Summary
Nous présentons ici un protocole de dénervation sympathique rénale (RDN) chez les souris souffrant d’hypertension induite par la perfusion d’angiotensine II. La procédure est reproductible, pratique et permet d’étudier les mécanismes de régulation des RDN sur l’hypertension et l’hypertrophie cardiaque.
Abstract
Les bénéfices de la dénervation sympathique rénale (RDN) sur la pression artérielle ont été prouvés dans un grand nombre d’essais cliniques au cours des dernières années. Cependant, le mécanisme de régulation de la RDN sur l’hypertension reste insaisissable. Il est donc essentiel d’établir un modèle RDN plus simple chez la souris. Dans cette étude, des mini-pompes osmotiques remplies d’angiotensine II ont été implantées chez des souris C57BL/6 âgées de 14 semaines. Une semaine après l’implantation de la mini-pompe osmotique, une procédure RDN modifiée a été réalisée sur les artères rénales bilatérales des souris à l’aide de phénol. Les souris appariées selon l’âge et le sexe ont reçu une solution saline et ont servi de groupe fictif. La pression artérielle a été mesurée au départ et chaque semaine par la suite pendant 21 jours. Ensuite, l’artère rénale, l’aorte abdominale et le cœur ont été prélevés pour un examen histologique à l’aide de la coloration H & E et Masson. Dans cette étude, nous présentons un modèle RDN simple, pratique, reproductible et standardisé, qui peut contrôler l’hypertension et soulager l’hypertrophie cardiaque. La technique peut dénerver les nerfs sympathiques rénaux périphériques sans endommager les artères rénales. Par rapport aux modèles précédents, le RDN modifié facilite l’étude de la pathobiologie et de la physiopathologie de l’hypertension.
Introduction
L’hypertension est une maladie cardiovasculaire chronique majeure dans le monde. L’hypertension non contrôlée pourrait endommager les organes cibles et contribuer à l’insuffisance cardiaque, aux accidents vasculaires cérébraux et aux maladies rénales chroniques 1,2,3. La prévalence de l’hypertension est passée de 20 % à 31 % entre 1991 et 2007 en Chine. Le nombre d’adultes souffrant d’hypertension en Chine pourrait doubler à la suite d’une récente révision des critères diagnostiques de l’hypertension (130/80 mmHg)4. L’hypertension peut être contrôlée par la médecine, cependant, environ 20% des patients sont incapables de contrôler leur hypertension, même lorsqu’ils reçoivent au moins trois médicaments antihypertenseurs (dont un diurétique) à la dose maximale tolérée, ce qui peut conduire au développement d’une hypertension pharmacorésistante5.
La dénervation sympathique rénale (RDN) s’est avérée être un traitement potentiel de l’hypertension. En 2009, Krum et ses collègues ont signalé pour la première fois un traitement de l’hypertension résistante utilisant le RDN. Il a été constaté que l’ablation percutanée de l’artère rénale peut effectivement provoquer une réduction persistante de la pression artérielle chez les patients6. Cependant, l’échec de l’essai Symplicity Hypertension 3 (HTN-3) a entravé l’application du RDN7, transformant le RDN en une thérapie controversée. Néanmoins, la perspective de RDN n’a pas encore été exclue. Des essais cliniques récents, dont RADIANCE-HTN SOLO, SPYRAL HTN-OFF MED/ON MED et SPYRAL HTN-OFF MED Pivotal, ont confirmé l’efficacité du RDN sur l’hypertension 8,9,10,11,12. Ainsi, des recherches mécanistiques plus détaillées doivent être effectuées pour explorer les effets du RDN.
Le but global de cette étude est de démontrer comment le RDN chez la souris peut être modifié pour produire une chirurgie plus simple et plus stable. Un grand nombre d’expériences ont étudié diverses approches de RDN, telles que la cryoablation intravasculaire, l’échographie extracorporelle et l’application locale d’un produit chimique ou d’une neurotoxine dans différents modèles animaux 13,14,15,16,17. Le modèle RDN généré par ablation chimique au phénol est un modèle expérimental bien établi pour étudier la pathogenèse de l’activation sympathique sur l’hypertension. Ce modèle est généré par corrosion chimique des nerfs sympathiques rénaux avec une solution de phénol/éthanol à 10% à l’aide d’un coton-tige18. D’une part, le RDN conventionnel inhibe potentiellement l’activité sympathique rénale, ce qui diminue alors la sécrétion de rénine et la réabsorption de sodium, et augmente le flux sanguin rénal. D’autre part, il supprime le système rénine-angiotensine-aldostérone19. Ainsi, RDN a un effet bénéfique sur l’hypertension. Cependant, le modèle RDN généré par ablation chimique manque de critères d’ablation et de temps d’ablation et les détails de la procédure expérimentale ne sont pas encore clairs. De plus, aucun rapport technique n’est disponible. Dans ce rapport, nous décrivons un protocole chirurgical pour la génération d’un modèle RDN avec du phénol en utilisant du papier de pesée dans l’hypertension induite par l’angiotensine II (Ang II) chez des souris C57BL / 6. Nous enveloppons l’artère rénale avec du papier de pesée contenant du phénol et unifions le temps d’ablation, ce qui aide à établir un modèle RDN plus reproductible et fiable. Ce modèle expérimental vise à évaluer l’effet des RDN sur l’hypertension.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Toutes les procédures d’expérimentation animale étaient conformes au Guide éthique pertinent pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (publication des NIH n ° 85-23, révisée en 2011) et ont été approuvées par les comités de recherche animale de l’hôpital de Huadong affilié à l’Université Fudan. Des souris C57BL/6 mâles âgées de quatorze semaines (28-30g) ont été divisées au hasard en quatre groupes : groupe Sham, groupe Sham + Ang II, groupe RDN, groupe RDN + Ang II, n = 6 dans chaque groupe. Tous les animaux ont été maintenus dans des conditions fermées spécifiques exemptes d’agents pathogènes dans une pièce à température contrôlée à 24 ± 1 °C avec un cycle lumière/obscurité de 12 heures et un accès libre à la norme de rongeurs et à l’eau ad libitum.
1. Préparation du champ d’opération
- Désinfectez la table d’opération avec de l’éthanol à 70%. Réglez la température du coussin chauffant à 37 °C.
- S’assurer que tous les instruments chirurgicaux sont stérilisés avant la chirurgie à 121 °C pendant 30 minutes ou par d’autres méthodes. Cette procédure nécessite des ciseaux microchirurgicaux, deux pinces droites fines, deux pinces fines incurvées, des pinces hémostatiques, des gazes stériles et des papiers de pesée.
2. Hypertension induite par l’angiotensine II
- Fournir du méloxicam (0,5 mg/kg, SC) aux souris C57BL/6 peu avant l’induction de l’anesthésie. Ensuite, anesthésier les souris en utilisant l’injection de pentobarbital sodique comme décrit précédemment20,21. L’isoflurane peut également être utilisé, si vous préférez. Confirmez la profondeur de l’anesthésie avec un réflexe de pincement négatif des orteils.
- Enlevez les poils sur le dos avec un rasoir. Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
- Placez l’animal sur une table d’opération en position dorsale. Écouvillonner et essuyer la zone rasée avec de la povidone iodée suivie de trois lingettes contenant de l’éthanol à 70%.
- Faites une incision de 1 cm à l’aide d’une lame de scalpel stérile, perpendiculaire à la queue, derrière l’oreille sur l’omoplate de la patte avant.
- Utilisez un hémostatique stérile pour faire un tunnel sous-cutané sous la peau et créer une poche pour la pompe22. Insérez doucement une pompe osmotique remplie d’angiotensine II (1 000 ng/kg/min) dans la poche. Assurez-vous qu’il y a suffisamment d’espace libre pour suturer la plaie sans étirer la peau.
- Suturer le muscle avec des sutures en Vicryl 6-0 interrompues et fermer la peau avec des sutures en nylon 4-0 interrompues. Écouvillonner et essuyer le site de la plaie avec de la povidone iodée. Effectuer la même chirurgie avec un volume égal de solution saline pour le groupe témoin.
- Placez tous les instruments chirurgicaux dans un stérilisateur pendant 10 s et replacez les gants stériles entre les chirurgies. Surveillez toutes les souris jusqu’à ce qu’elles soient complètement rétablies.
- Surveillez de près et observez la cicatrisation des plaies chez la souris au moins deux fois par jour pendant la première semaine et une fois par jour par la suite, y compris la rougeur, l’enflure et l’infection. Effectuer la dissection immédiatement si les souris meurent pendant la perfusion d’Ang II.
- Mesurer la pression artérielle au départ et chaque semaine après la perfusion d’Ang II avec la méthode de pléthysmographie de la coiffede queue 23 chez des souris conscientes. S’assurer que les expériences de mesure de la pression artérielle sont menées dans un endroit calme, à 22 ± 2 °C, où les souris sont acclimatées pendant 1 h avant le début de l’expérience. Habituer les souris pendant au moins 5 jours consécutifs avant les mesures de pression artérielle de base23,24.
3. Dénervation rénale bilatérale
- Sélectionnez les souris présentant une pression artérielle élevée (TA) ≥140/90 mmHg ou une augmentation de 25 % de la PA systolique/PA diastolique, 1 semaine après la perfusion d’Ang II.
- Enregistrer le poids des animaux avant la chirurgie et choisir des animaux d’un poids minimum de 24 g pour la chirurgie de dénervation rénale.
- Anesthésier les souris à l’aide de pentobarbital sodique. Confirmez la profondeur de l’anesthésie avec un réflexe de pincement négatif des orteils.
- Enlevez les poils sur l’abdomen avec un rasoir. Effectuez cette procédure avec soin et minutie pour éviter toute contamination chirurgicale.
- Placez les souris sur la table d’opération, en maintenant l’abdomen en place et fixez ses membres avec du ruban adhésif. Désinfecter la peau abdominale avec de la povidone iodée suivie de trois lingettes avec de l’éthanol à 70%.
- Faites une incision abdominale médiane ventrale de 2 cm à l’aide d’une lame de scalpel. Retirez l’intestin avec de la gaze imbibée d’une solution saline à 37 °C pour exposer l’artère rénale gauche. Disséquez soigneusement mais carrément la graisse loin de l’artère rénale à l’aide d’une pince à épiler incurvée. (Figure 1A-C).
- Coupez le papier de pesée en un rectangle de la même taille que l’artère rénale avec des ciseaux tranchants stériles. Pour référence, coupez le papier de pesée dans la même taille que celle indiquée par la ligne pointillée de la figure 1C.
REMARQUE: C’est une partie critique de la chirurgie, essayez de couper plusieurs morceaux de papier de pesée à la fois pour garder la même forme. - Trempez le papier de pesage dans une solution phénol/éthanol à 10 % pendant au moins 30 s. Couvrir la surface de l’artère rénale gauche et envelopper le vaisseau avec le papier de pesée, conserver pendant 2 min (Figure 1D). Utilisez de la gaze pour protéger les tissus environnants afin d’éviter que le papier de pesée ne touche le rein et l’intestin environnants.
REMARQUE: La solution de phénol est stable dans les tubes en plastique mais pas dans les flacons en verre. Par conséquent, la solution doit être fraîchement préparée pour chaque expérience18. - Effectuez la même procédure pour l’artère rénale droite. Effectuez la chirurgie fictive avec du papier de pesée immergé dans une solution saline.
- Repositionnez les muscles dans leur position initiale et fermez le péritoine avec des sutures de Vicryl 6-0 dans une suture interrompue. Ensuite, fermez la peau avec des sutures en nylon 4-0 interrompues. Surveillez toutes les souris jusqu’à ce qu’elles soient complètement rétablies.
4. Soins postopératoires
- Appliquez de la povidone iodée sur l’incision et placez l’animal dans une couverture chauffante pour la récupération et la surveillance postopératoire.
- Surveillez les souris deux fois par jour pour évaluer la rougeur, l’enflure et la douleur ou l’infection abdominale. Fournir du méloxicam (0,5 mg/kg, SC) à toutes les souris environ 1 h avant et 24 h après la procédure RDN.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Statistiques
Toutes les données sont exprimées sous forme de moyenne ± d’écart-type. L’ANOVA unidirectionnelle a été utilisée pour des expériences avec trois conditions ou plus, suivies de tests post-hoc de Bonferroni pour les comparaisons entre les groupes individuels. Considérez une valeur de p égale ou inférieure à 0,05 comme significative. Un logiciel commercial a été utilisé pour effectuer toutes les analyses statistiques.
L’augmentation de la pression artérielle induite par Ang II a été atténuée après RDN
Une augmentation significative de la PA systolique (PAS) a été observée 1 semaine après la perfusion d’Ang II. Le groupe RDN + Ang II a montré une réduction significative de la PAS par rapport au groupe Sham + Ang II 21 jours après la procédure RDN (143,50 ± 5,43 vs 196,67 ± 14,26 mmHg, p < 0,01). Il n’y avait aucune différence entre le groupe Sham et le groupe RDN (113,33 ± 9,35 vs 113,17 ± 8,47 mmHg, p > 0,05) 2 semaines après RDN (Figure 2).
Confirmation du RDN et des lésions de l’artère rénale
Après 21 jours de perfusion d’Ang II, les animaux ont été euthanasiés par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique (250 mg/kg). Le cœur et les reins ont été recueillis. Une coloration H & E a été effectuée pour détecter les dommages au nerf rénal et aux artères rénales. Les résultats ont montré qu’il n’y avait pas d’épaississement évident de la couche intimale vasculaire rénale dans chaque groupe (Figure 3A-D). La coloration H&E des nerfs rénaux a montré un grand nombre de noyaux pyknotiques, de chambres de digestion et de noyaux nerveux enflés causés par RDN (Figure 3E-H). L’immunohistochimie des faisceaux nerveux a révélé que l’expression de la tyrosine hydroxylase (TH, dilution de 1:500) était significativement diminuée dans le groupe RDN et le groupe RDN+Ang II (Figure 4). RDN réduit la teneur en noradrénaline corticale rénale dans le groupe normotendus et hypertendu (groupe simulé vs groupe RDN, 18,60 ± 6,91 vs 180,76 ± 11,47 ng / g, p < 0,01; Graphique 5).
Le traitement RDN a atténué l’hypertrophie cardiaque pathologique induite par perfusion d’Ang II
La coloration Masson n’a montré aucune augmentation notable de l’intima media de l’aorte abdominale parmi ces groupes. L’hypertrophie cardiaque induite par perfusion d’Ang II a été améliorée par le traitement RDN, comme le montre la diminution de la fibrose interstitielle (7,45 % ± 0,28 vs 4,53 % ± 0,32, p < 0,01) et de la taille des cardiomyocytes (348,39 ± 31,56 vs 322,21 ± 22,26 μm, p = 0,37 ; Graphique 6).
Figure 1 : Procédure du RDN avec du papier de pesée. (A,B) Images anatomiques de l’artère rénale de souris C57BL/6 (ex vivo). (C) La partie comprise entre les deux lignes pointillées fait référence à la zone couverte par le papier de pesée. D) Recouvrir la surface de l’artère rénale bilatérale avec le papier de pesée approprié immergé dans une solution de phénol/éthanol à 10 %. Ne couvrez pas le papier filtre au-delà de la ligne pointillée. * indique le papier de pesée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Le RDN atténue l’hypertension induite par la perfusion d’Ang II. La pression artérielle a été mesurée par pléthysmographie du brassard de queue au départ et chaque semaine après la perfusion d’Ang II. * indique une signification statistique (p < 0,05), ** indique une signification statistique (p < 0,01). Les valeurs sont représentées sous forme de moyenne ± d’erreur-type; N = 6 dans chaque groupe; Le groupe RDN + Ang II indique une dénervation rénale opérée 1 semaine après la perfusion d’Ang II chez des souris C57BL/6. Abréviations : PAS = pression artérielle systolique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Images représentatives du nerf sympathique rénal et de l’artère rénale. (A-D) Aucun épaississement de la couche intima de l’artère rénale n’a été observé dans les quatre groupes. Images représentatives des nerfs rénaux endommagés après RDN. (E-H) Des noyaux fragmentés et pyknotiques, une digestion, un gonflement du tissu endoneural ont été observés dans les groupes RDN et RDN + Ang II. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Immunocoloration de la tyrosine hydroxylase dans le nerf sympathique rénal. (A) Une forte réaction positive à la coloration par anticorps TH a été observée chez les souris opérées de manière simulée, tandis qu’une réaction plus faible a été observée chez les souris opérées par RDN. Barre d’échelle = 50 μm. (B) Quantification de l’expression de TH dans les nerfs rénaux. ** indique une signification statistique (p < 0,01), ns indique non significatif. Les valeurs sont la moyenne ± l’erreur-type; N = 6 dans chaque groupe; Le groupe RDN + Ang II indique une dénervation rénale opérée 1 semaine après la perfusion d’Ang II chez des souris C57BL/6. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Taux de noradrénaline dans le tissu cortical rénal analysés par ELISA. La teneur en noradrénaline corticale rénale dans les reins dénervés a été nettement diminuée par rapport à celle du rein innervé. ** indique une signification statistique (p < 0,01), ns indique non significatif. Les valeurs sont la moyenne ± l’erreur-type; N = 6 dans chaque groupe; Le groupe RDN+Ang II indique une dénervation rénale opérée 1 semaine après la perfusion d’Ang II en C57BL/6. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Le RDN soulage l’hypertrophie cardiaque pathologique induite par Ang II. (A) Images représentatives de l’aorte abdominale. Aucun épaississement de la couche intima de l’aorte abdominale n’a été observé dans ce groupe (coloration Masson). (B,C) Images représentatives du myocarde dans différents groupes (H&E, coloration Masson). (D) Quantification du pourcentage de fibrose dans la région ventriculaire gauche et analyse du pourcentage de la zone de fibrose (le nombre de champs visuels par souris). Barre d’échelle = 50 μm. N = 6 dans chaque groupe; RDN + Ang II indique une dénervation rénale opérée 1 semaine après la perfusion d’Ang II en C57BL/6. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
La question de savoir si le RDN pourrait abaisser la tension artérielle est devenue controversée depuis la publication du résultat négatif de l’essai de symplicité HTN-3 7,25. Cependant, plusieurs essais cliniques et expériences sur des animaux ont démontré des résultats positifs et efficaces de RDN sur les humains et les animaux hypertendus 9,10,11,12,13,14,15,16,17. Le phénol est utilisé pour la destruction du nerf rénal chez les animaux, et les détails de l’ablation restent inconnus dans les recherches antérieures, tels que la zone d’ablation et le temps d’ablation, ce qui aurait pu contribuer à des résultats différents16.
Les méthodes conventionnelles de RDN, telles que l’utilisation d’un coton-tige avec du phénol chez le rat, l’ablation par cathéter et la radiothérapie stéréotaxique chez le porc, causent des dommages au nerf rénal 18,26,27,28. Ces méthodes ne conviennent pas non plus aux souris, qui ne pèsent que des dizaines de grammes, et sont plus susceptibles d’entraîner la mort. En outre, ces méthodes provoquent une sténose de l’artère rénale. En fait, nous avons préparé des modèles RDN et utilisé ces méthodes dans notre pré-expérience. Cependant, 40/50 souris sont mortes. La méthode utilisant un coton-tige avec du phénol a entraîné une mortalité élevée.
Ainsi, dans cette étude, une méthode qui permet la performance standardisée du RDN, mais nécessite moins de compétences chirurgicales et un temps d’opération réduit a été établie. Nous avons utilisé du papier de pesée imbibé de solution de phénol / éthanol à 10%, placé pendant 2 minutes sur l’artère rénale, ce qui constitue une méthode fiable pour corroder le nerf sympathique rénal chez la souris. Son efficacité est confirmée par l’histopathologie du nerf rénal. Il a considérablement atténué l’élévation de la SBP induite par Ang II. De plus, il a également soulagé l’hypertrophie cardiaque induite par Ang II. En outre, la procédure améliorée présente plusieurs caractéristiques, notamment une facilité d’exécution et un taux de réussite et de survie accrus par rapport aux procédures conventionnelles.
La partie la plus critique du protocole est que le papier de pesée contenant du phénol ne doit pas toucher les tissus environnants, sinon il peut provoquer une obstruction intestinale mortelle, une infection abdominale et une sténose de l’artère rénale. Il est conseillé de ne pas toucher la solution au rein car seule une petite quantité de phénol peut éventuellement provoquer une suractivité sympathique rénale18. En outre, une attention particulière doit être accordée lors de la découpe du papier de pesage. Il est préférable de l’adapter au microscope avec des ciseaux chirurgicaux. Nous ne recommandons pas d’isoler les nerfs rénaux avec des micro-pincettes, car cela pourrait endommager les vaisseaux sanguins rénaux. Habituellement, la procédure peut être effectuée en toute sécurité dans les 20 minutes, même avec des performances lentes. De plus, le point de fusion du phénol est de 40,5 °C.
La principale limitation de la procédure RDN améliorée est que le temps de suivi postopératoire n’était que de 2 semaines. L’effet à long terme du RDN sur la PA et la régénération nerveuse rénale n’est pas clair.
L’application future de ce modèle est de produire des modèles animaux de dénervation plus normalisés qui peuvent contribuer à exposer les voies qui sous-tendent le processus d’hypertension et d’hypertrophie cardiaque.
En conclusion, cette méthode est pratique et reproductible. Plus important encore, il peut générer des modèles RDN standardisés pour étudier les mécanismes qui contrôlent l’hypertension et combattent les maladies cardiovasculaires telles que l’hypertrophie cardiaque.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Il n’y a pas de conflits d’intérêts, financiers ou autres, tels que déclarés par les auteurs.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81770420), la Commission des sciences et de la technologie de la municipalité de Shanghai (20140900600), le Shanghai Key Laboratory of Clinical Geriatric Medicine (13dz2260700), la spécialité clinique clé de Shanghai (shslczdzk02801) et le Centre de la maladie coronarienne gériatrique, l’hôpital Huadong affilié à l’Université Fudan.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Angiotensin II | Sangon Biotech | CAS:4474-91-3 | To make a hypertensive animol model |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase antibody | Abcam | ab137869 | To evaluate the expression of TH of renal nerves |
| Blood Pressure Analysis | Visitech Systems | BP-2000 | Measure the blood pressure of mice |
| Mini-osmotic pump | DURECT Corporation | CA 95014 | To fill with Angiotensin II |
| Norepinephrine ELISA Kit | Abcam | ab287789 | to measure renal norepinephrine levels |
| Phenol | Sangon Biotech | CAS:108-95-2 | Damage the renal sympathetic nerve |
| Weighing paper | Sangon Biotech | F512112 | To destroy renal nerve with weighing paper immersed with phenol; https://www.sangon.com/productDetail?productInfo.code=F512112. |
References
- Messerli, F. H., Rimoldi, S. F., Bangalore, S. The transition from hypertension to heart failure: Contemporary update. JACC Heart Failure. 5 (8), 543-551 (2017).
- Lackland, D. T., et al. Implications of recent clinical trials and hypertension guidelines on stroke and future cerebrovascular research. Stroke. 49 (3), 772-779 (2018).
- Rossignol, P., et al. The double challenge of resistant hypertension and chronic kidney disease. The Lancet. 386 (10003), 1588-1598 (2015).
- Du, X., Patel, A., Anderson, C. S., Dong, J., Ma, C. Epidemiology of cardiovascular disease in China and opportunities for improvement. JACC International. Journal of the American College of Cardiology. 73 (24), 3135-3147 (2019).
- Valenzuela, P. L., et al. Lifestyle interventions for the prevention and treatment of hypertension. Nature Review Cardiology. 18 (4), 251-275 (2021).
- Krum, H., et al. Catheter-based renal sympathetic denervation for resistant hypertension: a multicentre safety and proof-of-principle cohort study. The Lancet. 373 (9671), 1275-1281 (2009).
- Bhatt, D. L., et al. A controlled trial of renal denervation for resistant hypertension. The New England Journal of Medicine. 370 (15), 1393-1401 (2014).
- Kjeldsen, S. E., Narkiewicz, K., Burnier, M., Oparil, S. Renal denervation achieved by endovascular delivery of ultrasound in RADIANCE-HTN SOLO or by radiofrequency energy in SPYRAL HTN-OFF and SPYRAL-ON lowers blood pressure. Blood Press. 27 (4), 185-187 (2018).
- Böhm, M., et al. Efficacy of catheter-based renal denervation in the absence of antihypertensive medications (SPYRAL HTN-OFF MED Pivotal): a multicentre, randomised, sham-controlled trial. The Lancet. 395 (10234), 1444-1451 (2020).
- Azizi, M., et al. Endovascular ultrasound renal denervation to treat hypertension (RADIANCE-HTN SOLO): a multicentre, international, single-blind, randomised, sham-controlled trial. The Lancet. 391 (10137), 2335-2345 (2018).
- Kandzari, D. E., et al. Effect of renal denervation on blood pressure in the presence of antihypertensive drugs: 6-month efficacy and safety results from the SPYRAL HTN-ON MED proof-of-concept randomised trial. The Lancet. 391 (10137), 2346-2355 (2018).
- Townsend, R. R., et al. Catheter-based renal denervation in patients with uncontrolled hypertension in the absence of antihypertensive medications (SPYRAL HTN-OFF MED): a randomised, sham-controlled, proof-of-concept trial. The Lancet. 390 (10108), 2160-2170 (2017).
- Sun, X., et al. Renal denervation restrains the inflammatory response in myocardial ischemia-reperfusion injury. Basic Research in Cardiology. 115 (2), 15 (2020).
- Sharp, T. E., et al. Renal denervation prevents heart failure progression via inhibition of the renin-angiotensin system. Journal of the American College of Cardiology. 72 (21), 2609-2621 (2018).
- Wang, H., et al. Renal denervation attenuates progression of atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice independent of blood pressure lowering. Hypertension. 65 (4), 758-765 (2015).
- Chen, H., et al. Renal denervation mitigates atherosclerosis in ApoE-/- mice via the suppression of inflammation. American Journal of Translational Research. 12 (9), 5362-5380 (2020).
- Wang, Y., et al. Renal denervation promotes atherosclerosis in hypertensive apolipoprotein E-deficient mice infused with Angiotensin II. Frontiers in Physiology. 8, 215 (2017).
- Eriguchi, M., Tsuruya, K.
- Thukkani, A. K., Bhatt, D. L. Renal denervation therapy for hypertension. Circulation. 128 (20), 2251-2254 (2013).
- Zhang, Y. J., et al. NAD(+) administration decreases microvascular damage following cardiac ischemia/reperfusion by restoring autophagic flux. Basic Research in Cardiology. 115 (5), 57 (2020).
- Wang, M., et al. Long-term renal sympathetic denervation ameliorates renal fibrosis and delays the onset of hypertension in spontaneously hypertensive rats. American Journal of Translational Research. 10 (12), 4042-4053 (2018).
- Lu, H., et al. Subcutaneous Angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (103), e53191 (2015).
- Wilde, E., et al. Tail-cuff technique and its influence on central blood pressure in the mouse. Journal of the American Heart Association. 6 (6), 005204 (2017).
- Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (27), e1291 (2009).
- Esler, M. Illusions of truths in the Symplicity HTN-3 trial: generic design strengths but neuroscience failings. Journal of the American Society of Hypertension. 8 (8), 593-598 (2014).
- Han, W., et al. Low-dose sustained-release deoxycorticosterone acetate-induced hypertension in Bama miniature pigs for renal sympathetic nerve denervation. Journal of the American Society of Hypertension. 11 (5), 314-320 (2017).
- Han, W., et al. The safety of renal denervation as assessed by optical coherence tomography: pre- and post-procedure comparison with multi-electrode ablation catheter in animal experiment. Hellenic Journal of Cardiology. 61 (3), 190-196 (2020).
- Cai, X., et al. Noninvasive stereotactic radiotherapy for renal denervation in a swine model. Journal of the American College of Cardiology. 74 (13), 1697-1709 (2019).
