Summary
Este trabalho descreve o uso da tecnologia de edição de genomas CRISPR-Cas9 para eliminar o gene endógeno OsABCG15 seguido por um protocolo de transformação modificado agrobacterium mediadopara produzir uma linha estável masculino-estéril no arroz.
Abstract
A esterilidade masculina é um importante traço agronômico para a produção de sementes híbridas que geralmente é caracterizada por defeitos funcionais em órgãos reprodutivos/gametas masculinos. Os recentes avanços na tecnologia de edição de genomas CRISPR-Cas9 permitem alta eficácia de edição e mutações de eliminação de tempo de genes candidatos endógenos em locais específicos. Além disso, a transformação genética mediada pelo agrobacteriumdo arroz também é um método-chave para a modificação genética, que tem sido amplamente adotada por muitos laboratórios públicos e privados. Neste estudo, aplicamos ferramentas de edição de genomas CRISPR-Cas9 e geramos com sucesso três linhas mutantes estéreis masculinas por edição de genoma direcionado de OsABCG15 em uma cultivar japonica. Utilizamos um método modificado de transformação de arroz mediado por Agrobacteriumque poderia fornecer excelentes meios de emasculação genética para a produção de sementes híbridas no arroz. Plantas transgênicas podem ser obtidas dentro de 2-3 meses e transformadores homozigos foram rastreados por genotipagem usando amplificação PCR e sequenciamento Sanger. A caracterização fenotípica básica da linha homozigosa estéril masculina foi realizada pela observação microscópica dos órgãos reprodutivos machos do arroz, análise de viabilidade do pólen por iodida de potássio iodo (I2-KI) manchando semi-fina seção transversal de anthers em desenvolvimento.
Introduction
O arroz é a cultura alimentar mais importante, particularmente nos países em desenvolvimento, e representa um alimento básico para mais da metade da população mundial. No geral, a demanda por grãos de arroz está crescendo e deve aumentar 50% até 2030 e 100% até 20501,2. Melhorias futuras no rendimento do arroz precisarão capitalizar em diversos recursos moleculares e genéticos que fazem do arroz um excelente modelo para pesquisa de plantas monocotíces. Estes incluem um sistema de transformação eficiente, mapa molecular avançado e banco de dados de sequência expressa, que foram gerados ao longo de muitos anos3,4. Uma estratégia para melhorar o rendimento das culturas é a produção de sementeshíbridas 5, um elemento central do qual é a capacidade de manipular a fertilidade masculina. Compreender o controle molecular da fertilidade masculina nas culturas de cereais pode ajudar a traduzir conhecimentos-chave em técnicas práticas para melhorar a produção de sementes híbridas e aumentar a produtividade das culturas6,,7.
A transformação genética é uma ferramenta fundamental para a pesquisa básica e a agricultura comercial, uma vez que permite a introdução de genes estrangeiros ou manipulação de genes endógenos em plantas agrícolas, e resulta na geração de linhas geneticamente modificadas. Um protocolo de transformação adequado pode ajudar a acelerar os estudos de biologia genética e molecular para a compreensão fundamental da regulação genética8. Nas bactérias, a transformação genética ocorre naturalmente; no entanto, nas plantas, é realizado artificialmente utilizando técnicas de biologia molecular9,10. Agrobacterium tumefaciens é uma bactéria gram-negativa que causa a doença da gárbia da coroa nas plantas através da transferência de T-DNA, uma região de seu plasmídeo Ti, para a célula vegetal através de um sistema de secreção tipo IV11,12. Nas plantas, a transformação mediada por A. tumefaciensé considerada um método generalizado para modificação genética porque leva à integração estável e de baixo número de cópia do T-DNA no genoma hospedeiro13. O arroz transgênico foi gerado pela primeira vez através da transformação genética mediada pela Agrobacteriumem meados da década de 1990 na cultivar japonica14. Por meio desse protocolo, várias linhas transgênicas foram obtidas em um período de 4 meses com uma eficiência de transformação de 10% a 30%. O estudo indicou que há dois passos críticos para a transformação bem sucedida: um é a indução do calo embrionário de sementes maduras e outro é a adição de acetossiingona, um composto fenólico, à cultura bacteriana durante o coculoculto, o que permite maior transformação nas plantas14,15. Este protocolo tem sido amplamente utilizado com pequenas alterações na japonica16,,17,,18,,19, bem como outras cultivares como indica20,,21,,22,23 e japonicatropical24,25. De fato, mais de 80% dos artigos que descrevem a transformação do arroz utilizam a transformação genética mediada pelo Agrobacteriumcomo ferramenta13. Até o momento, vários protocolos de transformação genética foram desenvolvidos utilizando sementes de arroz como material inicial para indução calos16,17,18,,19. No entanto, muito pouco se sabe sobre a inflorescência jovem como explantas para a produção de calo. No geral, é importante estabelecer um protocolo de transformação e regeneração genética rápido, reprodutível e eficiente para genômica funcional e estudos sobre melhoria das culturas.
Nos últimos anos, o avanço da tecnologia CRISPR-Cas9 resultou em um mecanismo preciso de edição de genomas para entender a função genética e proporcionar melhorias agronomicamente importantes para a criação de plantas26,27. A CRISPR também oferece uma promessa considerável para a manipulação do desenvolvimento reprodutivo masculino e da produção híbrida. Neste estudo, utilizamos um sistema de eliminação genética usando a tecnologia CRISPR-Cas9 e o unimos a um protocolo eficiente de transformação de genes de arroz usando inflorescências jovens como explantas, criando assim linhas estéreis masculinas estáveis para o estudo do desenvolvimento reprodutivo.
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Protocol
1. construção vetorial de expressão vegetal sgRNA-CAS9 e transformação mediada por Agrobacterium
- Alvo de um gene estéril masculino OsABCG15 em arroz de acordo com a literatura publicada28.
- Design sgRNA para o local alvo localizado entre 106-125 bp no segundo exon de OsABCG15 (Figura 1).
- Use a quinase de polinucleotídeo T4 para sintetizar os oligos sgRNA (sgR-OsABCG15-F: 5'TGGCAAGCACATCCCCTCAAGGGGAT3' e 5 sgR-OsABCG15-R: AAACATCCCCCCTTGAGGATGGATGTGTGTTT').
- Use o endonuclease BbsI para digerir o vetor de espinha dorsal psgR-Cas929.
- Liga o sgRNA oligos de tamanho sintetizado com espinha dorsal psgR-Cas9 linearizada usando ligase T4 seguindo o protocolo do fabricante.
- Utilizando HindIII/EcoRI, digerir o sgRNA da etapa 1.5 e subclone no local HindIII/EcoRI do vetor binário pCAMBIA1300 para transformação estável29.
- Confirme o plasmídeo construído por digestão enzimética e sequenciamento. Posteriormente, transforme a construção binária na cepa EHA105 e plante-as em placas de seleção Kan/Rif a 28 °C por 2 a 3 dias.
2. Transformação genética do arroz e cultura do tecido vegetal
- Indução e regeneração de Calo
NOTA: Use inflorescências de arroz jovem fresco como material inicial para induzir calo(Figura 2).- Recolher as inflorescências jovens do campo de pastagem ou da casa verde na fase de meiose, determinadas por comprimento florete de 1,6-4,8 mm(Figura 2A)29. Certifique-se de que as inflorescências de arroz estão cobertas com baia de folhas. Limpe cada inflorescência com um cotonete de álcool de 70% e deixe secar antes de cortar.
- Leve a inflorescência para um banco limpo estéril. Corte-o em pequenos pedaços (quanto menor melhor) com uma tesoura esterilizada e, em seguida, transfira os cortes para uma placa de Petri contendo meio NBD2(Figura 2B, Tabela 1).
- Incubar a placa no escuro a 26 °C por cerca de 10-14 dias para induzir calo(Figura 3A).
NOTA: Use o calo recém-formado para infiltração de Agrobacterium (etapa 2.2.7) diretamente ou recondicionada mais uma vez no meio NBD2 fresco para obter mais calo. Transfira o calo para o novo meio NBD2 a cada 8 a 10 dias.
- Transformação e co-cultivo
- Use bactérias A. tumefaciens contendo o plasmídeo binário da etapa 1.6 para transformação. Armazene as cepas de A. tumefaciens em meio YEB(Tabela 1) com 50% de glicerol a -80 °C para uso posterior.
- Streak A. tumefaciens de um estoque de glicerol de -80 °C para yeb meio de ágar contendo antibióticos seletivos (Tabela 1) e crescer a 25-28 °C por 48-72 h, para permitir que as colônias apareçam.
- Inocular uma única colônia da placa YEB com antibióticos seletivos a 5 mL de meio YEB líquido contendo os mesmos antibióticos seletivos(Tabela 1), em um tubo de ensaio estéril cônico de 50 mL. Agite em um agitador orbital a 250 x g, a 25-28 °C até que as bactérias cresçam para um OD600 de 0,5.
- Adicione 1 mL de suspensão bacteriana a 100 mL de meio YEB(Tabela 1) com os mesmos antibióticos seletivos em um frasco cônico de 250 mL e agite em um agitador orbital a 250 x g,a 28 °C por 4 h.
- Centrífuga a 4.000 x g por 10 minutos à temperatura ambiente para coletar bactérias. Descarte o supernaspeso.
- Resuspene a pelota bacteriana com meio AAM-AS(Tabela 1) e dilua a suspensão a um OD600 = 0,4.
NOTA: O OD perfeito da suspensão bacteriana é fundamental para uma transformação eficiente. Ajuda a eliminar o crescimento bacteriano em excesso no calo. - Colete cerca de 150 cali embrigênicos frágeis amarelo-claros de crescimento saudável da etapa 2.1.3 em um frasco estéril de 150 mL. Adicione 50-75 mL de suspensão celular bacteriana da etapa 2.2.6 no frasco estéril e, em seguida, adicione alguns meios AAM-AS frescos de 10-25 mL para imergir o cali por 10-20 min, tremendo ocasionalmente.
- Despeje a suspensão bacteriana do frasco cuidadosamente e seque o excesso de suspensão bacteriana do calo usando papel filtro estéril #1 ou papel de tecido. Em seguida, coloque-os em uma placa de Petri com meio NBD-AS(Tabela 1)coberto com um papel filtro estéril #1. Incubar a 25-28 °C no escuro por 3 dias e verificar se há excesso de crescimento bacteriano.
- Seleção para calo resistente
- Após 3 dias de co-cultivo, transfira o cali para uma placa de Petri estéril com um papel filtro estéril.
- Seque o caldo por 2h em um banco limpo. Certifique-se de que o calo não seja aderido ao papel filtro.
- Transfira o calli uniformemente usando pinça estéril para o meio de seleção primária NBD2 (com 40 mg/L de higromicina e 250 mg/L tempontina)(Tabela 1). Cultura calli por 2 semanas a 25-28 °C no escuro.
- Após 2 semanas, transfira calli uniformemente para uma nova placa contendo médio de seleção fresca NBD2 (com 40 mg/L de higromicina e 250 mg/L tempontina) (Tabela 1). Cultura o calli por mais 2 semanas a 25-28 °C no escuro.
- Diferenciação de Calo
- Transferir calo para ms médio fresco (com 25 mg/L de higromicina e 150 mg/L tempontina) (Tabela 1). Cultura sob a luz a 25-28 °C por cerca de 2 semanas.
- Repita o passo 2.4.1 mais uma vez.
- Transfira os botões de tiro para o novo meio MS (com 10 mg/L de higromicina) para proliferar mais brotos.
- Indução radicular
- Transfira os novos brotos para o meio de 1/2 MS(Tabela 1). Cultura sob a luz a 25 °C - 28 °C. As plantas transformadas produzem raízes dentro de 2 semanas.
- Após 1 semana, transfira as plantas para limpar vasos que cobrem a planta para evitar a desidratação.
3. Identificação genótipo
- Coletar folhas jovens de plantas recém-geradas para extração total de DNA usando o método cetyltrimethyl ammonium brometo (CTAB)31.
- Usando o DNA genômico como modelo, escolha os primers (Hygromycin-F: 5' GATGTTGGCGACCTCGTATT 3' e Hygromycin-R: 5' CGAAGAATCTCGTGCTTTCA 3' localizado na região de Hygromycin) para realizar a reação em cadeia de polimerase (PCR) para validar a integração transgênica e as frequências(Figura 4). As seguintes condições de PCR: 94 °C para 5 min; 36 ciclos (94 °C para 30 s; 56 °C para 30 s; 72 °C por 1 min ); 72 °C por 7 min. Reações de PCR bem sucedidas produzem um amplicon de 604 bp.
- Execute outro PCR para amplificar a região genômica ao redor dos locais de destino CRISPR usando primers específicos (OsABCG15-ID-F: 5' GTCTCATTGCTCAACAGTCT 3' e OsABCG15-ID-R: 5' TTGGTGTTTAAAACATTGCTAT 3') para identificar o genótipo dos transformadores. As condições do PCR são as mesmas da etapa 3.2.
- Use fragmentos PCR da etapa 3.3 diretamente para sequenciamento Sanger para identificar mutações.
4. Observe o fenótipo básico do mutante
- Prepare a solução I2-KI: dissolva 2 g de KI (iodeto de potássio) em 10 mL de água destilada e, em seguida, adicione 0,2 g de I2 (iodo resublimado) nele. Após a mistura, leve o volume total para 100 mL com água destilada.
- Prepare a solução FAA (63% etanol anidro, 5% ácido acético glacial, 5% formaldeído e 27% água) e misture antes de usar.
- Prepare a solução de coloração azul toluidina de 0,5%: dissolva 0,5 g de azul toluidina em 100 mL de água destilada.
- Realize observação fenotípica vegetativa, por meio de imagens de plantas inteiras com uma câmera digital.
- Realize observação de fenótipo reprodutivo, remova a palea e a lemma do florete. Tire fotos de anthers inteiros sob um estereóscópio.
- Observe a viabilidade do pólen por coloração de iodo.
- Escolha espinhos de arroz maduros antes da anestesia da flor, remova a palea e a lemma para soltar os antenos.
- Pegue 6 anteras e coloque-os em um escorregador de vidro. Adicione 1 gota de água destilada, esmague bem o anteã com pinças para liberar os grãos de pólen e, em seguida, adicione 2-3 gotas de solução I2-KI. Cubra com a mancha de cobertura.
- Observe sob um microscópio de baixa ampliação. Grãos de pólen tingidos preto mostram viabilidade mais vigorosa, nenhuma cor ou marrom-amarelo tingido são atrofiados ou degenerados.
- Realize uma seção semi-fina de anther de arroz
- Fixar as flores de arroz de diferentes estágios de desenvolvimento em uma solução da FAA. Aspire os materiais a 4 °C (geralmente 15 min) para permitir que o fixador penetre nos tecidos até que o material afunde no fundo da garrafa de coleta.
- Substitua por uma nova solução da FAA no dia seguinte. Uma vez que o material afunde até o fundo, substitua com 70% de etanol e armazene a 4 °C para uso a longo prazo.
- Desidratar os materiais com diferentes gradientes de etanol (70%, 80%, 95% cada vez por 30 min, 100% etanol por 2h, 100% etanol contendo um pouco de corante safranin por 2h).
NOTA: Adicione um pouco de corante Safranin no segundo 100% etanol para colorir os antethers para facilitar a secção depois. - Realize a incorporação seguindo as instruções do fabricante (Tabela de Materiais). Em seguida, asse em forno a 60 °C por 48 h antes de se seccionar.
- Selar a amostra para uma espessura de 2 μm usando um microtome. Adicione uma gota de água na lâmina de vidro. Em seguida, pegue as seções finas contendo blocos de anárpe por fórceps e coloque-as na superfície da gota d'água nas lâminas.
- Coloque os slides no banho de água a 50 °C para espalhar completamente as seções para deixá-lo firmemente aderir ao escorregador.
- Use 0,5% de toluidina azul solução manchar os slides por 30 minutos. Em seguida, enxágue com água e seque no capô da fumaça. Selar com cola de árvore neutra. Coloque delicadamente uma mancha de cobertura no escorregador e seque no capô da fumaça.
- Observe e fotografe a amostra sob um microscópio.
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Representative Results
Demonstrado aqui o uso da tecnologia de edição de genes para criar uma linha masculina estéril para futuras pesquisas da Agrobacterium- transformação genética mediada em arroz. Para criar a linha masculina estéril de osabcg15,a mutagênese mediada pelo CRISPR-CAS9 foi usada para a construção de vetores binários. O sgRNA foi conduzido pelo promotor osU3, enquanto o de expressão de hSpCas9 foi impulsionado pelo promotor duplo 35S, e o vetor médio foi montado em um único vetor binário pCAMBIA1300 projetado para a transformação estável de arroz mediada por Agrobacterium. Uma representação gráfica da construção que foi utilizada para mutagênese mediada por CRISPR/Cas9 de arroz é fornecida na Figura 1A.
As Figuras 2 e Figura 3 representam todo o procedimento de produção de arroz transgene. As inflorescências jovens foram escolhidas como explantas (Figura 2) e induziram o calo embrionário friável (FEC) no prazo de 14 dias após a inoculação no meio NBD2(Figura 3A). Os cali embrionários foram utilizados diretamente para a transformação mediada por Agrobacterium(Figura 3C) ou subcultura para proliferação para obtenção de mais calli para infecção adicional(Figura 3B). Após co-cultivar por 48 h no meio NBD2-AS em condições escuras(Figura 3D),o cali foi deslocado para uma segunda rodada de meio de seleção. Após 10-14 dias, calli transformado mostrou alguns pequenos microcalli recém-formados na periferia da mãe cali, enquanto a cor do cali não transformado se transformou em marrom e morreu eventualmente (Figura 3E,F). Posteriormente, cali colorido saudável e cremoso foram transferidos para o meio de regeneração duas vezes. Nesta fase, calli transformado mostrou gradualmente manchas verdes (brotos de tiro) (Figura 3G,H). Estes recém-gerados pontos verdes foram cultivados em uma garrafa plástica estéril contendo meio de regeneração para permitir o crescimento de brotos(Figura 3I), e depois deslocados (como brotos frescos) para um meio de 1/2 MS para induzir raízes. Posteriormente, foram colhidas brotos de cultivo saudáveis e vigorosos com raízes bem desenvolvidas(Figura 3J).
No total, foram obtidas 21 mudas regeneradas. A amplificação da PCR para a região da higmímica mostrou que 18 de 21 podem amplificar a faixa correspondente, indicando que essas linhas são transgênicas(Figura 4),e a frequência de transformação correspondente é de cerca de 85,71%(Tabela 2). Os transformadores foram genótipados para identificar as mutações no local de destino sgRNA utilizando primers que abrangem a região alvo por sequenciamento PCR amplicon e Sanger, Entre as plantas transgênicasT 18 0, oito linhas heterozigous e três linhas homozidas foram CRISPR-Cas9 positivas, com frequências de mutação correspondentes de 61,11%(Figura 1B, Tabela 2).
Os mutantes homozigos foram validados pela observação básica de órgãos reprodutivos masculinos(Figura 5). Os anthers de osabcg15 eram menores e mais pálidos que os do tipo selvagem (Figura 5A,D), e não tinham grãos maduros de pólen(Figura 5B,E). A microscopia transversal foi realizada para investigar os defeitos morfológicos anteros em osabcg15 em comparação com o tipo selvagem. Na fase 10, microsporos do tipo selvagem tornaram-se em forma redonda e vacuolados com exina manchada de azul escuro(Figura 5C). Em contrapartida, os microsporos osabcg15 entraram em colapso e degradaram, apenas os detritos de microsporos degenerados existem no locule anther(Figura 5F).
Figura 1: Construir informações para o sistema CRISPR/Cas9 e mutagênese direcionada do OsABCG15. (A) O sgRNA foi conduzido pelo promotor osU3, enquanto o de expressão de hSpCas9 foi impulsionado pelo promotor duplo 35S; o vetor médio foi montado em um único vetor binário projetado para a transformação estável mediada por Agrobacteriumde arroz. (B) A sequência (5'-AAGCACATCCTCAAGGGGAT-3') localizada no segundo exon do gene OsABCG15 foi selecionada como o local alvo do sgRNA. Três tipos de eventos de mutação homozigos foram gerados por CRISPR-Cas9 na cultivar japonica 9522 fundo, e sanger sequenciamento cromatógramas de locais de mutação induzido CRISPR-Cas9 são mostrados. A linha 9522osabcg15-1 tem uma inserção de nucleotídeo único (1-nt) 'A'; linha 9522osabcg15-2 tem uma inserção de nucleotídeo único (1-nt) 'G'; e a linha 9522osabcg15-3 tem uma exclusão de nucleotídeo único (1-nt) 'G'. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Materiais iniciais para induzir calo. (A) Inflorescências de arroz jovem na fase de meiose. (B) Dissecando inflorescências jovens crescendo no meio NBD2. Barra = 2 cm em (A). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Procedimento para produção de linhas transgênicas pela transformação mediada pela Agrobacterium. (A) Arroz cali gerado a partir das inflorescências jovens. Subculturade calii. (C) Incubação de calísis com A. tumefaciens. (D) Co-cultivo de calísico com A. tumefaciens. (E) Primeiro ciclo de seleção de calis transformados na presença de Higromicina (40 mg/L). (F) Segundo ciclo de seleção de calli transformado na presença de Higromicina (40 mg/L). (G) Primeira regeneração de cali transformado. (H) A segunda regeneração do calii transformado, observando o ponto de tiro verde na placa de cultura. (I) Atire na cultura de indução. (J) Indução de raiz. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Análise das frequências de transformação das mudas de arroz regeneradas. Produtos pcr amplificados que mostram um fragmento de 604 bp (1-8, 10-14, 16-20) após 1,5% de eletroforese de gel agarose indicam linhas transgênicas positivas. As linhas que não possuem o fragmento são não transformadas (9, 15, 21), semelhantes ao controle do tipo selvagem (WT). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Observação fenotípica básica do tipo selvagem (9522) e mutante 9522osabcg15-1. (A) Flor de tipo selvagem (9522) e (D) 9522asabcg15-1 flor mutante após a remoção do lema e palea. gl, gl; fi, filamento; lo, lodicule; pi, pistil; st. Stamen. (B) I2-KI coloração de grãos maduros de pólen de tipo selvagem (9522) e (E) 9522osabcg15-1 linha. (C) Análise do desenvolvimento de anther no tipo selvagem (9522) e (F) 9522osabcg15-1 mutante por observação transversal. DMsp, microsporos degenerados; E, epiderme; En, endothecium; Msp, microsporo; T, tapetum. Barras = 2 mm em (A) e (D),100 μm em (B) e (E), 50 μm em (C) e (F). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Tabela 1: Composições de mídia para transformação de arroz. Clique aqui para baixar esta tabela.
Tabela 2: Eficiência de transformação e edição de genes dos mutantes do OsABCG15 gerados por CRISPR-Cas9 na geração T0. Clique aqui para baixar esta tabela.
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Discussion
Mutantes estéreis artificiais machos são tradicionalmente gerados por mutagênese física, química ou biológica aleatória. Embora sejam técnicas poderosas, sua natureza aleatória não consegue capitalizar a vasta quantidade de conhecimento genômico moderno que tem o potencial de proporcionar melhorias personalizadas na reprodução molecular32. O sistema CRISPR-Cas9 tem sido amplamente utilizado em plantas devido aos seus meios simples e acessíveis para manipular e editar DNA29,33; ele tem potencial para economizar tempo em comparação com os métodos tradicionais de mutagênese.
Aqui, desenvolvemos um conveniente sistema de transformação mediada por Agrobacteriumusando inflorescências jovens como explantas para indução de calo. Existem algumas etapas no procedimento transgene que podem ser omitidas para economizar tempo. Usar inflorescências jovens como material inicial é uma boa escolha para minimizar a duração geral da indução do calo em comparação com o uso de sementes como explants. Além disso, a diferenciação celular e a capacidade de regeneração são muito fortes nos cali obtidos a partir de inflorescências jovens. Nesse processo, pode-se evitar a subcultura de arroz cali, o que acaba economizando tempo, além de reduzir o risco de contaminação bacteriana e fúngica. Além disso, a temporalina foi usada como antibiótico em vez de carbenicilina, que é mais eficaz na inibição de bactérias.
O estudo e o protocolo introduzido para observação fenotípica básica do desenvolvimento reprodutivo masculino no arroz são úteis para estudantes de graduação e pós-graduação interessados em biologia reprodutiva vegetal. Este protocolo conveniente deve ser rápido de entender e reprodutível para uso em estudos subsequentes de pesquisa.
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Disclosures
Nenhum.
Acknowledgments
Os autores gostariam de reconhecer Xiaofei Chen por fornecer as inflorescências de arroz jovens e assistência para tornar a cultura do tecido de arroz meio. Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciência Natural da China (31900611).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1-Naphthaleneacetic acid | Sigma-Aldrich | N0640 | |
| 2, 4-Dichlorophenoxyacetic Acid | Sigma-Aldrich | D7299 | |
| 6-Benzylaminopurine (6-BA) | Sigma-Aldrich | B3408 | |
| Acetosyringone | Sigma-Aldrich | D134406 | |
| Agar | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10000561 | |
| Ammonium sulfate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10002918 | |
| Aneurine hydrochloride | Sigma-Aldrich | T4625 | |
| Anhydrous ethanol | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10009218 | |
| Bacteriological peptone | Sangon Biotech | A100636 | |
| Beef extract | Sangon Biotech | A600114 | |
| Boric acid | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10004808 | |
| Calcium chloride dihydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 20011160 | |
| Casein acid hydrolysate | Beijing XMJ Scientific Co., Ltd | C184 | |
| Cobalt(II) chloride hexahydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10007216 | |
| Copper(II) sulfate pentahydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10008218 | |
| D(+)-Glucose anhydrous | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 63005518 | |
| D-sorbitol | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 63011037 | |
| EDTA, Disodium Salt, Dihydrate | Sigma-Aldrich | E5134 | |
| EOS Digital SLR and Compact System Cameras | Canon | EOS 700D | |
| Formaldehyde | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10010018 | |
| Fully Automated Rotary Microtome | Leica Biosystems | Leica RM 2265 | |
| Glacial acetic acid | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10000208 | |
| Glycine | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 62011516 | |
| Hygromycin | Beijing XMJ Scientific Co., Ltd | H370 | |
| Inositol | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 63007738 | |
| Iodine | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10011517 | |
| Iron(II) sulfate heptahydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10012116 | |
| Kanamycine | Beijing XMJ Scientific Co., Ltd | K378 | |
| Kinetin | Sigma-Aldrich | K0753 | |
| L-Arginine | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 62004034 | |
| L-Aspartic acid | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 62004736 | |
| L-Glutamine | Beijing XMJ Scientific Co., Ltd | G229 | |
| L-proline | Beijing XMJ Scientific Co., Ltd | P698 | |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10013018 | |
| Manganese sulfate monohydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10013418 | |
| Microscopes | NIKON | Eclipse 80i | |
| MS | Phytotech | M519 | |
| Nicotinic acid | Sigma-Aldrich | N0765 | |
| Phytagel | Sigma-Aldrich | P8169 | |
| Potassium chloride | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10016308 | |
| Potassium dihydrogen phosphate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10017608 | |
| Potassium iodide | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10017160 | |
| Potassium nitrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 1001721933 | |
| Pyridoxine Hydrochloride (B6) | Sigma-Aldrich | 47862 | |
| Rifampicin | Beijing XMJ Scientific Co., Ltd | R501 | |
| Sodium hydroxide | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10019718 | |
| Sodium molybdate dihydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10019816 | |
| Stereo microscopes | Leica Microsystems | Leica M205 A | |
| Sucrose | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10021418 | |
| Technovit embedding Kits 7100 | Heraeus Teknovi, Germany | 14653 | |
| Timentin | Beijing XMJ Scientific Co., Ltd | T869 | |
| Toluidine Blue O | Sigma-Aldrich | T3260 | |
| Water bath for paraffin sections | Leica Biosystems | Leica HI1210 | |
| Yeast extract | Sangon Biotech | A515245 | |
| Zinc sulfate heptahydrate | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10024018 |
References
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