Abstract
Surveillance des virus de l'influenza A chez le porc est essentielle à la santé humaine et animale en raison de la grippe A virus évolue rapidement dans les populations de porcs et de nouvelles souches sont continuellement en train d'émerger. Porcine sont en mesure d'être infecté par diverses lignées de virus influenza A qui les rend hôtes importants pour l'émergence et le maintien de la nouvelle grippe A souches de virus. L'échantillonnage des porcs dans divers contextes tels que les fermes commerciales porcs, les foires agricoles et les marchés d'animaux vivants est important de fournir une vue complète des souches actuellement en circulation IAV. L'ante-mortem technique d'échantillonnage de l'étalon-or actuel (collecte des écouvillons nasaux) est un travail intensif car il nécessite la contention physique des porcs. Lingettes nasales impliquent frotter un morceau de tissu à travers le groin du porc avec peu ou pas de retenue de l'animal. Le nasale essuyer procédure est simple à réaliser et ne nécessite pas de personnel avec vétérinaire ou de formation professionnelle de la manipulation des animaux. Wien que légèrement moins sensibles que les écouvillons nasaux, les taux de détection de virus et d'isolement sont suffisants pour faire nasale essuie une alternative viable pour l'échantillonnage de porcs individuels lorsque les méthodes d'échantillonnage faible de stress sont nécessaires. Le protocole de procédure décrit les étapes nécessaires pour recueillir une nasale viable essuyer d'un porc individuel.
Introduction
Les virus grippaux A (IAV) provoquent des maladies respiratoires chez de nombreuses espèces, y compris les oiseaux domestiques, les porcs et les humains. En raison de réassortiment du génome IAV segmenté évolution virale rapide peut se produire et de nouvelles souches IAV sortir fréquemment. Les porcs sont une espèce qui peut servir comme une cuve de mélange pour réassortiment des IAV d'espèces hôtes multiples. 1 Il existe actuellement trois principaux sous-types de l'IAV couramment circulant chez les porcs en Amérique du Nord (H1N1, H1N2, H3N2), mais de multiples introductions de VIA de l'homme ont a conduit à une vaste diversité IAV au sein de ces sous-types. 2 évolution rapide des IAV infectant les porcs a été évidente depuis 1998 quand un triple réassorti IAV contenant des segments de gènes provenant de virus humain, aviaire et porcine 3 est répandue chez les porcs aux États-Unis. 4 Le gène interne segments de cette triple réassorti IAV restent très fréquente chez IAV infectant actuellement porcine. 5
"> Dans le monde entier, l'IAV est une cause importante de maladie respiratoire chez les porcs présentant des signes cliniques typiques comprennent la fièvre, anorexie, léthargie, toux, respiration laborieuse, les éternuements, l'écoulement nasal et le gain de poids insuffisant. IAV peut être particulièrement coûteux pour semer fermes où la reproduction échec en raison de la fièvre induite IAV et de porcelets chétifs-né ont été documentés. 6,7 Aux États-Unis, l'IAV est couramment détectée dans les troupeaux de porcs commerciaux et la diversité antigénique et génomique étendue et l'évolution continue entre IAV porcine infecter a entravé le contrôle de cette virus. 11/08Santé Les préoccupations du public au sujet de l'émergence d'une souche IAV pandémie résultant d'un réassortiment chez le porc ont été réalisé en 2009 quand un IAV porcine lignée contenant des segments de gènes de la lignée porcine nord-américaine triple réassorti et la lignée porcine aviaire de type eurasien causé une pandémie mondiale chez les humains. 12 Le virus pandémique (A (H1N1) pdm09) a depuisréassorti avec des porcs souches endémiques IAV 13,14 et certaines de ces nouvelles souches ont été réassortis transmis en retour à l'homme. 15 La fréquence des événements réassortiment et émergence de nouvelles souches IAV à potentiel pandémique rend la surveillance active des virus circulant chez les porcs IAV impératif, en particulier à l'interface de porc-humain.
L'interface de la peste humaine est important pour bi-directionnel de la transmission interespèces de l'IAV. Human-à-porcine transmission se produisant dans la production porcine commerciale est responsable d'une grande quantité de IAV diversité actuellement présent dans la population porcine. Les foires agricoles sont les plus grands paramètres de la mêlage des personnes et des porcs aux États-Unis et sont des sites pour la transmission zoonotique de l'IAV. 15-21 En 2012 connus, lors de l'épidémie de variante H3N2 IAV, 93% des cas signalés à la fréquentation une foire agricole dans les jours précédant l'apparition de la maladie. 15 L'analyse génomiquedes isolats viraux provenant de porcs d'exposition par rapport aux isolats humains confirmé transmission zoonotique. porcine 21 Exposition infectés par IAV souvent ne présentent pas de signes cliniques de la maladie, 21-23 indiquant la nécessité de tests de diagnostic directs.
L'échantillonnage des porcs visiblement malades ne suffira pas à réussir à identifier la prévalence IAV chez les porcs et ne peut être invoquée pour identifier de nouvelles souches de l'IAV émergents parmi les porcs. La surveillance active est absolument nécessaire pour la détection des souches émergentes de l'IAV chez le porc et d'évaluer leur menace à la fois pour les porcs et la santé publique. La plupart des activités de surveillance IAV sont volontaires et donc des méthodes peu perturbateurs sont nécessaires. Les trois principales procédures de prélèvement d'échantillons ante mortem pour IAV infecter les porcs sont: écouvillons nasaux, des fluides oraux, et les lingettes nasales. Les recommandations actuelles pour échantillonner porcine individuelle pour détecter liste IAV l'insertion de fibres synthétiques écouvillons dans les narines comme la méthode préféréepour recueillir les sécrétions nasales et les cellules épithéliales. 24,25 Parce que les porcs peuvent essayer d'éviter cette procédure, une équipe de personnel qualifié doit retenir porcs soit manuellement ou avec un piège en fonction de la taille de l'animal. 26 Le processus de retenue est laborieuse pour le personnel et stressant pour les porcs. En outre, l'exposition des porcs sont souvent impliqués dans plusieurs compétitions à une foire de sorte que la perception de stress supplémentaire sur un animal de la concurrence peut faire propriétaires résistant aux efforts de surveillance.
Avec probabilités de détection IAV allant de 80-100% dans IAV troupeaux infectés, fluides oraux sont devenus une alternative populaire aux écouvillons nasaux pour la détection moléculaire de l'IAV dans les populations de porcs. 27,28 De plus, les fluides oraux peut offrir une fenêtre plus large de détection IAV que écouvillons nasaux après l'infection initiale. Cependant, l'isolement de l'IAV fluides oraux a été problématique avec seulement 50% des tentatives d'isolement du virus entraînant IAV récupération. 29
Utilisation de lingettes nasales en lieu et place des écouvillons nasaux cours de la surveillance chez les porcs IAV surmonte les limitations décrites ci-dessus. Lingettes nasales ne nécessitent pas l'utilisation d'un piège de retenue et peuvent être effectuées sans stresser les animaux ou les témoins de la procédure. Formation technique minimale est nécessaire pour recueillir des lingettes nasales, ce qui permet aux professionnels non-vétérinaires, y compris les propriétaires de porcs, de recueillir les échantillons de surveillance. Lingettes nasaux ont été précédemment par rapport aux écouvillons nasaux pour la détection et l'isolement des virus de la grippe A et le 30 protocole détaillé pour cette méthode non invasive d'échantillonnage est décrite ci-dessous.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tous les porcs utilisés pour la collecte des données suivantes ont été protégés en vertu de la Commission institutionnelle soin et l'utilisation des animaux Ohio State University (utilisation animale numéro de protocole 2009A0134-R1).
1. Préparation de transport viral moyen de prélèvement des échantillons et flacons
- Ajouter 37 g de Brain Heart Infusion à 900 ml d'eau purifiée et bien mélanger avec une barre d'agitation et d'agitateur magnétique tout en chauffant à 70 ° C pour dissoudre complètement la poudre.
- Autoclaver le bouillon à 121 ° C pendant 15 min. Laisser refroidir sur la paillasse jusqu'à ce que le bouillon atteigne la température ambiante. Réfrigérer à 4 ° C pendant la nuit si nécessaire.
- Dissoudre, par mélange avec un barreau d'agitation magnétique, 6,02 g de sel de sodium de pénicilline G et 10 g de sulfate de streptomycine dans 50 ml d'eau purifiée à la température ambiante. Ajouter de l'eau purifiée supplémentaire pour porter le volume total à 100 ml. Filtrer la solution à travers une membrane de 0,22 um de polyéthersulfone dans un flacon stérile.
- Ajouter stérilement la pénicilline filtré et la solution de streptomycine dans le cerveau refroidi Heart Infusion Broth et bien mélanger (barre d'agitation ou turbulence flacon à la main) pour rendre le milieu de transport viral.
- Aseptiquement tester le pH du milieu de transport viral; si nécessaire, ajuster le pH à 7,4 ± 0,2 en utilisant du HCl ou du NaOH.
- Effectuer des tests d'assurance qualité sur le milieu de transport viral en testant pour la grippe A protéine de matrice du virus par RT-PCR, comme décrit par Zhang et Harmon. 22
- Distribuer 5 ml de milieu de transport viral dans des bouteilles en polyéthylène haute densité stériles avec capacité de 8 ml. Étiqueter les flacons pour une utilisation dans le domaine.
- Conserver les flacons prêts à l'emploi dans cryo-boîtes standards à -20 ° C jusqu'à ce que la collecte de l'échantillon.
2. Collecte des nasale Lingettes de porcs
- Décongeler le nombre approprié de flacons immédiatement avant le prélèvement des échantillons; un flacon sera nécessaire par porc échantillonnée. Décongélation à mangertempérature dure environ 30 à 45 min. Conserver les flacons décongelés refroidir sur les paquets de glace jusqu'à utilisation.
- Don équipement de protection individuelle approprié que dictées par la situation (par exemple, une combinaison, des couvre-bottes, masque respiratoire, des bouchons d'oreille, etc.).
- Entrez dans la zone de l'animal. Si nécessaire, limiter le cochon à une petite zone mais ne retenir aucune. Ne pas réveiller de repos des animaux.
- Mettez une paire de gants d'examen jetables. Prenez soin de ne pas contaminer les gants par les porcs touchant, des personnes ou des objets inanimés.
- Utilisez une main gantée pour enlever un stériles 5,08 cm x 5,08 cm (2 po. X 2 po.) Coussin de gaze de coton de son emballage. Tampons de gaze stériles doivent être utilisées autant que possible. Tampons de gaze emballées individuellement sont plus faciles à utiliser que ceux enveloppé avec deux tampons de gaze par paquet.
- Maintenez le pad de gaze de coton avec les doigts d'une main exposer autant de la tablette que possible pour l'échantillonnage.
- Essuyez le tampon de gaze sur le museau du porc, en prenantdes précautions supplémentaires pour saisir les narines externes, si possible. Recueillir les sécrétions nasales visibles (environ 1 ml) avec le même tampon de gaze.
- Utilisation de la même main, plier le tampon de gaze sur lui-même pour faciliter le placement dans le flacon contenant le milieu de transport viral.
- Avec l'autre main, retirez le bouchon du flacon et placer la compresse de gaze plié dans le flacon. Reboucher le flacon et agiter le flacon pour assurer le mélange du tampon de gaze et de milieu de transport viral.
- Retirer les gants et les placer dans un récipient approprié. Changer de gants entre chaque porc.
- Vérifiez l'identifiant flacon. Numéro d'identification de porc, l'âge, le sexe, les signes cliniques, et d'autres notes jugées nécessaires par l'enquêteur.
- Réfrigérer les échantillons immédiatement après le prélèvement. Pensez à faire des aliquotes de l'échantillon avant de le congeler afin d'éviter de multiples cycles de gel-dégel. Dès que possible après la collecte, placer les échantillons sur glace sèche pour le transport au laboratoire. Conserver les flacons à -80° C jusqu'à ce que le test est initié.
3. Détection du virus grippal A Nucleic Acid
- Décongeler les échantillons dans un bain de perles sec 37 ° C pendant 5 min, puis terminer la décongélation les échantillons sur la paillasse à température ambiante pendant 20-30 min. L'addition simultanée de plusieurs flacons à billes entraîne le bain à chauffer; il faut être prudent pour ne pas surchauffer les flacons.
- Retirer 100 pi de milieu de transport viral pour l'extraction de l'ARN.
- Utiliser un débit élevé (format de plaque à 96 puits) magnétique de la plate-forme de talon pour extraire l'ARN à partir d'un grand nombre d'échantillons. 31
- Utilisation essais de PCR de la transcriptase inverse en temps réel pour la détection rapide de la grippe A de virus. 31
4. L'isolement du virus grippal A partir Lingettes nasaux
- Décongeler les échantillons comme décrit ci-dessus à la section 3.1
- Traiter les échantillons décongelés avec le sulfate de gentamicine (1000ug / ml), de l'amphotéricine B (22,5 pg / ml), et du sulfate de kanamycine (325 ug / ml).
- Inoculer dans Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) des cellules épithéliales comme décrit précédemment. 32
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
L'utilisation réussie de cette méthode donne des résultats RRT-PCR qui, accompagnée de l'utilisation d'un contrôle interne lors de l'extraction de l'ARN et RT-PCR, montrent des échantillons ne contiennent des inhibiteurs de PCR de tout débris de l'environnement ramassé lors de l'échantillonnage. Après inoculation échantillon, puits d'isolement du virus devraient être libres de débris de l'environnement visible de l'échantillon. Il ya un accord raisonnable entre les résultats RRT-PCR et les résultats d'isolement du virus avec la compréhension que la PCR donne souvent un taux positif supérieur IAV que l'isolement du virus, car PCR détecte acide nucléique viral, pas de virus nécessairement viable.
Les résultats montrent que les lingettes nasales sont une alternative utile aux écouvillons nasaux, qui sont la technique d'échantillonnage standard actuel de l'or pour l'IAV. Edwards et al. A effectué une comparaison des lingettes de museau et les écouvillons nasaux qui ont été collectées à partir de porcs dans les foires agricoles aux États-Unis au cours de 2013. Dans cette étude, les porcs ont été échantillonnées à la fois nasaleécouvillons nasaux et les lingettes et les échantillons ont été essai en parallèle avec RRT-PCR et l'isolement du virus. Edwards et al. déclaré la concordance à la fois pour la détection et l'isolement de l'IAV par RT-PCR et l'isolement du virus dans les cellules cultivées a été démontrée par la comparaison de la 553 écouvillon nasal jumelé nasale et essuyez échantillons. Sur ces 30 échantillons testés, 93,5% (517/553) des résultats des tests RRT-PCR étaient d'accord (tableau 1) et 92,4% (511/553) étaient d'accord en utilisant l'isolement du virus dans les cellules MDCK (tableau 2). 21 La sensibilité RRT-PCR estimé pour lingettes nasales par rapport aux écouvillons nasaux était 92,9% et la sensibilité de l'isolement IAV estimé pour lingettes nasales par rapport aux écouvillons nasaux était de 82,9%. Edwards et al., Précédemment noté que lingettes nasales qui étaient positifs à la fois par RT-PCR et l'isolement du virus en moyenne une valeur inférieure Ct (24,32) de lingettes nasaux qui étaient positifs par RT-PCR mais négatifs pour l'isolement du virus (Ct = 31,96). 21
Tableau 1: détection RT-PCR du virus grippal A partir des écouvillons nasaux et lingettes museau recueillies auprès porcine à 29 foires du comté (de Edwards et al (2014) utilitaire du museau lingette échantillons pour l'influenza A la surveillance du virus dans les populations de porcs d'exposition de la grippe et.. Autres virus respiratoires 8 (5), 574-579.
Tableau 2: Isolement du virus grippal A partir des écouvillons nasaux et lingettes museau recueillies auprès porcine à 29 foires du comté (de Edwards et al (2014) utilitaire du museau essuyer échantillons pour l'influenza A la surveillance du virus dans les populations de porcs d'exposition de la grippe et d'autres virus respiratoires.. 8 (5), 574-579).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Prélèvement d'échantillons provenant de porcs en utilisant des écouvillons nasaux polyester pointe est avéré utile dans la conduite de la surveillance IAV; Cependant, l'utilisation de la procédure de l'écouvillon nasal entrave les efforts de surveillance en raison de l'utilisation obligatoire de un piège à la retenue. Lingettes nasales représentent un raffinement des techniques porcine actuelles d'échantillonnage pour minimiser le stress sur les personnes et les porcs lors de la collecte de l'échantillon. Alors que la méthode a été développée et validée dans les paramètres exposition de porcs, il peut facilement être appliquée à d'autres situations où la détection ante mortem de l'IAV chez le porc est nécessaire (c. porcine commerciale, marchés d'animaux vivants, la recherche biomédicale, etc.)
Comme indiqué plus haut, le principal moteur de cette technique d'échantillonnage a été la population exposition porcine. Pendant les foires agricoles, les propriétaires de porcs sont en concurrence pour obtenir des récompenses financières et la notoriété basée sur la composition globale du cochon. Des preuves empiriques indiquent que si un cochon ne montre pas bien, osociété respectiv peuvent attribuer à le niveau de stress du porc au cours de retenue et de collecte de l'échantillon. Lingettes nasales sont utiles pour les efforts de surveillance qui impliquent des animaux individuels échantillonnage dans des milieux qui nécessitent une faible stress des animaux. La capacité à éviter la prise au collet et les porcs visiblement pénibles tout en effectuant le nasale essuyez technique a amélioré l'acceptation du public des efforts de surveillance VIA dans l'exposition porcine. 33 La faible nature du stress de la nasale essuyer procédé permet également bien adapté pour les fermes porcines commerciales. En outre, la nasale essuyer méthode peut aider à réduire les coûts, car il nécessite moins de personnel et ne prescrit pas de formation spécialisée.
En plus de tampons nasale, une autre forme couramment utilisée de détection de pathogènes dans porcine commerciale consiste à permettre porcs qui sont logés ensemble à mâcher sur une corde de coton qui a été placé dans leur enclos. Ils déposent fluides oraux qui peuvent être collectées à partir de la corde. 27,34,35 orale fluide collection produRésultats de la CES qui sont basés sur des échantillons prélevés à partir d'un groupe d'animaux et a des limitations pour les études de prévalence ou de transmission pathogène. En outre, l'IAV isolement des fluides oraux a été médiocre. 29 fluides oraux ont été utilisés pour les porcs individu, mais le temps nécessaire pour accrocher les cordes et pour les porcs pour saturer les cordes peuvent être inefficaces pour les ressources en personnel. 36 Utilisation de lingettes nasales permet pour la l'évaluation rapide des animaux individuels. La capacité à la fois de détecter et isoler de lingettes IAV nasales fournit un avantage distinct sur les fluides oraux. Comme d'autres méthodes d'échantillonnage, lingettes nasales peuvent être plus efficace lors de l'excrétion virale pic.
Il ya quelques limitations associées à la nasale Essuyez méthode qui devrait être pris en considération avant la mise en œuvre de la procédure. Les porcs sont des animaux curieux que root avec leur museau. Souvent, il ya plus de débris recueillis sur une nasale essuyer, par rapport aux écouvillons nasaux, en raison de l'environnement sale et humidela lingette contacts à l'extérieur du museau de porc. Le contact entre le substrat et nasale essuyer le racleur est limitée à une surface plus externe des voies respiratoires nasales de tampons, une situation qui se traduit souvent par un dépôt non intentionnelle de débris de l'environnement (c.-à litière, d'aliments, de fumier, etc.) sur le nasal lingettes. Ces contaminants environnementaux peuvent inhiber la PCR ou provoquer une toxicité cellulaire lors de tentatives d'isolement viral. La propreté de l'emplacement de l'échantillonnage et des niveaux de débris de l'environnement peut avoir besoin d'être évalués avant de procéder à nasale essuyer protocoles. L'apparition de contamination de l'environnement de lingettes nasales signifie également que IAV détecté avec cette méthode peut ne pas avoir été versé par l'animal testé, mais était présent dans l'environnement. Bien que la capacité d'attribuer un IAV isoler à un animal particulier peut ne pas être un sujet de préoccupation pour les activités de surveillance ou d'un troupeau en fonction des diagnostics, ce peut être une limitation à considérer pour laboratoire à base de trétudes de ansmission.
Une autre question qui doit être traitée avant de choisir cette méthode est le stockage et le transport d'espace accru que de grands nombres de nasale essuyer échantillons auront besoin. Les flacons utilisés pour les lingettes sont beaucoup plus grandes que les flacons de stockage 2 ml cryogéniques standards utilisés pour le stockage nasale écouvillon et prennent environ trois à quatre fois plus d'espace de congélateur pour le stockage à long terme et de l'espace refroidisseur pour le transport au laboratoire. Stocker des échantillons pour des périodes de temps prolongées à température ambiante, sous réfrigération ou congélation-décongélation les échantillons seront tous entraîner une diminution de la viabilité du virus. Un soin particulier doit être pris lors de la décongélation de ces échantillons. Parce que la gaze absorbe une grande partie du milieu de transport viral, les échantillons seront surchauffer rapidement dans un bain de perles sec. Surchauffe par inadvertance les échantillons au cours du processus de décongélation peut également entraîner une diminution de la viabilité du virus. Aussi, en raison de la reprise diminué IAV in vitro à partir lingettes maquetteARED de tampons, il est recommandé que nasale lingettes pas être utilisé dans des situations nécessitant une haute sensibilité pour la récupération de virus viable. 30
L'utilisation réussie de la surveillance IAV chez les porcs par la nasale essuyer méthode peut aboutir à une plus grande facilité de l'échantillonnage, l'acceptation accrue des efforts de surveillance, et moins de stress sur les animaux. Dans l'avenir, il peut être utile pour l'échantillonnage des porcs dès l'entrée à une foire ou pour des tests à faible stress de porcs individuels dans les troupeaux de porcs commerciaux. Cette méthode pourrait être étudiée pour détecter d'autres pathogènes respiratoires chez les porcs utilisation. Parce que les porcs jouent un rôle essentiel dans l'émergence de nouvelles souches IAV, a continué la surveillance active de l'IAV chez les porcs est critique. En tant que tel, cette méthode peut aider à l'enquête épidémiologique et de détection des souches émergentes de nouveaux IAV.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BBL Brain Heart Infusion | Becton, Dickinson and Company | 211059 | |
| Penicillin G Sodium Salt | MP Biomedicals, LLC | 021194537 | 1500 u/mg |
| Streptomycin Sulfate | AMRESCO LLC | 0382 | |
| Gentamicin Solution | Mediatech, Inc. | 30-005-CR | 50 mg/ml |
| Amphotericin B Solution | Fisher | S 24 25 | 250 ug/ml |
| Kanamycin Sulfate | Teknova | K2105 | 5000 ug/ml |
| TPP Rapid Filtermax System | TPP Techno Plastic Products AG | 99150 | |
| Nalgen Diagnostic Bottles | Thermo Scientific | 342002-9025 | HDPE with white PP closure |
| Dermacea Gauze Sponge, 8 ply | Covidien | 441211 | 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) |
| Nitrile Exam Gloves | Saftey Choice | 19-170-010 (A-D) |
References
- Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
- Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
- Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
- Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
- Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
- Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
- Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
- Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
- Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
- Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
- Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
- Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
- Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
- Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
- Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
- Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
- Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
- Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
- Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
- Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
- Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
- Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).
- Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).
- Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. Animal Restraint for Veterinary Professionals. , Mosby. (2006).
- Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
- Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
- Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
- Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
- Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).
- Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).
- Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
- Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
- Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
- Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
