Abstract
Övervakning för influensa A-virus hos svin är avgörande för människors och djurs hälsa, eftersom influensa A-virus utvecklas snabbt i svinpopulationer och nya stammar ständigt växer fram. Svin kan infekteras av olika linjer av influensa A-virus som gör dem viktiga värdar för uppkomsten och upprätthållandet av den nya influensan A virusstammar. Provtagning svin i olika miljöer såsom kommersiella svingårdar, jordbruksmässor och levande djur marknaderna är viktigt att ge en heltäckande bild av närvarande cirkulerar IAV stammar. Den aktuella guldstandard före slakt provtagningsteknik (dvs. insamling av nasala svabbar) är arbetsintensiv eftersom det kräver fysisk begränsning av grisarna. Nasal våtservetter innebär gnugga en bit tyg över nosen av grisen med minimal eller ingen begränsning av djuret. Nasal torka förfarandet är enkelt att utföra och inte kräver personal med professionell veterinär- eller djurhantering utbildning. While något mindre känsliga än nasala svabbar, virus upptäckt och isolerings priser är tillräckliga för att göra nasala våtservetter ett lönsamt alternativ för provtagning enskilda svin när låg spänningsprovtagningsmetoder krävs. Förfarandet protokollet beskriver de steg som behövs för att samla in en livskraftig nasal torka från en enskild gris.
Introduction
Influensa A-virus (IAV) orsakar luftvägssjukdomar hos många arter, inklusive tamfåglar, svin och människor. På grund av omgruppering av den segmenterade IAV genomet rapid viral evolution kan uppstå och nya IAV stammar ofta dyker upp. Svin är en art som kan fungera som ett blandningskärl för omgruppering av IAVs från flera värdarter. 1 Det finns för närvarande tre stora subtyper av IAV vanligt cirkulerar bland nordamerikanska svin (H1N1, H1N2, H3N2), men flera IAV introduktioner från människor har ledde till en omfattande IAV mångfald inom dessa subtyper. 2 Snabb utveckling av IAVs infekterar svin har varit tydlig sedan 1998, då en trippel reassortant IAV innehållande gensegment från människa, fågel- och svinvirus 3 blev utbredd bland grisar i USA. 4 Den interna genen segment från den tredubbla reassortant IAV fortfarande mycket utbrett bland IAVs närvarande infekterar svin. 5
"> Globalt är IAV en viktig orsak till respiratorisk sjukdom hos svin i vilka typiska kliniska tecken är feber, anorexi, letargi, hosta, ansträngd andning, nysningar, nästäppa och dålig viktökning. IAV kan vara särskilt kostsamt att så gårdar där odlings fel på grund av IAV inducerad feber och svaga födda smågrisar har dokumenterats. 6,7 Inom USA, är IAV ofta upptäcks i kommersiella svinbesättningar och omfattande antigen och genom mångfald och fortsatta utveckling bland IAV infekterar svin har försvårat kontrollen över denna virus. 8-11Folkhälso oro framväxten av en pandemi IAV stam följd av omgruppering hos svin genomfördes under 2009 då ett svin-härstamning IAV innehållande gensegment från trippel reassortant nordamerikanska svin härstamning och den eurasiska avian liknande svin härstamning orsakade en världsomspännande pandemi hos människor. 12 pandemiviruset (A (H1N1) pdm09) har sedanomarrangerade med endemisk svin IAV stammar 13,14 och några av dessa nyligen omarrangerade stammar har sänts tillbaka till människor. 15 Frekvensen av omgruppering händelser och framväxten av nya IAV stammar med pandemisk potential möjliggör en aktiv övervakning av cirkulerande IAV virus hos svin absolut nödvändigt, särskilt vid svin mänskliga gränssnittet.
Den svin mänskliga gränssnittet är viktigt för dubbelriktad mellan arterna överföring av IAV. Från människa till svin transmissionen uppträder i kommersiell svinproduktion är ansvarig för en stor mängd IAV mångfald för närvarande föreligger i svinpopulationen. Jordbruksmässor är de största inställningar för hoppass människor och svin i USA och är kända platser för zoonotiska överföring av IAV. 15-21 Under 2012 under utbrottet av en variant H3N2 IAV, 93% av fallen rapporterade närvaro vid en jordbruksmässa i dagarna före debut av sjukdom. 15 Genomisk analysav virala isolat från utställnings grisar jämfört med humana isolat bekräftade zoonotiska sändning. 21 Utställnings svin infekterade med IAV ofta inte visar några kliniska tecken på sjukdom, 21-23 indikerar behovet av direkta diagnostiska tester.
Provtagning av synligt sjuka grisar räcker inte lyckas identifiera IAV prevalensen hos svin och kan inte åberopas för att identifiera nya stammar av IAV tillväxt bland svin. Aktiv övervakning är absolut nödvändig för upptäckt av nya stammar av IAV i svin och att bedöma deras hot för både svin och folkhälsa. De flesta IAV övervakningsverksamheten är frivillig och därför behövs minimalt störande metoder. De tre stora förfaranden provtagnings före slakt för IAV infekterar svin är: nasal bomullstoppar, munvätskor och nasala våtservetter. Nuvarande rekommendationer för provtagning enskilda svin för att detektera IAV lista införandet av syntetiska fibrer tippas kompresser i näsborrarna som den föredragna metodenatt samla nasal sekret och epitelceller. 24,25 Eftersom svin kan försöka undvika detta förfarande, ett team av utbildad personal måste hålla grisar antingen manuellt eller med en snara, beroende på storleken på djuret. 26 återhållsamhet processen är arbetskrävande för personal, och påfrestande för grisar. Dessutom är utställningen svin ofta är inblandade i flera tävlingar på en mässa så uppfattningen av tillsatt stress på en tävling djur kan göra ägarna resistenta mot övervakningsinsatser.
Med sannolikheter för IAV upptäckt som sträcker sig från 80 till 100% i IAV smittade besättningar, har munvätskor blivit ett populärt alternativ till nasal bomullstoppar för molekylär detektion av IAV i populationer av svin. 27,28 Dessutom kan munvätskor ge ett bredare fönster IAV upptäckt än nasala svabbar efter initial infektion. Emellertid har IAV isolering från munvätskor varit problematiskt med endast 50% av virusisoleringsförsök resulterar i lAV återhämtning. 29
Med hjälp av nasala våtservetter istället för nasala svabbar under IAV övervakning hos svin övervinner de begränsningar som beskrivs ovan. Nasal våtservetter inte kräver användning av en återhållande snara och kan utföras utan att stressa djuren eller vittnen till förfarandet. Det krävs minimal teknisk utbildning för att samla nasala våtservetter, som tillåter icke-veterinärer, inklusive svin ägare, att samla in övervakningsprover. Nasala våtservetter tidigare jämfört med nasala svabbar för detektion och isolering av influensa A-virus 30 och detaljerat protokoll för denna icke-invasiv metod för provtagning beskrivs nedan.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla svin som används vid insamlingen av följande data skyddas enligt Ohio State University Institutional Animal Care och användning kommittén (djuranvändning protokoll nummer 2009A0134-R1).
1. Framställning av virustransportmedium och provsamling Flaskor
- Lägg 37 g Brain Heart Infusion till 900 ml renat vatten och blanda väl med en omrörarstav och magnetomrörare under upphettning till 70 ° C för fullständig upplösning av pulvret.
- Autoklavera buljongen vid 121 ° C under 15 minuter. Cool på bänken topp tills buljongen når rumstemperatur. Låt stå i kylskåp vid 4 ° C över natten om det behövs.
- Lös, genom blandning med en magnetisk omrörarstav, 6,02 g Penicillin G-natrium-salt och 10 g streptomycinsulfat i 50 ml renat vatten vid rumstemperatur. Lägg till ytterligare renat vatten för att bringa den totala volymen till 100 ml. Filtrera lösningen genom ett 0,22 | im polyetersulfonmembran i en steril flaska.
- Aseptiskt den filtrerade penicillin och streptomycin lösning in den kylda Brain Heart Infusion Broth och blanda väl (omrörarstav eller virvel kolven för hand) för att göra den virala transportmediet.
- Aseptiskt testa pH av det virala transportmedium; om så behövs, justera pH till 7,4 ± 0,2 med användning av HCl eller NaOH.
- Utför kvalitetskontroll försäkran om virustransportmediet genom att testa för influensa A-virus matrisprotein från rRT-PCR, såsom beskrivits av Zhang och Harmon. 22
- Fördela 5 ml av virustransportmedium i sterila hög densitet polyeten flaskor med 8 ml. Märk flaskorna för användning i fält.
- Lagra de färdiga att använda rören i standard kryo-boxar vid -20 ° C tills provtagning.
2. Insamling av Nasal Wipes från svin
- Tina lämpligt antal flaskor omedelbart före provtagning, en injektionsflaska kommer att behövas per svin som provtas. Upptining på rummetTemperaturen tar ca 30-45 min. Håll de upptinade flaskorna svalna på is förpackningar fram till användning.
- Don lämplig personlig skyddsutrustning som dikteras av situationen (t.ex. överdragskläder, boot täcker, respirator, öronproppar, etc.).
- Ange djurområdet. Om det behövs, begränsa grisen till ett litet område men inte hålla. Inte väcka vilande djur.
- Sätt på ett par engångsundersökningshandskar. Var noga med att inte förorena handskarna genom att röra svin, människor, eller döda ting.
- Använd en behandskade hand för att ta bort en steril 5,08 cm x 5,08 cm (2 in. X 2 in.) Gasväv pad ur sin förpackning. Sterila gaskuddar bör användas när det är möjligt. Individuellt förpackade gaskuddar är mer praktiskt att använda än de lindade med två gaskuddar per förpackning.
- Håll bomullsgasväv dynan med fingertopparna av en sidan exponera så mycket av dynan som möjligt för provtagning.
- Torka av kompress över grisens tryne, tarextra noga med att ange externa näsborrarna om möjligt. Samla synliga nasalt sekret (ungefär 1 ml) med samma kompress.
- Genom att använda samma hand, vik kompress på sig för att underlätta placering i injektionsflaskan som innehåller virustransportmedium.
- Med den andra handen tar du bort locket från flaskan och placera den vikta kompress i flaskan. Sätt på locket på flaskan och skaka flaskan för att säkerställa blandning av kompress och viral transportmedium.
- Ta bort handskar och i en lämplig behållare. Byt handskar mellan varje gris.
- Kontrollera att flaskan identifierare. Spela identifieringsgrisnummer, ålder, kön, kliniska tecken och andra anteckningar som anses nödvändiga utredare.
- Chill proverna omedelbart efter provtagningen. Överväg att göra portioner av provet före frysning för att förhindra flera frys-tö cykler. Så snart som möjligt efter provtagningen, placera proverna på torris för transport till laboratoriet. Förvara rören vid -80° C tills testning initieras.
3. Detektion av influensa A-virus nukleinsyra
- Tina proverna i en 37 ° C torr kula bad under 5 minuter och sedan avsluta upptining av proven på bänken topp vid rumstemperatur under 20-30 min. Samtidig tillsats av flera medicinflaskor till pärlorna kommer att orsaka badet för värme; försiktighet bör iakttas för att inte överhetta flaskorna.
- Ta bort 100 pl virustransportmedium för RNA-extraktion.
- Använd en hög genomströmning (96 brunnar format) magnetisk pärla plattform för att extrahera RNA från ett stort antal prover. 31
- Använd realtid omvänt transkriptas PCR-analyser för snabb upptäckt influensa A-virus. 31
4. Isolering av influensa A-virus från Nasal Wipes
- Tina proven som beskrivs ovan i avsnitt 3.1
- Behandla tinade prover med gentamicinsulfat (1000| ig / ml), amfotericin B (22,5 | j, g / ml) och kanamycinsulfat (325 ug / ml).
- Inokulera i Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) epitelceller såsom beskrivits tidigare. 32
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Framgångsrik användning av denna metod ger rRT-PCR resultat som, tillsammans med användning av en intern kontroll under RNA-extraktion och rRT-PCR, visade proverna inte innehåller PCR-inhibitorer från eventuella miljö skräp plockas upp under provtagning. Efter prov ympning, bör virusisoleringsbrunnar vara fri från synliga miljö skräp från provet. Det är rimligt avtal mellan rRT-PCR-resultat och virusisoleringsresultat med insikten att PCR ger ofta en högre IAV positiv takt än virusisolering eftersom PCR upptäcker viral nukleinsyra, inte nödvändigtvis livskraftiga virus.
Resultaten visar att nasala våtservetter är ett användbart alternativ till nasal bomullstoppar, som är den nuvarande guldmyntfoten provtagningsteknik för IAV. Edwards et al. Utförde en jämförelse mellan nos våtservetter och nasala svabbar som samlades in från svin på jordbruksmässor i USA under 2013. I denna studie, var grisarna samplas med både nasalbomullstoppar och nasala våtservetter och proverna var testet parallellt med rRT-PCR och virusisolering. Edwards m fl. rapporterade den överensstämmelse för både upptäckt och isolering av IAV av rRT-PCR och virusisolering i odlade celler visades genom en jämförelse mellan 553 parade nasal kompress och nasal torka prover. 30 Av dessa testade proverna, 93,5% (517/553) av rRT-PCR testresultat var överens (tabell 1) och 92,4% (511/553) var överens med hjälp av virusisolering i MDCK-celler (tabell 2). 21 uppskattade rRT-PCR känslighet för nasala våtservetter jämfört med nasala svabbar var 92,9% och den beräknade IAV isolerings känslighet för nasala våtservetter jämfört med nasala svabbar var 82,9%. Edwards et al., Tidigare konstaterat att nasala våtservetter som var positiva både rRT-PCR och virusisolering i genomsnitt ett lägre Ct-värde (24,32) än nasala våtservetter som var positiva med rRT-PCR men negativa för virusisolering (Ct = 31,96). 21
Tabell 1: rRT-PCR-detektion av influensa A-virus från nasala svabbar och snout våtservetter som samlats in från svin på 29 läns mässor (från Edwards et al (2014) Nytta av nosen torka prover för influensa A övervakning virus i utställnings svin populationer Influensa och.. Andra Respiratory Virus 8 (5), 574-579.
Tabell 2: Isolering av influensa A-virus från nasala svabbar och snout våtservetter som samlats in från svin på 29 läns mässor (från Edwards et (2014) Nytta av nosen torka prover för influensa A-virus övervakning i utställnings svin populationer Influensa och andra respiratory viruses al.. 8 (5), 574-579.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Insamling av prover från grisar som använder polyester spets nasala svabbar har visat sig användbar vid genomförandet IAV övervakning; Men användningen av nasal kompress förfarandet hindrar övervakningsinsatser på grund av den erforderliga användningen av en snara till återhållsamhet. Nasal våtservetter utgör en vidareutveckling av nuvarande svinurvalsmetoder för att minimera stress på människor och grisar under provtagning. Medan metoden har utvecklats för och valideras i utställnings svin inställningar kan det vara lätt tillämpas på andra situationer där före slakt detektering av IAV hos svin är nödvändigt (dvs. kommersiella svin, levande djur marknader, biomedicinsk forskning, etc.)
Som nämnts ovan, har den största drivkraften för denna provtagningsteknik varit utställningen svinpopulationen. Under jordbruksmässor, svin ägare tävlar om att tjäna finansiella utmärkelser och ryktbarhet grundar sig på den totala sammansättningen av grisen. Obekräftade uppgifter tyder på att om en gris inte visar bra, owners kan hävda att grisens stressnivå under återhållsamhet och provtagning. Nasal våtservetter är användbara för övervakningsinsatser som involverar provtagnings enskilda djur i miljöer som kräver låg djur stress. Förmågan att undvika snaring och synligt plågsamma grisar när de utför den nasala torka tekniken har förbättrats allmänhetens acceptans av IAV övervakningsinsatser i utställnings svin. 33 låg stress typ av nasal avtorkningsmetoden gör det också väl lämpad för kommersiella svingårdar. Vidare nasal avtorkningsmetoden kan bidra till att minska kostnaderna eftersom det kräver mindre personal och inte mandat specialutbildning.
Förutom nasal bomullstoppar, en annan vanligt förekommande formen av detektion av patogener i kommersiella svin innebär tillåter svin som är inhysta tillsammans att tugga på en bomull rep som har placerats i sin penna. De sätter munvätskor som kan samlas in från repet. 27,34,35 Oral vätskeuppsamlings produces resultat som är baserade på prover som tagits från en grupp av djur och har begränsningar för patogen prevalens eller överföringsstudier. Dessutom har IAV isolering från munvätskor varit dålig. 29 Orala vätskor har använts för individuell svin, men den tid som krävs för att hänga linor och för de svin som mätta repen kan vara ineffektivt för personalresurser. 36 Använda nasala våtservetter möjliggör snabb utvärdering av enskilda djur. Förmågan att både detektera och isolera IAV från nasala våtservetter ger en klar fördel jämfört med orala vätskor. Liksom andra provtagningsmetoder, kan nasala våtservetter vara mest effektiv under rusningstid virusutsöndring.
Det finns vissa begränsningar i samband med nasal torka metod som bör övervägas innan genomförandet av förfarandet. Grisar är nyfikna djur som root med sina trynen. Ofta finns det mer skräp samlas på en nasal torka, jämfört med nasalprovtagningspinnar, på grund av den fuktiga, smutsiga miljötorklappen kontakter på utsidan av gris nos. Kontakten mellan den nasala torka substratet och grisen är begränsad till en mer yttre yta av luftvägarna än nasalprovtagningspinnar, en situation som ofta resulterar i oavsiktlig avsättning av miljö skräp (dvs. strö, foder, gödsel, etc.) på den nasala våtservetter. Dessa miljögifter kan hämma PCR eller orsaka cellulär toxicitet under virusisoleringsförsök. Städning av provtagningsplats och nivåer av miljö skräp kan behöva utvärderas innan man går vidare med nasal torka protokoll. Förekomsten av miljöförorening av nasala våtservetter innebär också att IAV detekteras med denna metod kanske inte har skjul av det provade djur, utan snarare var närvarande i miljön. Även om förmågan att tillskriva en IAV isolera till ett visst djur får inte vara ett bekymmer för övervakningsverksamhet eller stambaserad diagnostik, kan detta vara en begränsning att tänka på för laboratorium baserade transmission studier.
En annan fråga som måste lösas innan du väljer den här metoden är den ökade lagring och transport utrymme att ett stort antal nasal torka prover kommer att kräva. Flaskorna som används för våtservetter är mycket större än de vanliga 2 ml kryogena lagringsflaskor som används för nasal kompress lagring och tar cirka tre till fyra gånger mer frys utrymme för långtidslagring och svalare utrymme för transport tillbaka till labbet. Lagra prover under längre tidsperioder vid rumstemperatur, i kylskåp eller frys-upptining av proven kommer alla resultat i en minskning av virus livskraft. Extra försiktighet måste iakttas vid upptining dessa prover. Eftersom gasväv absorberar mycket av den virala transportmedium, måste prover överhettas snabbt i en torr pärla bad. Oavsiktligt överhettning av proverna under upptiningsprocessen kan också resultera i en minskning av viruslivskraften. Också, på grund av minskad IAV återhämtning in vitro från våtservetter kompared till kompresser, rekommenderas att nasal inte våtservetter användas i situationer som kräver hög känslighet för livskraftiga virus återhämtning. 30
Framgångsrik användning av IAV övervakning hos svin vid nasal avtorkningsmetoden kan resultera i större lätthet för provtagning, ökad acceptans av övervakningsinsatser, och mindre stress på djuren. I framtiden kan det vara fördelaktigt för provtagning grisar vid inträde till en mässa eller för låg stresstester av enskilda svin i kommersiella svinbesättningar. Denna metod kunde undersökas för användning upptäcka andra respiratoriska patogener hos svin. Eftersom svin spelar en avgörande roll för framväxten av nya IAV stammar, fortsatt aktiv övervakning för IAV hos svin är kritisk. Som sådan, kan denna metod underlätta att upptäcka och epidemiologic utredning av framväxande stammar av nya IAVs.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BBL Brain Heart Infusion | Becton, Dickinson and Company | 211059 | |
| Penicillin G Sodium Salt | MP Biomedicals, LLC | 021194537 | 1500 u/mg |
| Streptomycin Sulfate | AMRESCO LLC | 0382 | |
| Gentamicin Solution | Mediatech, Inc. | 30-005-CR | 50 mg/ml |
| Amphotericin B Solution | Fisher | S 24 25 | 250 ug/ml |
| Kanamycin Sulfate | Teknova | K2105 | 5000 ug/ml |
| TPP Rapid Filtermax System | TPP Techno Plastic Products AG | 99150 | |
| Nalgen Diagnostic Bottles | Thermo Scientific | 342002-9025 | HDPE with white PP closure |
| Dermacea Gauze Sponge, 8 ply | Covidien | 441211 | 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) |
| Nitrile Exam Gloves | Saftey Choice | 19-170-010 (A-D) |
References
- Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
- Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
- Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
- Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
- Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
- Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
- Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
- Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
- Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
- Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
- Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
- Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
- Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
- Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
- Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
- Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
- Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
- Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
- Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
- Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
- Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
- Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).
- Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).
- Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. Animal Restraint for Veterinary Professionals. , Mosby. (2006).
- Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
- Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
- Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
- Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
- Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).
- Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).
- Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
- Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
- Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
- Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
