Abstract
Überwachung der Influenza-A-Viren bei Schweinen ist entscheidend für die menschliche und tierische Gesundheit, weil Influenza A-Virus schnell entwickelt sich in Schweinepopulationen und neue Stämme werden laufend entstehen. Schweine sind in der Lage, die von verschiedenen Abstammungslinien von Influenza A-Virus so dass sie wichtige Wirte für die Entstehung und Aufrechterhaltung von neuartigen Influenza A-Virus-Stämmen infiziert werden. Sampling Schweine in diverse Einstellungen wie kommerziellen Schweinefarmen, landwirtschaftliche Messen und Märkten für lebende Tiere ist wichtig, einen umfassenden Überblick über die derzeit zirkulierenden IAV-Stämme bereitzustellen. Der aktuelle Goldstandard Schlachttier- Sampling-Technik (dh Sammlung von Nasenabstrichen) ist arbeitsintensiv, weil sie körperliche Zurückhaltung der Schweine erfordert. Nasen Tücher beinhalten Reiben eines Stückes Stoff durch die Schnauze des Schweins mit minimalen oder keiner Beeinträchtigung des Tieres. Die Nasen wischen Verfahren ist einfach durchzuführen und nicht Personal mit professionellen Veterinär- oder Tier Handling Ausbildung. While etwas weniger empfindlich als Nasenabstriche sind Virenerkennung und Isolation gewählten Standort gewährleisten, stellen Nasen wischt eine tragfähige Alternative zum Abtasten einzelner Schweine bei niedriger Belastung Probenahmeverfahren erforderlich sind. Das Verfahren Protokoll beschreibt die notwendigen Schritte, um eine lebensfähige Nasen sammeln wischen von einem einzelnen Schwein.
Introduction
Influenza-A-Viren (IAV) verursachen Atemwegserkrankungen in vielen Arten, darunter Hausgeflügel, Schweinen und Menschen. Durch Neuordnung der segmentierten IAV Genom schnelle virale Evolution kann auftreten, und neue IAV Stämme häufig auftauchen. Schweine sind eine Spezies, die als Mischgefäß für die Neuordnung der iAVS von mehreren Wirtsarten dienen können 1. Derzeit gibt es drei Haupttypen von IAV häufigsten verwendete unter den nordamerikanischen Schweinen (H1N1, H1N2, H3N2) im Umlauf, aber mehrere IAV Einführungen von Menschen haben innerhalb dieser Subtypen führte zu umfangreichen IAV Vielfalt. 2 schnelle Entwicklung der iAVS infizieren Schweine ist seit 1998, als eine dreifache Reassortante IAV enthält Gensegmente aus menschlichen, Vogelgrippe und Schweineviren 3 verbreitete sich unter den Schweinen in den Vereinigten Staaten deutlich. 4 Die interne Gen Segmente von diesem Dreifach Reassortante IAV vor sehr weit verbreitet unter iAVS derzeit infizieren Schweine. 5
"> Weltweit ist die IAV eine wesentliche Ursache für Atemwegserkrankungen bei Schweinen, in der typischen klinischen Symptome sind Fieber, Appetitlosigkeit, Lethargie, Husten, Atemnot, Niesen, Nasenausfluss und schlechte Gewichtszunahme. IAV kann besonders teuer werden, um Betriebe zu säen, wo Fortpflanzungs Versagen aufgrund von IAV induzierte Fieber und schwache geborenen Ferkel wurden dokumentiert 6,7 Innerhalb der Vereinigten Staaten. wird IAV üblicherweise in kommerziellen Schweinebeständen und der umfangreichen Antigens und Genoms Vielfalt und kontinuierlichen Weiterentwicklung unter IAV infizieren Schweine erfasst hat die Kontrolle über diese behindert Virus. 8-11Der öffentlichen Gesundheit über die Entstehung einer Pandemie IAV-Stamm von Reassortierung was Schweine wurden im Jahr 2009 realisiert werden, wenn ein Schwein-Linie IAV enthält Gensegmente aus dem Triple-Reassortante nordamerikanischen Schweine Abstammung und der eurasischen avian artigen Schweine Linie verursachte eine weltweite Pandemie beim Menschen. 12 Die Pandemie-Virus (A (H1N1) pdm09) verfügt seitmit endemischen Schweine neu angeordneten IAV Stämme 13,14 und einige dieser neu neu angeordneten Stämme zurück auf den Menschen übertragen worden. 15 Die Häufigkeit der Reassortierung Veranstaltungen und Entstehung neuer IAV Stämmen mit Pandemie-Potenzial macht die aktive Überwachung der zirkulierenden IAV-Viren bei Schweinen zwingend notwendig, vor allem an der Schweine-Mensch-Schnittstelle.
Die Schweine-Mensch-Schnittstelle ist für die bidirektionale Interspezies-Übertragung von IAV. Mensch-zu-Schweine-Übertragung in kommerziellen Schweineproduktion auftritt, ist für eine große Menge von IAV Vielfalt derzeit in der Schweinepopulation vorhanden verantwortlich. Landwirtschaftsmessen sind die größten Einstellungen für die comingling von Menschen und Schweinen in den Vereinigten Staaten und sind dafür bekannt Stellen für den zoonotischen Übertragung von IAV. 15-21 Im Jahr 2012, während des Ausbruchs einer Variante H3N2 IAV, 93% der Fälle berichtet, die Teilnahme an eine Landwirtschaftsmesse in den Tagen vor der Krankheitsbeginn. 15 Genomanalysevon Virusisolaten von Ausstellungs Schweinen gegenüber menschlichen Isolate bestätigte zoonotischen Übertragung. 21 Ausstellung Schweine mit IAV infiziert oft nicht klinischen Anzeichen von Krankheit, 21-23, die die Notwendigkeit einer direkten diagnostischen Tests zu zeigen.
Probenahme von sichtlich kranken Schweine allein nicht erfolgreich IAV Prävalenz identifizieren bei Schweinen und kann nicht herangezogen werden, um neue Stämme von IAV Schwellen unter den Schweinen zu identifizieren. Aktive Überwachung ist für die Erkennung von Schwellen Stämme von IAV in Schweinen und ihre Bedrohung sowohl für Schweine und die öffentliche Gesundheit zu beurteilen unbedingt notwendig. Die meisten IAV Überwachungstätigkeiten sind freiwillig und daher minimal störend Verfahren benötigt werden. Die drei großen Schlachttierprobensammelverfahren für IAV infizieren Schweine sind: Nasenabstrichen, Mundflüssigkeiten und Nasentücher. Aktuelle Empfehlungen zur Probenahme einzelnen Schweine zu IAV-Liste das Einfügen von Kunstfaser erkennen Abstrichtupfer in die Nasenlöcher als die bevorzugte Methodeum Nasensekret und Epithelzellen zu sammeln. 24,25 Da Schweine können versuchen, dieses Verfahren, ein Team von Fachpersonal muss Schweinen entweder manuell oder mit einer Schlinge, je nach Größe des Tieres zurückhalten zu vermeiden. 26. Die Zurückhaltung Prozess ist mühsam für die Personal und stressig für die Schweine. Zusätzlich Ausstellung Schweine sind oft in mehreren Wettbewerben auf einer Messe beteiligt, so dass die Wahrnehmung der zusätzlichen Stress auf einem Wettbewerb Tier Besitzer gegenüber den Überwachungs Anstrengungen unternehmen.
Mit Wahrscheinlichkeiten der IAV Erkennung im Bereich von 80-100% in IAV infizierten Beständen, haben Mundflüssigkeiten zu einer beliebten Alternative zu Tupfer für den molekularen Nachweis von IAV in Populationen von Schweinenasen. 27,28 Zusätzlich kann Mundflüssigkeiten ein breiteres Fenster der bereitzustellen IAV Erkennung als Nasenabstrichen nach Erstinfektion. Allerdings IAV isoliert von Mundflüssigkeiten problematisch gewesen mit nur 50% der Virusisolierung Versuche was IA29 V Erholung.
Verwenden Nasentücher anstelle von Nasenabstrichen bei IAV Überwachung in Schweinen überwindet die oben beschriebenen Einschränkungen. Nasal Tücher nicht die Verwendung eines Rückhalte Snare erfordern und ohne Belastung der Tiere oder Zeugen des Verfahrens durchgeführt werden. Minimale technische Ausbildung ist notwendig, um Nasenwischtücher, die nicht-Tierärzten, einschließlich Schweinebesitzer ermöglicht zu sammeln, um die Überwachungs Proben zu sammeln. Nasen Tücher wurden im Vergleich zu vorher Nasentupfer zum Nachweis und zur Isolierung von Influenza-A-Virus 30 und das detaillierte Protokoll für diese nicht-invasive Methode der Probenahme wird nachstehend beschrieben.
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Protocol
Alle Schweine in der Sammlung der folgenden Daten verwendet werden, wurden unter der Ohio State University Institutional Animal Care und Verwenden Committee geschützt (Tiernutzung Protokollnummer 2009A0134-R1).
1. Herstellung der Virustransportmedium und Probensammlung Vials
- In 37 g Brain Heart Infusion zu 900 ml gereinigtem Wasser und mischen mit einem Rührstab und einem Magnetrührer unter Erwärmen auf 70 ° C, um das Pulver vollständig aufzulösen.
- Autoklavieren der Brühe bei 121 ° C für 15 min. Kühle auf der Tischplatte, bis die Brühe Raumtemperatur erreicht. Im Kühlschrank bei 4 ° C über Nacht, wenn nötig.
- Aufzulösen, durch Mischen mit einem magnetischen Rührstab, 6,02 g Penicillin G-Natriumsalz und 10 g Streptomycinsulfat in 50 ml gereinigtem Wasser bei Raumtemperatur. Fügen zusätzliches gereinigtes Wasser, um das Gesamtvolumen auf 100 ml zu bringen. Die Lösung wird durch ein 0,22 um-Polyethersulfonmembran in eine sterile Flasche.
- Aseptisch das gefilterte Penicillin und Streptomycin-Lösung hinzufügen, in das gekühlte Brain Heart Infusion Broth und sorgfältig zu vermischen (Rührstab oder Wirbelkolben mit der Hand), um die Virustransportmedium zu machen.
- Aseptisch testen Sie den pH-Wert der Virustransportmedium; Bei Bedarf kann der pH-Wert auf 7,4 ± 0,2 mit HCl oder NaOH.
- Führen Sie Qualitätssicherungstests auf der Virustransportmedium durch die Prüfung für Influenza-A-Virus-Matrixprotein von rRT-PCR, wie von Zhang und Harmon beschrieben. 22
- Verzichtet werden 5 ml der viralen Transportmediums in sterile hochdichten Polyethylenflaschen mit 8 ml Kapazität. Beschriften Sie die Durchstechflaschen für den Einsatz im Feld.
- Bewahren Sie die ready-to-use Fläschchen in Standard-Kryo-Boxen bei -20 ° C bis zum Probensammlung.
2. Sammlung von Nasal Wipes von Swine
- Tauen die entsprechende Anzahl von Fläschchen unmittelbar vor der Entnahme zu probieren; ein Fläschchen wird pro Schwein Stichprobe benötigt. Das Auftauen bei RaumTemperatur dauert ca. 30-45 min. Halten Sie die aufgetauten Fläschchen kühl auf Eis Packs bis zur Verwendung.
- Don geeigneter persönlicher Schutzausrüstung, wie diktiert durch die Lage (zB Overalls, Überziehstiefel, Atemschutz, Gehörschutz, etc.).
- Geben Sie den Tierbereich. Bei Bedarf beschränken das Schwein auf einen kleinen Bereich aber nicht zurückhalten. Sie wecken nicht stillstehen Tiere.
- Setzen Sie auf ein Paar Einweguntersuchungshandschuhe. Darauf achten, dass die Handschuhe durch Berühren von Schweinen, Menschen oder leblose Gegenstände kontaminieren.
- Verwenden Sie einen Handschuh in ein steriles 5,08 cm × 5,08 cm zu entfernen (2 in. × 2 in.) Baumwolle Tupfer aus der Verpackung. Steriler Gaze-Pads verwendet werden, wann immer möglich. Einzeln verpackt Gaze-Pads sind bequemer, als die mit zwei Gazekompressen pro Paket verpackt zu verwenden.
- Halten Sie die Baumwolle Gaze mit den Fingerspitzen einer Hand so viel von der Unterlage wie möglich auszusetzen für die Probenahme.
- Wischen Sie die Gaze über den Schweineschnauze, wobeizusätzliche Pflege, um die äußeren Nasenlöcher, wenn möglich in Kraft. Sammeln sichtbaren Nasensekret (etwa 1 ml) mit dem selben Mullbausch.
- Mit der gleichen Seite, falten Sie die Gaze auf sich selbst, um die Platzierung in der Ampulle, die Virustransportmedium zu erleichtern.
- Mit der anderen Hand, entfernen Sie die Kappe von der Durchstechflasche und legen Sie das gefaltete Gaze in das Fläschchen. Verschließen Sie die Röhrchen und schütteln Sie das Fläschchen, um die Durchmischung der Gaze und Virustransportmedium zu gewährleisten.
- Die Handschuhe und in einen geeigneten Behälter zu entfernen. Handschuhe zwischen jedem Schwein ändern.
- Stellen Sie sicher, das Fläschchen Kennung. Nehmen Sie Schwein-Identifikationsnummer, Alter, Geschlecht, klinische Symptome und andere Notizen, die von Prüfer für erforderlich gehalten.
- Kühlen Sie die Proben sofort nach der Entnahme. Überlegen Sie sich Teilmengen der Probe vor dem Einfrieren zu mehreren Auftauen und Einfrieren vermeiden. So bald wie möglich nach der Entnahme, legen Sie die Proben auf Trockeneis für den Transport zum Labor. Lagern Sie die Fläschchen bei -80° C bis zum Test initiiert wird.
3. Der Nachweis von Influenza A Virus-Nukleinsäure
- Tauen Sie die Proben in einem 37 ° C Trockenperle Bad für 5 Minuten und dann beenden Auftauen der Proben auf dem Labortisch bei Raumtemperatur für 20-30 min. Die gleichzeitige Zugabe von mehreren Ampullen auf die Kügelchen führt dazu, daß das Bad zu erhitzen; Vorsicht ist geboten, um die Durchstechflaschen nicht überhitzen.
- Entfernen 100 ul Virustransportmedium für die RNA-Extraktion.
- Verwenden ein Hochdurchsatz (96-Well-Platte-Format), Magnetkügelchen Plattform zum Extrahieren von RNA, die aus einer großen Anzahl von Proben. 31
- Verwenden Sie Echtzeit-Reverse-Transkriptase-PCR-Tests zum schnellen Nachweis Influenza A-Virus. 31
4. Isolierung von Influenza A Virus vom Nasen Wipes
- Tauen Sie die Proben wie oben in Abschnitt 3.1 beschrieben
- Gönnen aufgetauten Proben mit Gentamicin-Sulfat (1.000ug / ml), Amphotericin B (22,5 & mgr; g / ml) und Kanamycinsulfat (325 ug / ml).
- Inokulieren in Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) Epithelzellen wie zuvor beschrieben. 32
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Representative Results
Erfolgreiche Anwendung dieser Methode ergibt rRT-PCR ergibt sich, dass, begleitet mit der Verwendung eines internen Kontroll während der RNA-Extraktion und rRT-PCR, hat Show Proben enthalten PCR-Inhibitoren in jedem Umwelt Trümmern hob während der Probenahme. Nach der Probenimpfung sollte Virusisolierung Brunnen frei von sichtbaren Umwelt Schutt aus der Probe. Es gibt vernünftige Vereinbarung zwischen rRT-PCR-Ergebnisse und die Virusisolierung Ergebnisse mit dem Verständnis, dass PCR ergibt oft eine höhere IAV positive Rate als die Virusisolierung wegen PCR erfasst viraler Nukleinsäure, die nicht unbedingt lebensfähigen Virus.
Ergebnisse zeigen, dass Nasen Tücher sind eine sinnvolle Alternative zu Tupfer, die der derzeitige Goldstandard Sampling-Technik für die IAV sind Nasen. Edwards et al. Durchgeführt, einen Vergleich der Schnauze Tüchern und Nasenabstrichen, die von Schweinen auf Landwirtschaftsmessen in den Vereinigten Staaten während 2013 In dieser Studie erhoben wurden, wurden Schweine mit beiden Nasen abgetastetTupfer und Nasen Tücher und die Proben wurden Test parallel rRT-PCR und Virusisolierung. Edwards et al. berichtete die Übereinstimmung sowohl für die Detektion und Isolation von IAV durch rRT-PCR und Virusisolierung in kultivierten Zellen wurde durch den Vergleich der 553 gepaart Nasenabstrich 30 dieser untersuchten Proben nachgewiesen und Nasenwischproben., 93,5% (517/553) von rRT-PCR Testergebnisse waren in Übereinstimmung (Tabelle 1) und 92,4% (511/553) waren in Übereinstimmung mit Virusisolierung in MDCK-Zellen (Tabelle 2). 21 Die geschätzte rRT-PCR-Empfindlichkeit für die nasale Tücher im Vergleich zum Nasentupfer war 92.9% und die geschätzte IAV Isolation Empfindlichkeit für die nasale Tücher im Vergleich zum Nasentupfer war 82.9%. Edwards et al., Zuvor angemerkt, dass Nasen Tücher, die von rRT-PCR und Virusisolierung positive beide waren im Durchschnitt eine niedrigere Ct-Wert (24,32) als Nasenwischtücher, die positiv durch rRT-PCR, aber negativ für die Virusisolierung (Ct = 31.96) waren. 21
Tabelle 1: rRT-PCR-Nachweis von Influenza-A-Virus von Nasenabstrichen und Schnauze Tücher von Schweinen 29 Jahrmärkten (gesammelt von Edwards et al (2014) Gebrauchs der Schnauze Wischproben für Influenza-A-Virus-Überwachung in Ausstellungsschweinepopulationen Influenza und.. andere respiratorische Viren 8 (5), 574-579.
Tabelle 2: Isolierung von Influenza-A-Virus von Nasenabstrichen und Schnauze Tücher von Schweinen 29 Jahrmärkten (gesammelt von Edwards et al (2014) Gebrauchs der Schnauze Wischproben für Influenza-A-Virus-Überwachung in Ausstellungsschweinepopulationen Grippe und andere Atemwegsviren.. 8 (5), 574-579.)
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Discussion
Sammeln von Proben von Schweinen unter Verwendung von Polyester-bestückte Nasenabstrichen hat bei der Durchführung von IAV Überwachung bewährt; jedoch die Verwendung des Nasenabstrich Verfahren behindert Überwachungsbemühungen aufgrund der erforderlichen Verwendung einer Schlinge zur Zurückhaltung. Nasal Tücher stellen eine Weiterentwicklung der aktuellen Schweinestichprobentechniken, um Stress auf die Menschen und Schweinen während der Probenahme zu minimieren. Während das Verfahren seit entwickelt und in Ausstellungsschweine Einstellungen validiert, kann es leicht auf andere Situationen angewendet werden, wo die Schlachttier Nachweis von IAV bei Schweinen erforderlich (dh kommerzielle Schweine, Märkten für lebende Tiere, die biomedizinische Forschung usw.)
Wie oben erwähnt, ist der wichtigste Treiber dieser Sampling-Technik war die Ausstellung Schweinepopulation. Während der Landwirtschaftsmessen, Schweinen Besitzer konkurrieren auf finanzielle Auszeichnungen und Bekanntheit zu verdienen bezogen auf die Gesamtzusammensetzung des Schweins. Anekdotische Evidenz zeigt, dass, wenn ein Schwein nicht gut zeigen, oentsprechenden Inhaber kann es bei der Zurückhaltung und Probenentnahme zur Stresslevel des Schweins zuzuschreiben. Nasal Tücher sind nützlich für die Überwachung Bemühungen, die Probennahme einzelner Tiere in Einstellungen, die niedriger Besatz Stress erfordern einzubeziehen. Die Fähigkeit, zu vermeiden, Fallenstellen und sichtbar belastend Schweine während der Durchführung der Nasenwischtechnik hat die öffentliche Akzeptanz der IAV Überwachungsbemühungen in Ausstellungs Schweinen verbessert. 33 Die geringe Beanspruchung der Natur der Nasen wischen Verfahren macht es auch gut zu kommerziellen Schweinefarmen geeignet. Darüber hinaus die Nasen wischen Methode kann helfen, die Kosten zu senken, weil sie weniger Personal benötigt und keine spezialisierte Ausbildung zu beauftragen.
Neben Tupfer nasal, eine andere häufig verwendete Form der Erregernachweis in kommerziellen Schweine beinhaltet so Schweinen, die zusammengebracht werden, um auf einer Baumwollseil, die in ihrem Stift platziert wurde kauen. Sie hinterlegen die orale Flüssigkeiten, die aus dem Seil aufgefangen werden kann. 27,34,35 Oral Fluidsammel produces Ergebnisse, die mit Proben aus einer Gruppe von Tieren gesammelt basieren und hat Beschränkungen für den Erreger Prävalenz bzw. Übertragungsstudien. Zusätzlich IAV isoliert von Mundflüssigkeiten ist schlecht. 29 Oral Flüssigkeiten für einzelne Schweinen verwendet worden, aber die Zeit, um die Seile zu hängen und für die Schweine, die Seile zu sättigen kann ineffizient für Personalressourcen sein. 36 Verwenden Nasen Tücher ermöglicht die schnelle Auswertung der einzelnen Tiere. Die Fähigkeit, sowohl zu detektieren und zu isolieren, IAV von Nasen Tücher stellt einen deutlichen Vorteil gegenüber der Mundflüssigkeiten. Wie andere Probenahmeverfahren kann Nasen Tücher während der Spitzenvirusausscheidung am effektivsten zu sein.
Es gibt einige Einschränkungen mit der Nasen zugehörigen Wischverfahren, die vor der Durchführung des Verfahrens berücksichtigt werden sollten. Schweine sind neugierige Tiere, die mit ihren Schnauzen verwurzeln. Oft gibt es mehr Schmutz auf einer nasalen wischen gesammelt, im Vergleich zur nasalen Abstrichen, weil der feuchten, schmutzigen Umgebungdie Wischkontakte an der Außenseite der Saugrüssel. Der Kontakt zwischen dem Nasentuchsubstrat und das Schwein ist es, eine äußere Oberfläche der Atemwege als Nasenabstrichen, eine Situation, die häufig zu einem unbeabsichtigten Ablagerung von Umwelt Schutt (dh Bettwäsche, Futtermitteln, Kot, etc.) auf die nasale eingeschränkt wischt. Diese Umweltschadstoffe können PCR hemmen oder zu verursachen zelluläre Toxizität bei Virusisolierungsversuche. Die Sauberkeit der Entnahmestelle und die Höhe der Umwelt Schutt müssen möglicherweise vor mit nasaler wischen Protokolle fortfahren ausgewertet werden. Das Auftreten einer Kontamination der Umwelt von Nasen Tücher bedeutet auch, dass die IAV erfasst mit dieser Methode kann nicht von der getesteten Tiere wurden vergossen haben, sondern vielmehr in der Umgebung vorhanden war. Während die Fähigkeit, ein IAV-Attribut zu isolieren, um ein bestimmtes Tier kann ein Problem für Überwachungstätigkeiten oder Herde basierte Diagnose nicht sein, kann dies eine Beschränkung sein, für Labor basierend tr betrachtenansmission Studien.
Ein weiteres Problem, das angegangen werden muss, bevor Sie diese Methode ist die erhöhte Lagerung und Transport Raum, dass eine große Zahl von Nasenwischproben erfordert. Die für Tücher verwendet Fläschchen sind viel größer als die Standard-2 ml Tieftemperaturspeicher Fläschchen für Nasenabstrich Speicherung verwendet und wird etwa drei bis vier Mal mehr Gefrierraum für langfristige Lagerung und kühler Platz für den Transport ins Labor nehmen. Speichern von Proben für längere Zeiträume bei Raumtemperatur unter Kühlung oder Einfrieren-Auftauen der Proben werden alle zu einer Verringerung der Lebensfähigkeit des Virus. Zusätzliche Pflege benötigt, wenn Auftauen diese zu entnehmenden Proben. Weil die Gaze absorbiert viel von der Virustransportmedium werden Proben schnell in einem trockenen Perle Bad hitzen. Versehen Hitzen der Proben während des Abtauvorganges kann auch zu einer Abnahme der Lebensfähigkeit des Virus führen. Auch aufgrund der verringerten IAV Erholung in vitro aus Tüchern compared Tupfer, empfiehlt es sich, nasal Tücher nicht in Situationen, die hohe Empfindlichkeit für lebensfähige Viren Wiederherstellung verwendet werden. 30
Erfolgreicher Einsatz von IAV Überwachung bei Schweinen durch die Nasen wischen Methode kann in größerer Leichtigkeit der Probenahme, erhöhte Akzeptanz von Überwachungsaufwand und weniger Stress für die Tiere zur Folge haben. In der Zukunft kann es sinnvoll für die Probenahme Schweine bei der Einreise zu einer Messe oder für Low-Stress-Tests der einzelnen Schweine in kommerziellen Schweineherden sein. Dieses Verfahren könnte für den Einsatz Nachweis anderer Erreger respiratorischer Erkrankungen bei Schweinen untersucht werden. Da Schweine spielen eine entscheidende Rolle bei der Entstehung von neuen IAV-Stämme, weiterhin eine aktive Überwachung zur IAV bei Schweinen ist kritisch. Als solches kann dieses Verfahren bei der Erkennung und epidemiologischen Untersuchung emergent Stämme neuartiger iAVS unterstützen.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BBL Brain Heart Infusion | Becton, Dickinson and Company | 211059 | |
| Penicillin G Sodium Salt | MP Biomedicals, LLC | 021194537 | 1500 u/mg |
| Streptomycin Sulfate | AMRESCO LLC | 0382 | |
| Gentamicin Solution | Mediatech, Inc. | 30-005-CR | 50 mg/ml |
| Amphotericin B Solution | Fisher | S 24 25 | 250 ug/ml |
| Kanamycin Sulfate | Teknova | K2105 | 5000 ug/ml |
| TPP Rapid Filtermax System | TPP Techno Plastic Products AG | 99150 | |
| Nalgen Diagnostic Bottles | Thermo Scientific | 342002-9025 | HDPE with white PP closure |
| Dermacea Gauze Sponge, 8 ply | Covidien | 441211 | 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) |
| Nitrile Exam Gloves | Saftey Choice | 19-170-010 (A-D) |
References
- Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
- Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
- Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
- Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
- Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
- Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
- Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
- Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
- Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
- Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
- Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
- Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
- Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
- Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
- Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
- Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
- Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
- Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
- Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
- Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
- Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
- Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).
- Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).
- Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. Animal Restraint for Veterinary Professionals. , Mosby. (2006).
- Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
- Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
- Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
- Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
- Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).
- Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).
- Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
- Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
- Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
- Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
