JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

Neuroregeneration periferik ve santral sinir sistemi çalışmak için bir Vivo Drosophila yaralanma modeli

Published: May 05, 2018
doi:
10.3791/57557
, , ,
1Raymond G. Perelman Center for Cellular and Molecular Therapeutics,The Children’s Hospital of Philadelphia, 2Department of Pathology and Laboratory Medicine,University of Pennsylvania

Summary

Burada, duyusal nöron – vivo içinde birleştirir dendritik arborization (da) nöron yaralanma modeli, canlı görüntüleme Drosophila , İki fotonlu lazer axotomy/dendriotomy ve güçlü sinek genetik araç, olarak bir iletişim kuralı’nı mevcut olası rehberleri ve neuroregeneration inhibitörleri süzmek için bir platform.

Abstract

Hasarlı nöronlar büyütme kapasitesi neuroregeneration ve fonksiyonel iyileşme sinir sistemi travmadan sonra yönetir. Son birkaç on yıl boyunca, çeşitli içsel ve dışsal inhibitör faktörleri axon rejenerasyon sınırlama içinde yer tespit edilmiştir. Ancak, sadece Bu inhibitör ipuçlarını kaldırma ek yasal makine varlığını gösteren başarılı rejenerasyon için yeterli değil. Drosophila melanogaster, meyve sineği örümceklerle korunmuş genler ve sinyal yollar insanlar da dahil omurgalılar ile paylaşır. Sineklerin Tanrısı güçlü genetik araç kutusu iki fotonlu lazer axotomy/dendriotomy ile birleştirerek, biz burada Drosophila duyusal nöron-dendritik arborization (da) nöron yaralanma modeli sistematik olarak roman için eleme için bir platform olarak tarif rejenerasyon düzenleyiciler. Kısaca, bu paradigma bir) hazırlanması larva, b) lezyon indüksiyon dendrite(s) veya axon(s) kullanarak bir iki fotonlu lazer, c) canlı confocal görüntüleme sonrası yaralanma ve d) veri analizi için içerir. Bizim modeli son derece tekrarlanabilir yaralanma tek etiketli nöronlar, akson ve periferik ve santral sinir sistemi iyi tanımlanmış nöronal türlerinden dendrites olanak verir.

Introduction

Merkezi sinir sistemi (MSS), bir yaralanma sonra yeniden akson ve yetersizlik hastalarda kalıcı engelli yol açabilir ve aynı zamanda geri dönüşü olmayan nörolojik açıkları nörodejeneratif hastalıkları1,2’deki bir rol oynar ,3,4,5. CNS çevre gibi yaşarsan, içsel büyüme yetenek aksonlar travmadan sonra yeniden oluşturmak mümkün olup olmadığını belirler. Oligodendrocyte, astroglial ve fibroblastic kaynakları hücre dışı etkenler engel nöronal büyüme4,6,7,8, ama bu moleküller ortadan kaldırılması gösterilmiştir Sadece5çimlenme limited için izin verir. İçsel rejenerasyon sinyalleri rejeneratif başarı5,9 etkisi ve potansiyel tedavi hedefleri temsil, ama bu işlemler moleküler düzeyde hala iyi tanımlanmış. Trofik faktör sinyal veya Pten fosfataz10gibi endojen frenler ortadan kaldırılması artışlar aksonal rejenerasyon bazı durumlarda neden olabilir. Farklı yöntemler tek tek etkili olduğu bulundu kombinasyonları da sadece11,12,13,14bugüne kadar sınırlı genel kurtarma sağlar. Bu nedenle, ek yollar hedefe yönelik tedavi tanımlamak için umutsuz bir ihtiyaç vardır. Axon büyütme girişimi ek olarak, olup olmadığını ve nasıl aksonlar reformu synapse özgüllük, doğru hedefe yeniden tel ve elde fonksiyonel iyileşme önemli cevapsız sorular vardır.

Özet olarak, geçerli axon rejenerasyon dikte makine hala çok bölük pörçük anlaşılmasıdır. Sorunun bir parçası olduğunu axon eğitim teknik zorluk içinde gerçek-zaman memelilerde rejenerasyon, pahalı, zaman alıcı ve büyük ölçekli genetik ekranlar yürütmek için zorlu bir yaklaşım. Drosophila melanogaster, öte yandan, karmaşık biyolojik soruların incelenmesi için son derece güçlü bir sistem olduğu ispatlanmıştır. Meyve sineği genler tanımlama ve çarpıcı insanlarda korunmuş yolları sinyal vesile olmuştur ve nörodejeneratif hastalıklar, büyük moleküler genetik araçları aracılığıyla gibi insan koşulları çalışma için başarılı bir model olmuştur Gen işlev15işlemek kullanılabilir. Özellikle, meyve sinekleri genlerin sinir yaralanma ve büyütme15,16dahil keşfi için ideal bir araç olarak kabul edilir. Yetişkin kafa veya larva ventral sinir kablosu (VNC) iğneler, larva VNC veya sinir ezmek ile forseps, larva nöron lazer axotomy, koku reseptör nöron kaldırma, beyin explants yaralanma ile bıçak gibi de dahil olmak üzere birkaç sinek sinirsel hasar modelleri geliştirilmiştir, ve periferik sinir lezyonu kanat kıdem15,17,18,19,20,21,22,23tarafından. Heyecan verici, son iş kullanarak Drosophila yaralanma modelleriyle yanıt vermek için sinir yaralanmaları, bazıları24 memelilerde korunmuş gösterilen sinir sistemi tarafından kullanılan hücresel ve genetik yollar bizim anlayış gelişmiş var. ,25. Yine, bu model organizma tanımlayıcı roman mekanizmaları, sinirsel onarma yardımcı programı vurgular.

Burada açıklanan bir iki fotonlu Lazer tabanlı Drosophila larva duyusal nöron yaralanma modelidir. İki fotonlu lazer ilk Zebra balığı vivo içinde 200326aksonlar kesmek için kullanılmıştır. Aynı yıl, ilk lazer dendriotomy pulsed azot lazer27kullanarak Drosophila içinde gerçekleştirildi. Kısa süre sonra birkaç C. elegans labs femtosecond lazer axon rejenerasyon28modelleri oluşturmak için kullanılan. 2007’de, Wu ve meslektaşları ile karşılaştırıldığında ve lazerler29türleri tarafından indüklenen C. elegans lazer yaralanmaları arasındaki farklar bildirdi. 2010 yılında, akson yeniden oluşturma tamamlandıktan sonra lazer axotomy ilk Drosophila30‘ u gerçekleşmesi için gösterildi. Bu geniş lazer yaralanma edebiyat bina, yaralanma hedeflenen sitelere kesin indüksiyon ile komşu dokulara az pertürbasyon sağlar, İki fotonlu lazer kullanarak bir sinek sinir yaralanma modeli nispeten temiz sağlayan geliştirdiğimiz Sistem neuroregeneration tek hücreli çözünürlük ile içsel ve dışsal özelliklerini incelemek için. Özellikle, biz her iki periferik sinir sistemi (PNS) bir dizi yaralanma yöntem dendritik arborization (da) duyusal nöronlar için kurduk ve CNS. Öncelikle kendi dendrite dallanma karmaşıklığı tarafından seçkin dört farklı sınıflara da nöronların gruplandırılabilir: sınıf ı IV31. Yayımlanmış çalışmalarımız da nöron rejenerasyonu memeli yaralanma modelleri fenotipik ve moleküler düzeyde benzer gösterir: da nöronların sınıf IV ile sınıf belirli rejenerasyon özelliklerini görüntülemek ama ben veya III da nöronların yenilenme içinde sergilenmesi sınıf PNS; sınıf IV da nöron aksonlar sağlam çevre içinde yeniden ama rejeneratif potansiyellerini önemli ölçüde böylece dorsal kök gangliyon (DRG) nöronlar memelilerde benzeyen MSS azaltılır; mTOR etkinlik Pten yoluyla artırılması silme veya Akt overexpression akson rejenerasyon anında CNS19içinde geliştirir. Bu yaralanma modeli kullanmak, genetik ekranlar sahne olmuştur ve RNA işleme enzim Rtca akson hasarı hücresel stres ve RNA modifikasyon20 bağlanma axon rejenerasyon, evrimsel korunmuş bir inhibitör faktörü olarak belirledik .

Sunulan paradigmada, yaralanma lazer axotomy/dendriotomy yolu ile larva sınıf IV veya III da nöronların, ppk-CD4-tdGFP veya 19-12-Gal4, UAS-CD4-tdGFP, repo Gal80, sırasıyla etiketli indüklenen. Yaralanma 3rd INSTAR larvaları yaklaşık 48-72 saat için 2nd (h AEL) döşeme yumurta sonra gerçekleştirilir. PNS için axotomy lezyon axon ~ 20-50 µm hücre vücuttan, CNS axotomy ~ 20 µm çapında komissür Kavşağı’nda VNC adlı bir alanı için ve dendriotomy için birincil dendritik şube noktaları bölümüne hedeflenmektedir. Aynı nöron 8-24 h sonra yaralanma (AI) tam transeksiyon onaylamak için ve 48-72 h rejenerasyon değerlendirmek için AI görüntüsü. Hızlandırılmış confocal görüntüleme yoluyla zamanla dejenerasyon ve rejenerasyon yaralı vivo içinde olmuştur bireysel aksonlar/dendrites izlenebilir.

Protocol

1. hazırlanması kültür plakaları ve şişeler Üzüm suyu Ağar kaplamalar hazırlanması Agar toz, 200 mL üzüm suyu ve 192 mL GKD2O 10 g bir kabı ve mikrodalga fırında yaklaşık 4-5 dk, zaman zaman agar tamamen eriyene kadar karıştırarak ekleyin. Yaklaşık 60 ° C’ye çözüm bir duman başlık, sakin 4,2 mL % 95 etanol ve 4.0 mL buzul Asetik asit ekleyin. GKD2O. Mix ile 400 mL çözüm hacmi de ayarlayın. Her 35-mm plaka için yaklaşık 2-3 …

Representative Results

Da nöronların fark rejenerasyon periferik ve santral sinir sistemi, aynı zamanda arasında sınıf özgüllük potansiyel göstermek. Bu axon rejenerasyon (sınıf IV PNS yaralanma kullanarak) yanı sıra bu yenilenme (sınıf IV merkezi sinir sistemi yaralanma ve sınıf III PNS yaralanma ile) inhibitör olduğunu için gerekli olan roman faktörleri için ekran için benzersiz fırsatlar sağlar. PNS Axon rejenerasyon <p c…

Discussion

Sinek kurma geçer zaman, dişi ve erkek kullanılan sayısı genotip ve belirli deneyler için gerekli larva sayısı bağlı olarak değişebilir. WT sinekler için tipik çapraz 10 kadın ve 5 erkek kullanır. Toplama penceresi, larva yönlendirmesiyle doğruluğunu bağlı olarak daralmış. Örneğin, 2-h koleksiyon dönem larva daha homojen bir nüfus ortaya çıkarır. Bu durumda, haçlar ayarlamak için 20 veya daha fazla bakire kadın kullanmak yeterli yumurta verim yardımcı olur. İlk günden verimidir genell…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Jessica Goldshteyn teknik destek için teşekkür ederiz. Şarkı laboratuvar çalışmalarında NIH grant R00NS088211 ve entelektüel ve Gelişme Bozuklukları Araştırma Merkezi (IDDRC) Yeni Program Geliştirme Ödülü tarafından finanse edilmektedir.

Materials

Diethyl ether, ACS reagent, anhydrous Acros Organics AC615080010
Halocarbon 27 Oil Genesee Scientific 59-133
Phosphate buffered saline (PBS), 20x Concentrate, pH 7.5, supplier # E703-1L VWR 97062-948 
Agar powder, Alfa Aesar, 500GM VWR AAA10752-36
Grape juice Welch’s
Ethanol 95% (Reagent Alcohol 95%) VWR 64-17-5
Acetic acid Sigma-Aldrich A6283
Propionic Acid J.T.Baker U33007
Cover Glasses: Rectangles Fisher Scientific 12-544-D 50 mm X 22 mm
Zeiss LSM 880 laser scanning microscope Zeiss
Zen software Zeiss
Chameleon Ultra II Coherent
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Yakura, J. S. . Recovery following spinal cord injury. , (1996).
  2. Harel, N. Y., Strittmatter, S. M. Can regenerating axons recapitulate developmental guidance during recovery from spinal cord injury?. Nature reviews. Neuroscience. 7, 603-616 (2006).
  3. Jurewicz, A., Matysiak, M., Raine, C. S., Selmaj, K. Soluble Nogo-A, an inhibitor of axonal regeneration, as a biomarker for multiple sclerosis. Neurology. 68, 283-287 (2007).
  4. Yiu, G., He, Z. Glial inhibition of CNS axon regeneration. Nat Rev Neurosci. 7, 617-627 (2006).
  5. Sun, F., He, Z. Neuronal intrinsic barriers for axon regeneration in the adult CNS. Curr Opin Neurobiol. , (2010).
  6. Liu, B. P., Cafferty, W. B., Budel, S. O., Strittmatter, S. M. Extracellular regulators of axonal growth in the adult central nervous system. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 361, 1593-1610 (2006).
  7. Liu, K., Tedeschi, A., Park, K. K., He, Z. Neuronal intrinsic mechanisms of axon regeneration. Annu Rev Neurosci. 34, 131-152 (2011).
  8. Schwab, M. E., Strittmatter, S. M. Nogo limits neural plasticity and recovery from injury. Curr Opin Neurobiol. 27, 53-60 (2014).
  9. He, Z., Jin, Y. Intrinsic Control of Axon Regeneration. Neuron. 90, 437-451 (2016).
  10. Park, K. K., et al. Promoting axon regeneration in the adult CNS by modulation of the PTEN/mTOR pathway. Science. 322, 963-966 (2008).
  11. Geoffroy, C. G., Hilton, B. J., Tetzlaff, W., Zheng, B. Evidence for an Age-Dependent Decline in Axon Regeneration in the Adult Mammalian Central Nervous System. Cell Rep. 15, 238-246 (2016).
  12. Geoffroy, C. G., et al. Effects of PTEN and Nogo Codeletion on Corticospinal Axon Sprouting and Regeneration in Mice. J Neurosci. 35, 6413-6428 (2015).
  13. Jin, D., et al. Restoration of skilled locomotion by sprouting corticospinal axons induced by co-deletion of PTEN and SOCS3. Nat Commun. 6, 8074 (2015).
  14. Wang, X., et al. Axonal regeneration induced by blockade of glial inhibitors coupled with activation of intrinsic neuronal growth pathways. Exp Neurol. 237, 55-69 (2012).
  15. Fang, Y., Bonini, N. M. Axon degeneration and regeneration: insights from Drosophila models of nerve injury. Annual review of cell and developmental biology. 28, 575-597 (2012).
  16. Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly. Neuron. 72, 202-230 (2011).
  17. Leyssen, M., et al. Amyloid precursor protein promotes post-developmental neurite arborization in the Drosophila brain. The EMBO journal. 24, 2944-2955 (2005).
  18. MacDonald, J. M., et al. The Drosophila cell corpse engulfment receptor Draper mediates glial clearance of severed axons. Neuron. 50, 869-881 (2006).
  19. Song, Y., et al. Regeneration of Drosophila sensory neuron axons and dendrites is regulated by the Akt pathway involving Pten and microRNA bantam. Genes Dev. 26, 1612-1625 (2012).
  20. Song, Y., et al. Regulation of axon regeneration by the RNA repair and splicing pathway. Nat Neurosci. 18, 817-825 (2015).
  21. Kato, K., Forero, M. G., Fenton, J. C., Hidalgo, A. The glial regenerative response to central nervous system injury is enabled by pros-notch and pros-NFkappaB feedback. PLoS Biol. 9, e1001133 (2011).
  22. Fang, Y., Soares, L., Teng, X., Geary, M., Bonini, N. M. A novel Drosophila model of nerve injury reveals an essential role of Nmnat in maintaining axonal integrity. Curr Biol. 22, 590-595 (2012).
  23. Xiong, X., et al. Protein turnover of the Wallenda/DLK kinase regulates a retrograde response to axonal injury. J Cell Biol. 191, 211-223 (2010).
  24. Brace, E. J., DiAntonio, A. Models of axon regeneration in Drosophila. Exp Neurol. 287, 310-317 (2017).
  25. Hao, Y., Collins, C. Intrinsic mechanisms for axon regeneration: insights from injured axons in Drosophila. Curr Opin Genet Dev. 44, 84-91 (2017).
  26. Galbraith, J. A., Terasaki, M. Controlled damage in thick specimens by multiphoton excitation. Mol Biol Cell. 14, 1808-1817 (2003).
  27. Sugimura, K., et al. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  28. Yanik, M. F., et al. Neurosurgery: functional regeneration after laser axotomy. Nature. 432, 822 (2004).
  29. Wu, Z., et al. Caenorhabditis elegans neuronal regeneration is influenced by life stage, ephrin signaling, and synaptic branching. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 15132-15137 (2007).
  30. Stone, M. C., Nguyen, M. M., Tao, J., Allender, D. L., Rolls, M. M. Global up-regulation of microtubule dynamics and polarity reversal during regeneration of an axon from a dendrite. Mol Biol Cell. 21, 767-777 (2010).
  31. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  32. Kang, H., Lichtman, J. W. Motor axon regeneration and muscle reinnervation in young adult and aged animals. J Neurosci. 33, 19480-19491 (2013).
  33. Duan, X., et al. Subtype-specific regeneration of retinal ganglion cells following axotomy: effects of osteopontin and mTOR signaling. Neuron. 85, 1244-1256 (2015).
  34. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
  35. Grueber, W. B., et al. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
  36. Buss, A., et al. NG2 and phosphacan are present in the astroglial scar after human traumatic spinal cord injury. BMC Neurol. 9, 32 (2009).
  37. McKeon, R. J., Jurynec, M. J., Buck, C. R. The chondroitin sulfate proteoglycans neurocan and phosphacan are expressed by reactive astrocytes in the chronic CNS glial scar. J Neurosci. 19, 10778-10788 (1999).
  38. Raabe, I., Vogel, S. K., Peychl, J., Tolic-Norrelykke, I. M. Intracellular nanosurgery and cell enucleation using a picosecond laser. J Microsc. 234, 1-8 (2009).
  39. Hutson, M. S., Ma, X. Plasma and cavitation dynamics during pulsed laser microsurgery in vivo. Phys Rev Lett. 99, 158104 (2007).
  40. Venugopalan, V., Guerra, A., Nahen, K., Vogel, A. Role of laser-induced plasma formation in pulsed cellular microsurgery and micromanipulation. Phys Rev Lett. 88, 078103 (2002).
  41. Bourgeois, F., Ben-Yakar, A. Femtosecond laser nanoaxotomy properties and their effect on axonal recovery in C. elegans. Opt Express. 16, 5963 (2008).
  42. O’Brien, G. S., et al. Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos. J Vis Exp. , (2009).
  43. Tsai, P. S., et al. Plasma-mediated ablation: an optical tool for submicrometer surgery on neuronal and vascular systems. Curr Opin Biotechnol. 20, 90-99 (2009).
  44. Chung, S. H., Clark, D. A., Gabel, C. V., Mazur, E., Samuel, A. D. The role of the AFD neuron in C. elegans thermotaxis analyzed using femtosecond laser ablation. BMC Neurosci. 7, 30 (2006).
  45. Williams, W., Nix, P., Bastiani, M. Constructing a low-budget laser axotomy system to study axon regeneration in C. elegans. J Vis Exp. , (2011).

Tags

DrosophilaIn Vivo Injury ModelNeuroregenerationPeripheral Nervous SystemCentral Nervous SystemLive ImagingTwo-photon Laser Axotomy/dendriotomyGenetic ToolboxScreeningAxon RegenerationDendritic RegenerationNeurodegenerative DiseasesNeuron-glia InteractionsLarval CollectionCulture BottlesGrape Juice Agar PlateImagingTwo-photon MicroscopeGFPLaser IntensityPNS InjuryVNC Injury

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Li, D., Li, F., Guttipatti, P., Song, Y. A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System. J. Vis. Exp. (135), e57557, doi:10.3791/57557 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image