Summary

En Drosophila In Vivo skada modell för att studera Neuroregeneration i perifera och centrala nervsystemet

Published: May 05, 2018
doi:

Summary

Här presenterar vi ett protokoll med de Drosophila sensoriska neuron – dendritiska arborization (da) neuron skada modell, som kombinerar i vivo live imaging, två-photon laser axotomy/dendriotomy och kraftfull flyga genetiska verktygslådan, som en plattform för screening potentiella projektansvariga och hämmare av neuroregeneration.

Abstract

Återväxt kapaciteten av skadade nervceller reglerar neuroregeneration och funktionell återhämtning efter nervsystemet trauma. Under de senaste decennierna, har olika inre och yttre hämmande faktorer inblandade i begränsningen av axon förnyelse identifierats. Helt enkelt ta bort dessa hämmande signaler är emellertid otillräckliga för framgångsrika regenerering, som visar förekomsten av ytterligare reglerande maskiner. Drosophila melanogaster, bananflugan, delar evolutionärt bevarade gener och signalvägar med ryggradsdjur, inklusive människan. Kombinera kraftfull genetisk verktygslådan av flugor med två-photon laser axotomy/dendriotomy, beskriver vi här Drosophila sensoriska neuron – dendritiska arborization (da) neuron skada modell som en plattform för systematiskt screening för roman regenerering regulatorer. Kort, detta paradigm omfattar en) utarbetande av larver, b) lesion induktion till dendrite(s) eller axon(s) med en två-photon laser, c) live confocal imaging efter skada och d) dataanalys. Vår modell gör mycket reproducerbara skada enda märkt nervceller, axoner och dendriter av väldefinierade neuronala undertyper, i både perifera och centrala nervsystemet.

Introduction

Axons oförmåga att regenerera efter en skada det centrala nervsystemet (CNS), kan leda till permanent funktionsnedsättning hos patienter, och spelar också en roll i de irreversibla neurologiska bortfall i neurodegenerativa sjukdomar1,2 ,3,4,5. CNS miljön, liksom inneboende tillväxt förmågan av nervceller, avgör om axoner är att regenererar efter trauma. Extracellulära faktorer från oligodendrocyte, astroglial och fibroblastic källor har visat sig hämma nervcellernas tillväxt4,6,7,8, men i eliminering av dessa molekyler endast tillåter begränsad groning5. Inneboende regenerering signaler kan påverka regenerativ framgång5,9 och representerar potentiella terapeutiska mål, men dessa processer är fortfarande inte väldefinierade på molekylär nivå. Ökningar av trofiska faktor signalering eller eliminering av endogena bromsar, såsom Pten fosfatas-10, kan resultera i axonal förnyelse under vissa omständigheter. Kombinationer av olika metoder som visat sig vara individuellt effektivt också endast ge begränsad total återhämtning hittills11,12,13,14. Därför, det finns ett desperat behov att identifiera ytterligare vägar för riktad terapi. Förutom inledande av axon återväxt, huruvida och hur axoner re-tråd till rätt mål, reformen synaps specificitet, och uppnå funktionell återhämtning är viktiga obesvarade frågor.

Sammanfattningsvis är aktuell kunskap om de maskiner som dikterar axon regenerering fortfarande mycket fragmentariska. Del av problemet är den tekniska svårigheten av att studera axon förnyelse i däggdjur i realtid, ett arbetssätt som är dyrt, tidskrävande och utmanande för att genomföra storskaliga genetiska skärmar. Drosophila melanogaster, däremot, har visat sig vara ett exceptionellt kraftfulla system för studier av komplexa biologiska frågor. Bananflugan har varit avgörande för definiera gener och signalering vägar som bevaras påfallande hos människa och har varit en framgångsrik modell för studier av människans villkor, såsom neurodegenerativa sjukdomar, genom vidsträckta molekylärgenetik verktyg tillgängliga att manipulera gen funktion15. I synnerhet anses bananflugor vara ett idealiskt verktyg för upptäckten av gener som är involverade i neurala skador och återväxt15,16. Flera flyga neurala skada modeller har utarbetats, inklusive vuxen-huvudet eller larvformer ventrala nerv sladd (VNC) stickande med nålar, larval VNC eller nerv krossa med pincett, larval neuron laser axotomy, luktreceptor neuron borttagning, bladsticklingar hjärnskada, och perifera nerver lesion av wing avgångsvederlag15,17,18,19,20,21,22,23. Excitingly, har senaste arbete utnyttja Drosophila skada modellerna avancerade vår förståelse av cellulär och genetisk vägar används av nervsystemet för att bemöta neurala skador, av vilka några har visat sig vara bevarad i däggdjur24 ,25. Igen, Detta betonar nyttan av denna modellorganism för att identifiera nya mekanismer av neurala reparation.

Beskrivs här är en två-photon laserbaserad Drosophila larval sensoriska neuron skador modell. En två-photon laser användes först klippa axoner i zebrafiskar i vivo i 200326. I samma år spelades den första laser-dendriotomy i Drosophila använder en pulsad kväve laser27. Kort därefter använde flera C. elegans labs femtosecond lasrar för att upprätta modeller av axon regenerering28. I 2007, Wu och kollegor jämfört och redovisas skillnaderna mellan laser skador i C. elegans induceras av olika typer av lasrar29. 2010 visades första gången axon förnyelse efter laser axotomy förekomma i Drosophila30. Bygga på denna omfattande laser skada litteratur, har vi utvecklat en flyga neurala skada modell med två-photon lasern, som tillåter exakta induktion av skada till riktade webbplatser med minimal störning av angränsande vävnader, som ger en relativt ren system för att studera både inre och yttre egenskaper av neuroregeneration med encelliga upplösning. Specifikt, har vi en uppsättning skada metoder för dendritiska arborization (da) sensoriska nervceller i både det perifera nervsystemet (PNS) och CNS. Da nervceller kan grupperas i fyra olika klasser kännetecknas främst av deras dendrite förgrenade komplexitet: klass I till IV31. Våra publicerade arbete visar att da neuron förnyelse liknar däggdjur skada modeller på fenotypisk och molekylär nivå: da nervceller Visa klass specifika förnyelse egenskaper, med klass IV men inte klass I eller III da nervceller uppvisar förnyelse i den PNS; klass IV da neuron axoner regenerera kraftfullt i periferin, men deras regenerativ potential reduceras dramatiskt i CNS, som därmed liknar dorsalrotsganglier ganglion (DRG) nervceller i däggdjur. förbättra mTOR aktiviteten via Pten förbättrar radering eller Akt överuttryck axon förnyelse i flugan CNS19. Utnyttja denna skada modell, vi har varit utför genetiska skärmar och har identifierat enzymet RNA bearbetning Rtca som en evolutionärt bevarade hämmande faktor för axon regenerering, länka axon skada till cellulär stress och RNA modifiering20 .

I den presenteras paradigmen induceras skadan via laser axotomy/dendriotomy av larval klass IV eller III da nervceller, märkt av ppk-CD4-tdGFP eller 19-12-Gal4, UAS-CD4-tdGFP, repo-Gal80, respektive. Skadan som utförs på 2nd till 3rd instar larver på runt 48-72 h efter värpning (h AEL). För PNS är axotomy lesionen riktad till avsnittet axon ~ 20-50 µm bort från cellkroppen, för CNS axotomy till ett område ~ 20 µm i diameter vid commissure korsningen i VNC och dendriotomy till de primära dendritiska gren punkterna. Samma neuron är avbildade på 8-24 h efter skada (AI) att bekräfta fullständig transection och på 48-72 h AI att bedöma regenerering. Genom time-lapse confocal imaging, kan den degeneration och regeneration av enskilda axoner/dendriter som har varit skadade i vivo övervakas över tid.

Protocol

1. beredning av kultur tallrikar och flaskor Beredning av druvsaft agarplattor Tillsätt 10 g agar pulver, 200 mL grape juice och 192 mL ddH2O i en bägare och mikrovågsugn i ca 4-5 min, under omrörning emellanåt tills ägarn är helt upplöst. I ett dragskåp, kyla ner lösningen till ca 60 ° C. Lägga till 4,2 mL 95% etanol och 4,0 mL isättika. Justera den totala volymen av lösningen på 400 mL med ddH2O. Blanda väl. För varje 35 mm plåt, Lägg till…

Representative Results

Da nervceller visar differentiell föryngring potential mellan den perifera och centrala nervsystemet samt klass specificitet. Detta ger unika möjligheter till skärmen för romanen faktorer som krävs för axon regenerering (med klass IV PNS skada), samt de som är hämmande för regenerering (med klass IV CNS skada och klass III PNS skada). Axon förnyelse i PNS Som ex…

Discussion

När inställningen upp farten korsar, kan antalet honor och hanar som används variera beroende på genotyperna och antalet larver som behövs för specifika experiment. För WT flugor använder typisk cross 10 tikar och 5 hanar. Fönstret samling kan reduceras, beroende på riktigheten av den larver ålder som krävs. Exempelvis ger en 2-h kredittid larver av en mer homogen befolkning. I det här fallet hjälper använder hondjur 20 eller mer oskuld för att ställa in korsen ge tillräcklig ägg. Avkastningen från de…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi tackar Jessica Goldshteyn för teknisk support. Arbete i låt labbet finansieras av NIH bidraget R00NS088211, och de intellektuella och utvecklingsstörningar Research Center (IDDRC) nya Program Development Award.

Materials

Diethyl ether, ACS reagent, anhydrous Acros Organics AC615080010
Halocarbon 27 Oil Genesee Scientific 59-133
Phosphate buffered saline (PBS), 20x Concentrate, pH 7.5, supplier # E703-1L VWR 97062-948 
Agar powder, Alfa Aesar, 500GM VWR AAA10752-36
Grape juice Welch’s
Ethanol 95% (Reagent Alcohol 95%) VWR 64-17-5
Acetic acid Sigma-Aldrich A6283
Propionic Acid J.T.Baker U33007
Cover Glasses: Rectangles Fisher Scientific 12-544-D 50 mm X 22 mm
Zeiss LSM 880 laser scanning microscope Zeiss
Zen software Zeiss
Chameleon Ultra II Coherent

References

  1. Yakura, J. S. . Recovery following spinal cord injury. , (1996).
  2. Harel, N. Y., Strittmatter, S. M. Can regenerating axons recapitulate developmental guidance during recovery from spinal cord injury?. Nature reviews. Neuroscience. 7, 603-616 (2006).
  3. Jurewicz, A., Matysiak, M., Raine, C. S., Selmaj, K. Soluble Nogo-A, an inhibitor of axonal regeneration, as a biomarker for multiple sclerosis. Neurology. 68, 283-287 (2007).
  4. Yiu, G., He, Z. Glial inhibition of CNS axon regeneration. Nat Rev Neurosci. 7, 617-627 (2006).
  5. Sun, F., He, Z. Neuronal intrinsic barriers for axon regeneration in the adult CNS. Curr Opin Neurobiol. , (2010).
  6. Liu, B. P., Cafferty, W. B., Budel, S. O., Strittmatter, S. M. Extracellular regulators of axonal growth in the adult central nervous system. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 361, 1593-1610 (2006).
  7. Liu, K., Tedeschi, A., Park, K. K., He, Z. Neuronal intrinsic mechanisms of axon regeneration. Annu Rev Neurosci. 34, 131-152 (2011).
  8. Schwab, M. E., Strittmatter, S. M. Nogo limits neural plasticity and recovery from injury. Curr Opin Neurobiol. 27, 53-60 (2014).
  9. He, Z., Jin, Y. Intrinsic Control of Axon Regeneration. Neuron. 90, 437-451 (2016).
  10. Park, K. K., et al. Promoting axon regeneration in the adult CNS by modulation of the PTEN/mTOR pathway. Science. 322, 963-966 (2008).
  11. Geoffroy, C. G., Hilton, B. J., Tetzlaff, W., Zheng, B. Evidence for an Age-Dependent Decline in Axon Regeneration in the Adult Mammalian Central Nervous System. Cell Rep. 15, 238-246 (2016).
  12. Geoffroy, C. G., et al. Effects of PTEN and Nogo Codeletion on Corticospinal Axon Sprouting and Regeneration in Mice. J Neurosci. 35, 6413-6428 (2015).
  13. Jin, D., et al. Restoration of skilled locomotion by sprouting corticospinal axons induced by co-deletion of PTEN and SOCS3. Nat Commun. 6, 8074 (2015).
  14. Wang, X., et al. Axonal regeneration induced by blockade of glial inhibitors coupled with activation of intrinsic neuronal growth pathways. Exp Neurol. 237, 55-69 (2012).
  15. Fang, Y., Bonini, N. M. Axon degeneration and regeneration: insights from Drosophila models of nerve injury. Annual review of cell and developmental biology. 28, 575-597 (2012).
  16. Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly. Neuron. 72, 202-230 (2011).
  17. Leyssen, M., et al. Amyloid precursor protein promotes post-developmental neurite arborization in the Drosophila brain. The EMBO journal. 24, 2944-2955 (2005).
  18. MacDonald, J. M., et al. The Drosophila cell corpse engulfment receptor Draper mediates glial clearance of severed axons. Neuron. 50, 869-881 (2006).
  19. Song, Y., et al. Regeneration of Drosophila sensory neuron axons and dendrites is regulated by the Akt pathway involving Pten and microRNA bantam. Genes Dev. 26, 1612-1625 (2012).
  20. Song, Y., et al. Regulation of axon regeneration by the RNA repair and splicing pathway. Nat Neurosci. 18, 817-825 (2015).
  21. Kato, K., Forero, M. G., Fenton, J. C., Hidalgo, A. The glial regenerative response to central nervous system injury is enabled by pros-notch and pros-NFkappaB feedback. PLoS Biol. 9, e1001133 (2011).
  22. Fang, Y., Soares, L., Teng, X., Geary, M., Bonini, N. M. A novel Drosophila model of nerve injury reveals an essential role of Nmnat in maintaining axonal integrity. Curr Biol. 22, 590-595 (2012).
  23. Xiong, X., et al. Protein turnover of the Wallenda/DLK kinase regulates a retrograde response to axonal injury. J Cell Biol. 191, 211-223 (2010).
  24. Brace, E. J., DiAntonio, A. Models of axon regeneration in Drosophila. Exp Neurol. 287, 310-317 (2017).
  25. Hao, Y., Collins, C. Intrinsic mechanisms for axon regeneration: insights from injured axons in Drosophila. Curr Opin Genet Dev. 44, 84-91 (2017).
  26. Galbraith, J. A., Terasaki, M. Controlled damage in thick specimens by multiphoton excitation. Mol Biol Cell. 14, 1808-1817 (2003).
  27. Sugimura, K., et al. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  28. Yanik, M. F., et al. Neurosurgery: functional regeneration after laser axotomy. Nature. 432, 822 (2004).
  29. Wu, Z., et al. Caenorhabditis elegans neuronal regeneration is influenced by life stage, ephrin signaling, and synaptic branching. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 15132-15137 (2007).
  30. Stone, M. C., Nguyen, M. M., Tao, J., Allender, D. L., Rolls, M. M. Global up-regulation of microtubule dynamics and polarity reversal during regeneration of an axon from a dendrite. Mol Biol Cell. 21, 767-777 (2010).
  31. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  32. Kang, H., Lichtman, J. W. Motor axon regeneration and muscle reinnervation in young adult and aged animals. J Neurosci. 33, 19480-19491 (2013).
  33. Duan, X., et al. Subtype-specific regeneration of retinal ganglion cells following axotomy: effects of osteopontin and mTOR signaling. Neuron. 85, 1244-1256 (2015).
  34. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
  35. Grueber, W. B., et al. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
  36. Buss, A., et al. NG2 and phosphacan are present in the astroglial scar after human traumatic spinal cord injury. BMC Neurol. 9, 32 (2009).
  37. McKeon, R. J., Jurynec, M. J., Buck, C. R. The chondroitin sulfate proteoglycans neurocan and phosphacan are expressed by reactive astrocytes in the chronic CNS glial scar. J Neurosci. 19, 10778-10788 (1999).
  38. Raabe, I., Vogel, S. K., Peychl, J., Tolic-Norrelykke, I. M. Intracellular nanosurgery and cell enucleation using a picosecond laser. J Microsc. 234, 1-8 (2009).
  39. Hutson, M. S., Ma, X. Plasma and cavitation dynamics during pulsed laser microsurgery in vivo. Phys Rev Lett. 99, 158104 (2007).
  40. Venugopalan, V., Guerra, A., Nahen, K., Vogel, A. Role of laser-induced plasma formation in pulsed cellular microsurgery and micromanipulation. Phys Rev Lett. 88, 078103 (2002).
  41. Bourgeois, F., Ben-Yakar, A. Femtosecond laser nanoaxotomy properties and their effect on axonal recovery in C. elegans. Opt Express. 16, 5963 (2008).
  42. O’Brien, G. S., et al. Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos. J Vis Exp. , (2009).
  43. Tsai, P. S., et al. Plasma-mediated ablation: an optical tool for submicrometer surgery on neuronal and vascular systems. Curr Opin Biotechnol. 20, 90-99 (2009).
  44. Chung, S. H., Clark, D. A., Gabel, C. V., Mazur, E., Samuel, A. D. The role of the AFD neuron in C. elegans thermotaxis analyzed using femtosecond laser ablation. BMC Neurosci. 7, 30 (2006).
  45. Williams, W., Nix, P., Bastiani, M. Constructing a low-budget laser axotomy system to study axon regeneration in C. elegans. J Vis Exp. , (2011).

Play Video

Cite This Article
Li, D., Li, F., Guttipatti, P., Song, Y. A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System. J. Vis. Exp. (135), e57557, doi:10.3791/57557 (2018).

View Video