Summary
在这里，我们提出了一种医源性骨折Wistar白化大鼠股骨干并跟进愈伤组织发展的协议。这种股骨截骨模型可以帮助研究人员评估骨折愈合的过程，并研究药物如何影响骨折愈合。
Abstract
骨折愈合是通过成骨细胞和破骨细胞的协调作用导致骨缺损再生的生理过程。骨合成代谢药物有可能增强骨折的修复，但具有高成本或不良副作用等限制。药物的骨愈合潜力最初可以通过 体外 研究来确定 ，但最终 的概念验证需要体内研究。我们的目标是开发一种股骨截骨啮齿动物模型，该模型可以帮助研究人员了解股骨干骨折后愈伤组织形成的发展，并有助于确定潜在的药物是否具有骨愈合特性。成年雄性Wistar白化大鼠在机构动物伦理委员会批准后使用。对啮齿动物进行麻醉，在无菌条件下，使用开放截骨术在股骨干中部三分之一处产生完全横向骨折。骨折复位并使用髓内K线进行内部固定，并允许进行继发性骨折愈合。术后给予腹膜内镇痛药和抗生素5 d。每周连续 X 线检查评估愈伤组织形成情况。根据放射学预先确定的时间点处死大鼠，放射学和免疫组织化学分析骨折愈伤组织的发展。
Introduction
骨是一种致密的结缔组织，由成骨细胞、成骨细胞和骨吸收细胞（破骨细胞）组成。骨折愈合是通过成骨细胞和破骨细胞的协调作用导致骨缺损再生的生理过程1.当发生骨折时，骨折部位的成骨细胞和破骨细胞活动是决定骨愈合的一些重要因素2。当骨折愈合偏离其正常病程时，会导致愈合延迟、畸形愈合或不愈合。当骨折愈合失败 9 个月，最近 3 个月内没有修复进展时，称为骨折不愈合3.大约 10%-15% 的骨折修复延迟，可能进展为不愈合4。所有骨折的不愈合率为 5%-10%，并且因受累骨骼和骨折部位而异5.
目前治疗骨折不愈合的方案包括手术和/或药物方式。目前，骨折延迟或不愈合可以通过骨移植等手术策略来克服。然而，骨移植有其局限性和并发症，如移植组织的可用性、供体部位疼痛、发病率和感染6。药物治疗包括骨合成代谢药物，如骨形态发生蛋白（BMP）和特立帕肽（副激素类似物）。目前使用的骨合成代谢药物有可能增强骨折的修复，但具有诸如高昂的成本或不良副作用等限制7。因此，有确定具有成本效益的非手术骨愈合替代方案的空间。药物的骨愈合潜力最初可以通过 体外 研究来确定 ，但最终 的概念验证需要体内研究。已知可增强骨愈合的药物应在 体外 进行评估，如果发现有希望，可用于 体内 动物模型研究。如果药物在 体内 模型中被证明可以促进骨形成和重塑，则可以进入下一阶段（即临床试验）。
评估动物的骨折愈合是评估在进行人体试验之前引入骨愈合的新型药物的合乎逻辑的一步。对于骨折愈合的 体内 动物模型研究，啮齿动物已成为越来越流行的模型8。由于运营成本低，对空间的需求有限，骨骼愈合所需的时间更少，啮齿动物模型引起了越来越多的兴趣9。此外，啮齿动物具有广泛的抗体和基因靶标，可以研究骨愈合和再生的分子机制10。共识会议全面强调了各种小动物骨骼愈合模型，重点关注影响骨骼愈合的不同参数，并强调了几种小动物骨折模型和植入物11。
基本裂缝模型大致可分为开放模型或封闭模型。闭合性骨折模型在骨骼上使用三点或四点弯曲力，不需要传统的手术方法。它们导致斜骨折或螺旋骨折，类似于人类的长骨折，但骨折位置和尺寸缺乏标准化可能是其中的混杂因素12。开放性骨折模型需要手术通路才能进行骨切开术，有助于在骨折部位实现更一致的骨折模式，但与闭合模型相比，与愈合延迟有关13。用于研究骨折愈合的骨骼选择主要仍然是胫骨和股骨，因为它们的尺寸和可及性。骨折部位的选择通常是骨干或干骺端。在骨质疏松症受试者研究中研究骨折愈合的情况下，专门选择干骺端区域，因为干骺端受骨质疏松症的影响更大14.可以使用髓内销和外固定器等几种植入物来稳定骨折11，15。
这项研究的目的是开发一种简单易懂的啮齿动物模型，该模型不仅可以帮助研究人员了解股骨骨折后愈伤组织的发展，还可以通过了解其作用机制来帮助确定潜在药物是否具有骨愈合特性。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
动物实验是在获得印度新德里AIIMS机构动物伦理委员会（IAEC）的伦理批准后进行的（286/IAEC-1/2021）。
1.术前程序
- 家养雄性Wistar白化大鼠6-8周龄，每只体重在150-200克之间，在中央动物设施（CAF）的单独笼子里。这确保了当多只大鼠共用笼子时不会造成手术/骨折部位损伤。
- 将大鼠保持在相对湿度为50%±5%的湿度控制环境中的温度为23°C±2°C，将它们暴露于12小时的暗/光循环中， 并随意获得 食物（标准半合成饮食）：颗粒饮食（干）和水。标准半合成饮食的组成如下：烤孟加拉克面粉（60%），小麦粉（22%），酪蛋白（4%），脱脂奶粉（5%），精炼油（4%），淀粉盐混合物（4.8%）和维生素胆碱与淀粉混合物（0.2%）。
- 在手术前使大鼠适应至少48小时。
- 在数字秤上称量每只大鼠并记下重量。
- 在开始外科手术前15分钟向大鼠腹膜内（IP）注射头孢呋辛（100mg / kg体重），曲马多（25mg / kg体重）和氯胺酮（75mg / kg体重）与甲苯噻嗪（10mg / kg体重）的组合。在双眼上涂抹眼药膏以防止干眼症。
- 从右下肢，从侧腹区域到膝关节去除毛发，局部应用脱毛膏。
注意：可以从每只大鼠的尾静脉收集血液（0.5mL），用于不同参数的基线分析。手术后每2周可以再次采集血液。
2. 通过开放截骨术造成完全横断的外科手术
注意：使用带有手术台和最佳环境温度（26°C）的指定手术室来执行该程序。
- 将蜡块（铝托盘30厘米x 30厘米x 4厘米，含蜡，深度可达2.5厘米）放在手术台上，并用无菌窗帘覆盖。蜡块可防止动物在手术过程中位置的任何变化。
- 确认麻醉的开始（通过检查脚趾捏的损失）。将麻醉的大鼠放在左侧位置的无菌窗帘上。请助手伸展右下肢（膝盖和臀部）。在右腿下方保留无菌硬支撑物（大理石块）以支撑股骨。用酒精和甜菜碱清洁手术部位。
- 在切口部位（右大腿外侧）注射局部麻醉（0.25mL 1%利多卡因），在另一个无菌窗帘上切一个洞，并通过它仅暴露大鼠的右腿进行手术。
- 在右大腿外侧开一个 1 cm 的垂直皮肤切口，并根据需要用 15 号手术刀片将其延伸。
- 通过使用梅岑鲍姆剪刀分离深筋膜来暴露股外侧肌。使用动脉钳将股外侧肌与肌纤维对齐，直到到达股骨干。
- 使用骨膜升降机将骨骼从附着在其上的肌肉中解放出来。
- 在骨膜内和周围注射局部麻醉（0.2 mL 1% 利多卡因），以防止血管迷走神经反射。
- 使用15号手术刀片在股骨干的中间三分之一处创建一个凹痕，并通过在压痕上放置凿子（使凿子不会滑动）并用锤子轻轻敲击凿子来骨折（完全骨折）。使用无菌硬支撑（大理石块）支撑骨头，同时将其压裂以确保干净断裂。
注意：无菌硬支撑通常不会对下面的肌肉造成重大伤害。 - 在电池供电的电钻的帮助下，使用无菌 K 线 （1.0 mm） 在内部固定骨折。将 K 线通过骨折部位进入远端碎片的髓管。然后，使用电池供电的电钻将 K 线钻出股骨远端。
注意：使用前用酒精对电钻表面进行消毒。固定K线后更换手套。 - 复位骨折后，将 K 线从远端推进到近端碎片的管中，直到在转子区域获得购买。使用线切割器切断穿过皮肤的 K 线的远端部分。
- 使用钳子将K线的尖端弯曲约90°，并使用浸有甜菜碱的纱布绷带进行针位敷料。K线充当髓内夹板，使骨折保持在缩小的位置。
- 在使用3-0尼龙缝合线闭合皮肤之前确保完全止血。使用无菌纱布或动脉钳对出血区域施加压力以止血。
- 用甜菜碱清洁伤口，并用无菌纱布和微孔胶带覆盖。
3. 术后护理
- 将大鼠放回笼子，允许正常行走，并继续给予标准的半合成饮食，直到牺牲它们，以及抗生素（注射头孢呋辛100mg / kg）和镇痛药（注射曲马多25mg / kg /天，分两次剂量）腹膜内手术后5天。
注意：大鼠可以分为治疗组和对照组以测试特定药物。如果药物是水溶性的，可以通过管饲法口服。可以注意到个体动物的重量以计算要使用的药物的剂量。可以遵循纳入和排除标准，以确保动物群体的同质性。 - 将动物饲养在与术前相似的条件下的单独笼子中。每天检查手术部位，寻找术后疼痛、伤口感染、缝合线滑移或任何腹部肿胀或不适的任何迹象。
- 每周一次通过骨折部位的 X 线检查评估骨愈合情况。
4. 放射程序
- 在X射线之前，用腹膜内注射氯胺酮（50mg / kg体重）和甲苯噻嗪（5mg / kg体重）麻醉大鼠。
- 将大鼠的髋关节保持在弯曲和外展的位置，同时保持膝关节半弯曲，以使用以下暴露设置拍摄骨折肢体的 X 射线：参考 kVp ≈ 62;参考 mAS = 6.4;和自动曝光设置（参考 mA=160）。
注意：X射线在基线（手术后1天）拍摄，然后每周一次，直到处死或5周。
5. 动物安乐死和愈伤组织回收
- 通过过量的二氧化碳（以7-8L / min的流速施用100%CO21 分钟，然后等待4-5分钟）在两个先前确定的时间点处死大鼠，分别基于软桥和硬桥老茧的放射学外观。
- 切开平行于股骨的皮肤，并小心地分离上覆的肌肉，以避免损伤愈伤组织。
- 用锤子和凿子骨折髋关节和愈伤组织之间的骨头。同样，使骨痂和膝关节之间的骨骨折。取下K线并用盐水清洁骨片以去除血凝块和软组织。
- 立即将愈伤组织转移到带有 10% 中性缓冲福尔马林（每个样品 20 mL）的标记容器中，并在室温 （RT） 下保存 3 天。
6.骨和愈伤组织脱钙化
- 从福尔马林中取出愈伤组织，并将其保持在室温下，置于20%ETDA溶液（pH 7）中，用于骨组织脱钙。
- 每 2 天更换一次新鲜的 EDTA 溶液，持续约 3 周，并在不干扰愈伤组织的情况下用针戳骨检查骨脱钙。最佳脱钙表示为骨组织的正常砂砾感的丧失。
- 完全脱钙后，切开愈伤组织的矢状面部分并准备愈伤组织的石蜡块。切割4μm厚的愈伤组织切片，用于组织病理学16 和任何其他比较分析17。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
本研究旨在开发Wistar白化大鼠的股骨截骨模型。该模型可用于评估骨愈合，以及有前途的骨合成代谢药物在骨愈合中的成骨作用。遵循标准的手术预防措施和方案。手术使用了无菌长袍，窗帘和手术设备（图1）。设备（表1）在手术前48小时灭菌。按照协议使用麻醉剂，镇痛剂和抗生素，以确保动物始终保持无疼痛和感染。可以从每只大鼠的尾静脉收集血液（0.5mL），用于基线分析，并在骨折愈合时按时间顺序比较不同参数。使用脱毛膏将毛发从侧腹区域去除到膝盖区域（图2）。截骨手术大约需要10分钟才能完成（从第一个切口到缝合）。在遵循无菌预防措施时，感染和死亡率可以忽略不计。局部麻醉（利多卡因）后切开一个切口，股骨干在缩回股外侧纤维后暴露出来（图3）。使用手术刀片在骨骼中形成凹痕（凹槽），以确保凿子不会滑动。使用无菌硬支撑（大理石块）在骨折时支撑骨骼以确保干净断裂（图1）。使用凿子和锤子在股骨干的中间三分之一处诱导完全横向骨折（图4）。
使用无菌K线（1.0毫米）在内部固定骨折。K线通过骨折部位进入远端碎片的髓管。然后通过股骨远端钻出K线。骨折减少，然后将K线从远端推进到近端碎片的管中，直到它在转子区域获得购买。穿过皮肤的K线的远端部分被切断。K线充当髓内夹板，将骨折保持在缩小的位置（图5）。
在手术后1天拍摄骨折区域的X射线，此后每周进行一次，以评估骨痂的外观（骨折愈合的开始）和桥接愈伤组织的外观（骨折间隙愈合的第一个时间点），由放射科医生评估（图6）。比较评估骨折愈合的两个放射学时间点是（软）愈伤组织的外观（可视化）和桥接（硬）愈伤组织的外观。
处死后，将股骨小心地保存在福尔马林中，然后进行骨脱钙方案（图7）。在祭祀过程中移除了K线，注意不要打扰愈伤组织。完全脱钙后，将骨切成矢状切片，并在需要时保存在石蜡块中以进行切片（4μm厚的切片）。骨折部位和愈伤组织处的苏木精和伊红染色切片在 5 周结束时确认软骨和新骨形成（图 8）。
图1：无菌手术器械放在手术台上的手术单上。外科医生准备使用无菌器械在无菌环境中开始外科手术。请点击此处查看此图的大图。
图2：放在手术台上的麻醉大鼠。 在对大鼠进行麻醉并去除切口部位周围的毛发后，将其保持在手术台上的左侧位置，露出右腿进行截骨术。另一种手术单用于将右腿穿过该单上的孔，以确保仅露出腿部，从而最大限度地减少伤口感染。 请点击此处查看此图的大图。
图3：外科手术：大鼠股骨干暴露。在截骨术中，股外侧暴露后，将其与肌纤维分开以暴露股骨干。使用骨膜升降机将骨骼从附着的肌肉中解放出来。请点击此处查看此图的大图。
图 4：使用凿子和锤子在股骨干的中间三分之一处创建完整的横向截骨术。 通过用锤子轻轻敲击凿子，在股骨干的中间三分之一处产生完全横向骨折。 请点击此处查看此图的大图。
图 5：K 线充当髓内夹板，将骨折保持在缩小的位置。 K线通过骨折部位进入远端碎片的髓管。然后通过股骨远端钻出K线。骨折减少，然后K线从远端推进到近端碎片的管中，直到在转子区域获得购买。这是使用电池供电的电钻完成的。 请点击此处查看此图的大图。
图6：原位K线的大鼠股骨X射线。 （A）诱导骨折前和（B）手术后1天。通过每周连续对手术部位进行 X 射线检查，以放射学评估愈伤组织形成，从而对骨折愈合进行放射学监测。骨折保持复位并用髓内 K 线固定。前后代表性数据并非来自同一动物。请点击此处查看此图的大图。
图7：在预定的时间点处死动物后获得的骨（最佳脱钙后）。 （A） 完整的愈伤组织;（B）愈伤组织的矢状面。牺牲动物后，使用所述方法获得，保存和脱钙骨折部位的区域。在通过任何其他技术（以厘米为单位的参考刻度）评估之前，间歇性地评估愈伤组织以确保最佳脱钙。 请点击此处查看此图的大图。
图 8：苏木精和伊红染色的骨折部位部分显示硬骨组织，形成软骨和新骨。 （一）放大倍率低;（B）高放大倍率。骨折部位的苏木精和伊红染色切片显示硬骨组织，形成软骨（黑色箭头）和新骨（黄色箭头）（A：40x;B：100倍）。蓝色箭头显示骨骼的骨折端，红色箭头显示第二个皮质区域。 请点击此处查看此图的大图。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
该方法清晰地描述了在Wistar白化大鼠中开发骨折截骨模型所需的细节。该模型可用于评估有前途的骨合成代谢药物在骨折愈合中的成骨作用，以及了解骨愈合的复杂性。这种方法的显着特点是简单，不需要太多时间或复杂的设备。该方法选取成年雄性白化大鼠作为实验的啮齿动物模型。选择统一的性别以消除与性激素相关的骨骼愈合的任何混杂因素。
这项研究遵循开放截骨术的程序，与其他组以及其他小动物模型11，18，19相似。与其他骨愈合模型相比，该方法遵循的开放截骨术的优点是损伤诱导（完全皮质骨折）类似于常规长骨骨折，并且该方法中的骨折愈合类似于常规骨折，与钻孔骨损伤相比，通过愈伤组织形成进行二次骨愈合（内软骨化）， 原发性骨愈合（膜内骨化）20。开放截骨术的方法也优于封闭式截骨术或三点加压法，后者存在骨折破碎的可能性和骨折线的巨大差异，从而导致骨折愈合的差异21。与闭合截骨术相比，开放截骨术增加了伤口感染的机会，但是，与其他研究类似，我们观察到，在适当的预防措施下，伤口感染可以忽略不计22。在这种方法中还观察到，在用凿子和锤子破裂之前，用刀片在骨头上形成凹槽（凹痕），以形成均匀的断裂线，并避免凿子在骨头上滑动。我们在这种方法中引入的另一项修改是在要骨折的骨头下方保留一个坚硬的无菌块。这不仅在产生断裂时提供了反作用力，还有助于避免破碎、挤压或不规则的断裂线。这通常不会对下面的肌肉造成任何重大伤害。
在开始完整实验之前，我们的研究使用X射线来确定基于愈伤组织作为第一个时间点的放射学外观和桥接（硬）愈伤组织作为动物的第二个时间点的出现来确定处死的时间点。当任何治疗或对照组达到特定时间点时，应牺牲整个比较组的动物，以使用成骨细胞和破骨细胞标志物的免疫组织化学分析来比较它们的老茧。这将确保不同治疗组和对照组之间的公正比较。大鼠骨折部位的X射线应每周进行一次，血液样本（尾静脉）应每隔2周采集一次，直到它们达到各自的处死时间点。每周进行一次X射线检查（在麻醉下），以评估放射科医生（对对照组和治疗组不知情）的愈伤组织形成。X射线还有助于证实和证实骨愈合的生物学参数。
这种方法涉及应用K线作为髓内夹板，以保持骨折固定在缩小的位置。然而，髓内针固定不能像电镀和外固定器那样为骨折提供绝对的稳定性，有时可能与伤口感染、针移位、股骨干皮质穿孔等并发症有关。我们的研究还表明，最好在骨膜内和周围注射利多卡因，这对疼痛非常敏感。这可以防止截骨术期间的剧烈疼痛和神经源性休克的可能性。还观察到，保持低腹膜内注射量有助于最大限度地减少大鼠随后的呼吸窘迫。术后持续使用镇痛药和抗生素5天，以防止任何疼痛或感染。在这项研究中，选择股骨来诱导骨折，因为它易于接近，易于干净地折断，并且由于其笔直的轮廓，更容易插入K线。当K线进入股骨近端碎片时必须小心，因为有损伤股动脉出血的风险。据观察，如果留下太多的残留线从皮肤中伸出，大鼠往往会拔出K线。
骨愈合结果的参数是动物（不同群体和不同时间点）的血液和愈伤组织中的成骨细胞和破骨细胞标志物。对于成骨细胞标志物，可以选择骨钙素、Col1A1、RANKL、P1NP和骨特异性碱性磷酸酶，同时评估CTX和RANK以评估破骨细胞活性。其中一些参数可以在血清中评估，而其他参数可以通过愈伤组织中的免疫组织化学进行评估。这些参数通过同时评估成骨细胞和破骨细胞活性来提供骨重塑的整体视图。
这项研究的局限性在于它不能评估愈伤组织的抗拉强度。理想情况下，生物力学研究会增加数据的价值。在处理愈伤组织和相邻骨组织进行脱钙时需要谨慎，因为不完全脱钙不会在免疫组织化学中获得最佳结果。
该协议使用啮齿动物模型评估骨折愈合，对于所有试图评估具有骨合成代谢活性的有前途的药物的组都是有用的。这是一个简单的模型，用于准确评估啮齿动物模型中的骨和骨折愈合，同时评估成骨细胞和破骨细胞活动以及骨骼重塑，从而提供有用的机制见解。如果允许围绕动物数量的资源和物流，也可以通过骨折愈合的放射学评估以及比较抗拉强度来加强生物指标，后者评估愈合骨骼的机械身材。阐明作用机制的研究优于纯粹的观察性研究。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者没有任何利益冲突或任何其他财务披露。
Acknowledgments
作者要感谢印度政府AYUSH部顺势疗法研究中央委员会（CCRH）的研究经费。作者感谢新德里AIIMS中央动物设施的帮助和支持，感谢他们对动物实验的帮助和支持，感谢新德里AIIMS的CMET，感谢他们在摄影和摄像方面的帮助和支持。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alcohol | Raman & Weil Pvt. Ltd, Mumbai, Maharashtra, India | MFG/MD/2019/000189 | Sterillium hand disinfectant |
| Artery forceps | Nebula surgical, Gujarat, India | G.105.05S | 5", straight |
| Bard-Parker handle | Nebula surgical, Gujarat, India | G.103.03 | Size number 3 |
| Betadine solution | Win-medicare New Delhi, India | UP14250000001 | 10% w/v Povidone iodine solution |
| Cat's-paw skin retractor | Nebula surgical, Gujarat, India | 908.S | Small |
| EDTA | Sisco research laboratories Pvt. Ltd, Maharashtra, India | 43272 | Disodium salt |
| Eosin | Sigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Mumbai, Maharashtra, India | 115935 | For preparing the staining solution |
| Forceps (plain) | Nebula surgical, Gujarat, India | 115.06 | 6", plain |
| Forceps (toothed) | Nebula surgical, Gujarat, India | 117.06 | 6", toothed |
| Formaldehyde | Sisco research laboratories Pvt. Ltd, Maharashtra, India | 84439 | For preparing the neutral buffered formalin |
| Haematoxylin | Sigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Mumbai, Maharashtra, India | 104302 | For preparing the staining solution |
| Hammer | Nebula surgical, Gujarat, India | 401.M | |
| Injection Cefuroxime | Akumentis Healthcare Ltd, Thane, Maharashtra, India | 48/UA/SC/P-2013 | Cefuroxime sodium IP, 1.5 g/vial |
| Injection Ketamine | Baxter Pharmaceuticals India Private Limited, Gujarat, India | G/28-B/6 | Ketamine hydrochloride IP, 50 mg/mL |
| Injection Xylazine | Indian Immunologicals Limited, Hyderabad, Telangana, India | 28/RR/AP/2009/F/G | Xylazine hydrochloride USP, 20 mg/mL |
| Injection Lignocaine | Jackson laboratories Pvt Limited, Punjab, India | 1308-B | 2% Lignocaine Hydrochloride IP, 21.3 mg/mL |
| Injection Tramadol | Intas Pharmaceuticals Limited, Ahmedabad, Gujarat, India | MB/07/500 | Tramadol hydrochloride IP, 50 mg/mL |
| K-wire | Nebula surgical, Gujarat, India | 166 (1mm) | 12", double ended |
| Mechanical drill for inserting K-wire | Bosch, Germany | 06019F70K4 | GSR 120-LI Professional |
| Metzenbaum cutting scissors | Nebula surgical, Gujarat, India | G.121.06S | 6", straight |
| Needle holder | Nebula surgical, Gujarat, India | G.108.06 | 6", straight |
| Ophthalmic ointment | GlaxoSmithKline Pharmaceutical Limited, Bengaluru, Karnataka, India | KTK/28a/467/2001 | Neomycin, Polymixin B sulfate and Bacitracin zinc ophthalmic ointment USP |
| Osteotome (chisel) | Nebula surgical, Gujarat, India | 1001.S.10 | 10 mm, straight |
| Periosteal elevator | Nebula surgical, Gujarat, India | 918.10.S | 10 mm, straight |
| Pliers cum wire cutter | Nebula surgical, Gujarat, India | 604.65 | |
| Reynold’s scissors | Nebula surgical, Gujarat, India | G.110.06S | 6", straight |
| Standard semi-synthetic diet | Ashirvad Industries, Chandigarh, India | No catalog number available | Detailed composition provided in materials used |
| Steel cup for keeping betadine for application | Local purchase | No catalog number available | |
| Steel tray with lid for autoclaving instruments | Local purchase | No catalog number available | |
| Sterile gauze | Ideal Healthcare Industries, Delhi, India | E(0047)/14/MNB/7951 | Sterile, 5cmx5cm, 12 ply |
| Sterile marble block for support | Local purchase | No catalog number available | Locally fabricated; autoclavable |
| Syringe and needle (1 mL) | Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, India | REF 303060 | 1 mL sterile Syringe with 26 G x 1/2 (0.45 mm x 13 mm) needle |
| Syringe and needle (2 mL) | Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, India | REF 307749 | 2 mL sterile syringe with 24 G x 1'' (0.55 mm x 25 mm) needle |
| Syringe and needle (10 mL) | Hindustan Syringes & Medical Devices Ltd. Faridabad, India | 334-B(H) | 10 mL sterile syringe with 21 G x1.5" (0.80 mm x 38 mm) needle |
| Surgical blades (size no.15) | Paramount Surgimed Ltd, New Delhi, India for Medline Industries Inc, IL, USA | REF MDS15115E | Sterile, Single use |
| Surgical blades (size no.24) | Paramount Surgimed Ltd, New Delhi, India for Medline Industries Inc, IL, USA | REF MDS15124E | Sterile, Single use |
| Sutures | Healthium Medtech Pvt Ltd, Bangalore, Karnataka, India | SN 3318 | 4-0, 16 mm, 3/8 circle cutting needle, monofilament polyamide suture |
| Wax block in aluminium tray | Locally fabricated | No catalog number available | 30 cm x 30 cm x 4 cm aluminium tray containing wax (to prevent animal from slipping) |
| X-ray machine | Philips India Ltd, Gurugram, Haryana | SN19861013 | Model: Philips Digital Diagnost R 4.2 |
References
- Wang, T., Zhang, X., Bikle, D. D. Osteogenic differentiation of periosteal cells during fracture healing. Journal of Cellular Physiology. 232 (5), 913-921 (2017).
- Fakhry, M., Hamade, E., Badran, B., Buchet, R., Magne, D. Molecular mechanisms of mesenchymal stem cell differentiation towards osteoblasts. World Journal of Stem Cells. 5 (4), 136-148 (2013).
- Bishop, J. A., Palanca, A. A., Bellino, M. J., Lowenberg, D. W.
- Fong, K., et al. Predictors of nonunion and reoperation in patients with fractures of the tibia: an observational study. BMC Musculoskeletal Disorders. 14 (1), 103 (2013).
- Ramoutar, D. N., Rodrigues, J., Quah, C., Boulton, C., Moran, C. G. Judet decortication and compression plate fixation of long bone nonunion: Is bone graft necessary. Injury. 42 (12), 1430-1434 (2011).
- Goulet, J. A., Senunas, L. E., DeSilva, G. L., Greenfield, M. L. V. H. Autogenous iliac crest bone graft: Complications and functional assessment. Clinical Orthopaedics and Related Research. 339, 76-81 (1997).
- Stevenson, M., et al. A systematic review and economic evaluation of alendronate, etidronate, risedronate, raloxifene and teriparatide for the prevention and treatment of postmenopausal osteoporosis. Health Technology Assessment. 9 (22), 1 (2005).
- Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse models in bone fracture healing research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
- Mills, L. A., Simpson, A. H. R. W. In vivo models of bone repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. British Volume. 94 (7), 865-874 (2012).
- Houdebine, L. -M. Transgenic Animal Models in Biomedical Research. Target Discovery and Validation Reviews and Protocols: Volume 1, Emerging Strategies for Targets and Biomarker Discovery. Sioud, M. , Humana Press. Totowa, NJ. (2007).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: Standards, tips and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
- Klein, M., et al. Comparison of healing process in open osteotomy model and open fracture model: delayed healing of osteotomies after intramedullary screw fixation. Journal of Orthopaedic Research. 33 (7), 971-978 (2015).
- Kolios, L., et al. Do estrogen and alendronate improve metaphyseal fracture healing when applied as osteoporosis prophylaxis. Calcified Tissue International. 86 (1), 23-32 (2010).
- Holstein, J. H., et al. Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration. Journal of Orthopaedic Trauma. 23, 5 Suppl 31-38 (2009).
- Umiatin, U., Dilogo, I. H., Sari, P., Wijaya, S. K. Histological analysis of bone callus in delayed union model fracture healing stimulated with pulsed electromagnetic fields (PEMF). Scientifica. 2021, 4791172 (2021).
- Han, W., et al. The osteogenic potential of human bone callus. Scientific Reports. 6, 36330 (2016).
- Haffner-Luntzer, M., et al. A novel mouse model to study fracture healing of the proximal femur. Journal of Orthopaedic Research. 38 (10), 2131-2138 (2020).
- Aurégan, J. C., et al. The rat model of femur fracture for bone and mineral research: An improved description of expected comminution, quantity of soft callus and incidence of complications. Bone & Joint Research. 2 (8), 149-154 (2013).
- Li, Z., Helms, J. A. Drill hole models to investigate bone repair. Methods in Molecular Biology. 2221, 193-204 (2021).
- Handool, K. O., et al. Optimization of a closed rat tibial fracture model. Journal of Experimental Orthopaedics. 5 (1), 13 (2018).
- Kobata, S. I., et al. Prevention of bone infection after open fracture using a chitosan with ciprofloxacin implant in animal model. Acta Cirurgica Brasileira. 35 (8), 202000803 (2020).
