninen felles carotis arteriene: før operasjon Bedøve kanin…

Representative Results

For å implementere denne metoden med tillit, er foreløpig eksperimenter nødvendig for å etablere at operatøren oppnår effektiv og reproduserbar genoverføring, transgene uttrykk i luminal endotelceller. I vår erfaring vurderes dette lettest ved hjelp av en vektor som uttrykker β-galactosidase. 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside (X-gal) flekker av felles carotis segmenter fjernet 3 dager etter vektor infusjon, samt måling av β-galactosidase mRNA (messenger RNA) med…

Discussion

Visse aspekter av kirurgisk teknikk fortjener spesiell oppmerksomhet. Full eksponering og mobilisering av carotis communis via forsiktig disseksjon vil lette genet overføring og arteriotomy reparere. Men under dissection, bør direkte manipulering av arteria carotis minimaliseres for å unngå vasospasme. I tillegg blødninger tilstøtende til arterien bør stoppes ved å bruke lett trykk med gasbind og extravasated blod skal ryddes opp umiddelbart ved å rense området med vanlig saltvann. Det er også viktig å unngå…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker AdVec, Inc. for tillatelse til å bruke HDAd reagenser, Julia Feyk for administrativ hjelp og Institutt for sammenliknende indremedisin veterinary tjenestene for kirurgiske råd og støtte. Dette arbeidet ble støttet av HL114541 og John L. Locke, Jr veldedig tillit.

Materials

Disposables
3mL syringe with 24G needle Becton Dickinson 309571 2x for gene transfer surgery; 3x for harvest surgery
1mL syringe with 27G needle Becton Dickinson 309623 6x for gene transfer surgery; 1x for harvest surgery
20mL syringe, luer lock Nipro Medical Corp JD+20L
Catheters, 24G x 3/4" Terumo Medical Products SROX2419V
19G needle Becton Dickinson 305187 Gene transfer surgery only
21G needle Becton Dickinson 305165 For 20 mL syringe of saline
Gauze 4" x 4" Dynarex 3242 ~10-15 per surgery
3-0 silk suture Covidien Ltd. S-244
5-0 silk suture Covidien Ltd. S-182 Gene transfer surgery only
7-0 polypropylene suture CP Medical 8648P Gene transfer surgery only
5-0 polyglycolic acid suture CP Medical 421A Gene transfer surgery only
3-0 polyglycolic acid suture CP Medical 398A Gene transfer surgery only
Alcohol swabs Covidien Ltd. 6818 For placement of I.V. line
Catheter plug Vetoquinol 411498 Gene transfer surgery only
Ketamine HCl, 100 mg/mL Vedco Inc. 05098916106
Xylazine, 100 mg/mL Akorn Inc. 4821
Lidocaine HCl, 2% Pfizer 00409427702
Bupivacaine HCl, 0.5% Pfizer 00409161050
Beuthanasia D-Special Intervet Inc. NDC 00061047305 Harvest surgery only
Buprenorphine HCl, 0.3 mg/mL  Patterson Veterinary 12496075705 Gene transfer surgery only
Saline IV bag, 0.9% sodium chloride Baxter 2B1309 2x for gene transfer surgery; can use vial of sterile saline in place of one
Heparin  (5000 U/mL) APP Pharmaceuticals NDC 63323-047-10 Gene transfer surgery only
Fentanyl patch, 25 mcg/hr  Apotex Corp. NDC 60505-7006-2 Gene transfer surgery only
Isoflurane Multiple vendors Catalog number not available
Gene transfer vector Dilute 350 µL per artery; 2 x 1011 vp/mL for adenovirus; gene transfer surgery only
Surgical Instruments
Metzenbaum needle holder 7" straight Roboz RS-7900 Gene transfer surgery only
Operating scissors 6.5" straight blunt/blunt Roboz RS-6828
Needle holder /w suture scissors Miltex 8-14-IMC Gene transfer surgery only
Castroviejo scissors Roboz RS-5658
Castroviejo needle holder, 5.75" straight with lock Roboz RS-6412 Gene transfer surgery only
Stevens scissors 4.25" curved blunt/blunt Roboz RS-5943
Alm retractor 4" 4X4 5mm blunt prongs Roboz RS-6514 2x
Backhaus towel clamp 3.5" Roboz 4x
Micro clip setting forceps 4.75" Roboz RS-6496 Gene transfer surgery only
Micro vascular clips, 11 mm Roboz 2x for gene transfer surgery only
Surg-I-Loop Scanlan International 1001-81M 5 cm length
Bonaccolto forceps, 4” (10 cm) long longitudinal serrations, cross serrated tip, 1.2mm tip width Roboz RS-5210
Dumont #3 forceps Inox tip size .17 X .10mm Roboz RS-5042
Graefe forceps, 4” (10 cm) long serrated straight, 0.8mm tip Roboz RS-5280
Halstead mosquito forceps,  5" straight, 1.3mm tips Roboz RS-7110 2x
Halstead mosquito forceps,  5" curved, 1.3mm tips Roboz RS-7111
Jacobson mosquito forceps 5" curved extra delicate, 0.9 mm tips Roboz RS-7117
Kantrowitz forceps, 7.25" 90 degree delicate, 1.7 mm tips Roboz RS-7305
Tissue forceps 5", 1X2 teeth, 2 mm tip width Roboz RS-8162
Allis-Baby forceps, 12 cm, 4×5 teeth, 3 mm tip width Fine Science Tools 11092-12 2x
Adson forceps, 12 cm, serrated, straight Fine Science Tools 11006-12
Veterinary electrosurgery handpiece and electrode MACAN Manufacturing HPAC-1; R-F11
Surgical Suite Equipment
Circulating warm water blanket and pump Multiple vendors Catalog number not available
Forced air warming unit 3M Bair Hugger Model 505 Gene transfer surgery only
IV infusion pump Heska Vet IV 2.2 Gene transfer surgery only
Isoflurane vaporizer and scavenger Multiple vendors Catalog number not available
Veterinary multi-parameter monitor Surgivet Surgivet Advisor
Veterinary electrosurgery unit MACAN Manufacturing MV-9
Surgical microscope D.F. Vasconcellos M900 Needs ~16x magnification

References

  1. Flynn, R., et al. Expression of apolipoprotein A-I in rabbit carotid endothelium protects against atherosclerosis. Mol Ther. 19, 1833-1841 (2011).
  2. Falkenberg, M., et al. Increased expression of urokinase during atherosclerotic lesion development causes arterial constriction and lumen loss, and accelerates lesion growth. Proc Natl Acad Sci U S A. 99, 10665-10670 (2002).
  3. Schneider, D. B., et al. Expression of Fas ligand in arteries of hypercholesterolemic rabbits accelerates atherosclerotic lesion formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 20, 298-308 (2000).
  4. Du, L., Dronadula, N., Tanaka, S., Dichek, D. A. Helper-dependent adenoviral vector achieves prolonged, stable expression of interleukin-10 in rabbit carotid arteries but does not limit early atherogenesis. Hum Gene Ther. 22, 959-968 (2011).
  5. Dronadula, N., et al. Construction of a novel expression cassette for increasing transgene expression in vivo in endothelial cells of large blood vessels. Gene Ther. 18, 501-508 (2011).
  6. Dronadula, N., Wacker, B. K., Van Der Kwast, R., Zhang, J., Dichek, D. A. Stable In Vivo Transgene Expression in Endothelial Cells with Helper-Dependent Adenovirus: Roles of Promoter and Interleukin-10. Hum Gene Ther. 28, 255-270 (2017).
  7. Dong, G., Schulick, A. H., DeYoung, M. B., Dichek, D. A. Identification of a cis-acting sequence in the human plasminogen activator inhibitor type-1 gene that mediates transforming growth factor-b1 responsiveness in endothelium in vivo. J Biol Chem. 271, 29969-29977 (1996).
  8. Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. Animal models for the assessment of novel vascular conduits. J Vasc Surg. 52, 176-195 (2010).
  9. Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. AJNR Am J Neuroradiol. 32, 595-601 (2011).
  10. Macdonald, R. L., Wallace, M. C., Montanera, W. J., Glen, J. A. Pathological effects of angioplasty on vasospastic carotid arteries in a rabbit model. J Neurosurg. 83, 111-117 (1995).
  11. Nakai, K., Numaguchi, Y., Moritani, T. Vasospasm model of a rabbit common carotid artery for endovascular research. Acad Radiol. 9, 270-275 (2002).
  12. Zaragoza, C., et al. Animal models of cardiovascular diseases. J Biomed Biotechnol. 2011, 497841 (2011).
  13. Baumgartner, C., Brandl, J., Munch, G., Ungerer, M. Rabbit models to study atherosclerosis and its complications – Transgenic vascular protein expression in vivo. Prog Biophys Mol Biol. 121 (2), 131-141 (2016).
  14. Wang, K., et al. Three-Layered PCL Grafts Promoted Vascular Regeneration in a Rabbit Carotid Artery Model. Macromol Biosci. 16 (4), 608-618 (2016).
  15. Schachner, T., Laufer, G., Bonatti, J. In vivo (animal) models of vein graft disease. Eur J Cardiothorac Surg. 30, 451-463 (2006).
  16. Dornas, W. C., Oliveira, T. T., Augusto, L. E., Nagem, T. J. Experimental atherosclerosis in rabbits. Arq Bras Cardiol. 95 (2), 272-278 (2010).
  17. Graur, D., Duret, L., Gouy, M. Phylogenetic position of the order Lagomorpha (rabbits, hares and allies). Nature. 379 (6563), 333-335 (1996).
  18. Yanni, A. E. The laboratory rabbit: an animal model of atherosclerosis research. Lab Anim. 38, 246-256 (2004).
  19. Miao, C. H., et al. Inclusion of the hepatic locus control region, an intron, and untranslated region increases and stabilizes hepatic factor IX gene expression in vivo but not in vitro. Mol. Ther. 1, 522-532 (2000).
  20. Wen, S., Graf, S., Massey, P. G., Dichek, D. A. Improved vascular gene transfer with a helper-dependent adenoviral vector. Circulation. 110, 1484-1491 (2004).
  21. Schlaeger, T. M., et al. Uniform vascular-endothelial-cell-specific gene expression in both embryonic and adult transgenic mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (7), 3058-3063 (1997).
  22. Cowan, P. J., et al. Targeting gene expression to endothelial cells in transgenic mice using the human intercellular adhesion molecule 2 promoter. Transplantation. 62 (2), 155-160 (1996).
  23. Sehara, Y., et al. Persistent Expression of Dopamine-Synthesizing Enzymes 15 Years After Gene Transfer in a Primate Model of Parkinson’s Disease. Hum Gene Ther Clin Dev. 28, 74-79 (2017).
  24. Tangirala, R. K., et al. Regression of atherosclerosis induced by liver-directed gene transfer of apolipoprotein A-I in mice. Circulation. 100, 1816-1822 (1999).
  25. Benoit, P., et al. Somatic gene transfer of human ApoA-I inhibits atherosclerosis progression in mouse models. Circulation. 99, 105-110 (1999).
  26. Raper, S. E., et al. Fatal systemic inflammatory response syndrome in a ornithine transcarbamylase deficient patient following adenoviral gene transfer. Mol Genet Metab. 80, 148-158 (2003).
  27. Wacker, B. K., Dronadula, N., Zhang, J., Dichek, D. A. Local Vascular Gene Therapy With Apolipoprotein A-I to Promote Regression of Atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37, 316-327 (2017).
  28. Brunetti-Pierri, N., et al. Transgene expression up to 7 years in nonhuman primates following hepatic transduction with helper-dependent adenoviral vectors. Hum Gene Ther. 24, 761-765 (2013).
  29. Rome, J. J., et al. Anatomic barriers influence the distribution of in vivo. gene transfer into the arterial wall. Modeling with microscopic tracer particles and verification with a recombinant adenoviral vector. Arterioscler Thromb. 14, 148-161 (1994).
  30. Cunningham, K. S., Gotlieb, A. I. The role of shear stress in the pathogenesis of atherosclerosis. Lab Invest. 85, 9-23 (2005).
  31. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182, 152-161 (2009).
  32. Schulick, A. H., Dong, G., Newman, K. D., Virmani, R., Dichek, D. A. Endothelium-specific in vivo gene transfer. Circ Res. 77, 475-485 (1995).
  33. Vassalli, G., Agah, R., Qiao, R., Aguilar, C., Dichek, D. A. A mouse model of arterial gene transfer. Antigen-specific immunity is a minor determinant of the early loss of adenovirus-mediated transgene expression. Circ Res. 85, 25-32 (1999).
  34. Schneider, D. B., Fly, C. A., Dichek, D. A., Geary, R. L. Adenoviral gene transfer in arteries of hypercholesterolemic nonhuman primates. Hum Gene Ther. 9, 815-821 (1998).
  35. Newman, K. D., et al. Adenovirus-mediated gene transfer into normal rabbit arteries results in prolonged vascular cell activation, inflammation, and neointimal hyperplasia. J Clin Invest. 96, 2955-2965 (1995).
  36. Jiang, B., et al. Helper-dependent adenovirus is superior to first-generation adenovirus for expressing transgenes in atherosclerosis-prone arteries. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 1317-1325 (2011).
  37. Gruchala, M., et al. Gene transfer into rabbit arteries with adeno-associated virus and adenovirus vectors. J Gene Med. 6, 545-554 (2004).
  38. Lee, Y. T., et al. Mouse models of atherosclerosis: a historical perspective and recent advances. Lipids Health Dis. 16, 12 (2017).
  39. Manning, M. W., Cassi, L. A., Huang, J., Szilvassy, S. J., Daugherty, A. Abdominal aortic aneurysms: fresh insights from a novel animal model of the disease. Vasc Med. 7, 45-54 (2002).
  40. Lai, C. H., et al. Recombinant adeno-associated virus vector carrying the thrombomodulin lectin-like domain for the treatment of abdominal aortic aneurysm. Atherosclerosis. 262, 62-70 (2017).
  41. Tan, P. H., et al. Antibody targeted gene transfer to endothelium. J Gene Med. 5, 311-323 (2003).
  42. Nicklin, S. A., White, S. J., Nicol, C. G., Von Seggern, D. J., Baker, A. H. In vitro and in vivo characterisation of endothelial cell selective adenoviral vectors. J Gene Med. 6, 300-308 (2004).
  43. White, K., et al. Engineering adeno-associated virus 2 vectors for targeted gene delivery to atherosclerotic lesions. Gene Ther. 15, 443-451 (2008).
  44. Kaliberov, S. A., et al. Retargeting of gene expression using endothelium specific hexon modified adenoviral vector. Virology. 447, 312-325 (2013).
  45. Schulick, A. H., et al. Established immunity precludes adenovirus-mediated gene transfer in rat carotid arteries. Potential for immunosuppression and vector engineering to overcome barriers of immunity. J Clin Invest. 99, 209-219 (1997).
  46. Hollingdale, M. R., Sedegah, M., Limbach, K. Development of replication-deficient adenovirus malaria vaccines. Expert Rev Vaccines. 16, 261-271 (2017).

Play Video

Cite This Article
Wacker, B. K., Bi, L., Dichek, D. A. In Vivo Gene Transfer to the Rabbit Common Carotid Artery Endothelium. J. Vis. Exp. (135), e56982, doi:10.3791/56982 (2018).

View Video