Summary
Nous décrivons ici un test interne d’activité du facteur tissulaire des vésicules extracellulaires. Des tests basés sur l’activité et des tests basés sur l’antigène ont été utilisés pour mesurer le facteur tissulaire dans les vésicules extracellulaires à partir d’échantillons de plasma humain. Les tests basés sur l’activité ont une sensibilité et une spécificité plus élevées que les tests basés sur l’antigène.
Abstract
Le facteur tissulaire (TF) est un récepteur transmembranaire du facteur (F) VII et FVIIa. Le complexe TF/FVIIa initie la cascade de coagulation en activant à la fois FIX et FX. Le TF est libéré des cellules dans la circulation sous forme de vésicules extracellulaires (VE). Le niveau de VE TF-positif (+) est augmenté dans diverses maladies, y compris le cancer, les infections bactériennes et virales et la cirrhose, et est associé à la thrombose, à la coagulation intravasculaire disséminée, à la gravité de la maladie et à la mortalité. Il existe deux façons de mesurer les VE TF+ dans le plasma : les tests basés sur l’antigène et l’activité. Les données indiquent que les tests basés sur l’activité ont une sensibilité et une spécificité plus élevées que les tests basés sur l’antigène. Cet article décrit notre test d’activité EVTF interne basé sur un test de génération FXa en deux étapes. FVIIa, FX et calcium sont ajoutés aux échantillons contenant de l’EV TF+ pour générer de l’FXa en présence ou en l’absence d’anticorps anti-TF afin de distinguer la génération de FXa dépendante de la TF de la génération de FXa indépendante de la TF. Un substrat chromogène clivé par FXa est utilisé pour déterminer le niveau de FXa, tandis qu’une courbe standard générée avec un TF recombinant relipidé est utilisée pour la détermination de la concentration de TF. Ce test d’activité EVTF interne a une sensibilité et une spécificité plus élevées qu’un test d’activité TF commercial.
Introduction
La coagulation sanguine est initiée par la liaison du facteur (F) VII/VIIa au facteur tissulaire (TF)1. Le complexe TF/FVIIa active à la fois FIX et FX pour activer la coagulation sanguine1. Il existe deux formes de TF pleine longueur, liée à une membrane : cryptée et active. De plus, il existe une forme alternative d’épissage de TF (asTF). La sphingomyéline et la phosphatidylcholine dans le feuillet externe de la membrane cellulaire maintiennent la TF dans un état crypté 2,3,4. Lorsque les cellules sont activées ou endommagées, la phospholipide scramblase transfère la phosphatidylsérine et d’autres phospholipides chargés négativement dans le feuillet externe1. L’activation des cellules entraîne également la translocation de la sphingomyélinase acide vers le feuillet externe où elle dégrade la sphingomyéline en céramide5. Ces deux mécanismes convertissent le TF crypté en forme active. Il est également proposé que la protéine disulfure isomérase intervienne dans la formation de liaisons disulfure entre Cys186 et Cys209 dans TF crypté, ce qui entraîne le déchiffrement de TF 6,7,8. asTF est également présent dans la circulation mais n’a pas le domaine transmembranaire et est donc soluble 9,10. Il est important de noter que l’asTF a de très faibles niveaux d’activité procoagulante par rapport au TF10,11 actif sur toute sa longueur.
Les vésicules extracellulaires (VE) sont libérées par les cellules hôtes au repos, activées et mourantes, ainsi que par les cellules cancéreuses12. Les VE expriment des protéines à partir de leurs cellules parentales12. Les VE actifs contenant du TF sont libérés par les monocytes activés, les cellules endothéliales et les cellules tumorales dans la circulation 13,14,15. Les niveaux de TF dans le plasma peuvent être mesurés par des tests basés sur l’activité et l’antigène. Les tests basés sur les antigènes comprennent l’ELISA et la cytométrie en flux16. Il existe deux tests différents basés sur l’activité : les tests d’activité TF en une et en deux étapes. Le test en une étape est basé sur un test de coagulation à base de plasma. L’échantillon contenant du TF est ajouté au plasma et le temps nécessaire à la formation d’un caillot est mesuré après recalcification. Le test en deux étapes mesure la génération FXa d’échantillons en ajoutant FVII ou FVIIa, FX et calcium. Les niveaux de FXa sont déterminés à l’aide d’un substrat clivé par FXa.
Dans les essais d’activité TF en une et deux étapes, la concentration de TF est déterminée à l’aide d’une courbe standard générée avec de la TF recombinante. Les tests en deux étapes ont une sensibilité et une spécificité plus élevées que les tests en une étape. De nombreuses études ont confirmé que les tests basés sur l’activité ont une sensibilité et une spécificité plus élevées que les tests basés sur les antigènes 17,18,19,20,21. De plus, notre test d’activité interne a une sensibilité et une spécificité plus élevées qu’un test d’activité commerciale22. Les individus en bonne santé ont des niveaux très faibles ou indétectables d’activité EVTF dans le plasma. En revanche, les personnes atteintes d’affections pathologiques, telles que le cancer, la cirrhose, la septicémie et l’infection virale, ont des niveaux détectables d’activité EVTF, ce qui est associé à une thrombose, à une coagulation intravasculaire disséminée, à la gravité de la maladie et à la mortalité 23,24,25,26,27,28. Nous décrirons ici ce test d’activité EVTF en deux étapes.
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Protocol
La recherche a été approuvée par l’Institutional Review Board de l’Université de Caroline du Nord à Chapel Hill (numéro de protocole : 14-2108).
1. Collecte de sang auprès des donneurs
- Prélever du sang total à l’aide d’une ponction veineuse propre dans la veine antécubitale à l’aide d’une aiguille de 21 G. Jetez les 3 premiers mL de sang, car cette portion de sang peut contenir de l’acide folique provenant de cellules périvasculaires.
- Prélever 2,7 ou 1,8 mL (selon la taille des tubes) de sang dans un vacutainer contenant 3,2 % de citrate de sodium (0,109 mol/L). Ne remplissez pas trop ou pas assez les tubes. Retournez doucement les tubes immédiatement après le prélèvement sanguin pour disperser le citrate de sodium.
- Éviter l’agitation si les tubes sont transportés avant le traitement. Préparez le plasma dans les 2 heures suivant le prélèvement sanguin.
2. Préparation du plasma témoin négatif
REMARQUE : Les échantillons ne doivent jamais être placés sur de la glace avant la congélation finale.
- Préparer du plasma témoin négatif en utilisant du sang total de volontaires sains. Immédiatement après le prélèvement sanguin, préparez du plasma exempt de plaquettes comme suit.
- Transférez les échantillons de sang des tubes vacutainer dans des tubes de 15 ml.
- Centrifuger des échantillons de sang à 2 500 × g pendant 15 min à température ambiante (20-24 °C) sans frein.
- Transférez le surnageant (plasma pauvre en plaquettes) dans un nouveau tube et répétez l’essorage dans les mêmes conditions.
- Transférez le surnageant (plasma appauvri en plaquettes) dans un nouveau tube.
- Aliquote l’échantillon en aliquotes de ≥100 μL. Laissez environ 100 μL au fond du tube.
- Congeler immédiatement le plasma appauvri en plaquettes à −80 °C (Figure 1).
3. Préparation du plasma de contrôle positif
REMARQUE : La réponse aux lipopolysaccharides varie d’un individu à l’autre.
- Transférez les échantillons de sang des vacutainers dans des tubes de 15 ml.
- Préparer du plasma témoin positif en utilisant du sang total de volontaires sains stimulés par le lipopolysaccharide (LPS) d’Escherichia coli O111 :B4 (10 μg/mL) pendant 5 h à 37 °C avec agitation.
- Après 5 h d’incubation, suivez les étapes 2.1.2 à 2.1.6.
4. Isolement des vésicules extracellulaires du plasma
REMARQUE : Les granulés EV peuvent ne pas être visibles. Le temps de décongélation dépend du volume de l’échantillon, mais nous décongelons généralement du plasma de 100 μL pendant 30 min à 37 °C.
- Décongeler les échantillons de plasma à 37 °C.
- Ajouter 1 mL de tampon HBSA sans calcium [HBSA-Ca(-)] [137 mM de NaCl, 5,38 mM de KCl, 5,55 mM de glucose, 10 mM de HEPES, 0,1 % (p/v) d’albumine sérique bovine] à chaque 100 μL d’échantillon de plasma dans un tube de 1,5 mL.
- Centrifuger des échantillons de plasma à 20 000 × g pendant 15 min à 4 °C.
- Aspirer le surnageant jusqu’à 20 μL sans perturber la pastille EV.
- Reconstituer la pastille EV en ajoutant 1 mL de tampon HBSA-Ca(-) dans chaque tube, pipeter de haut en bas à l’emplacement de la pastille EV et faire vortex chaque tube avant de centrifuger une deuxième fois à 20 000 × g pendant 15 min à 4 °C.
- Aspirer le surnageant jusqu’à 20 μL sans perturber la pastille EV.
- Reconstituer la pastille EV dans 80 μL de HBSA-Ca(-) et pipeter de haut en bas à l’emplacement de la pastille EV (Figure 2).
5. Option : Isolement de petites vésicules extracellulaires à l’aide d’une ultracentrifugeuse
- Après l’étape 4.3, prélever le surnageant et l’ultracentrifugeuse à 100 000 × g pendant 70 min à 4 °C.
- Aspirer le surnageant jusqu’à 20 μL sans perturber la pastille EV.
- Reconstituer la pastille EV en ajoutant 1 mL de tampon HBSA-Ca(-) dans chaque tube et en vortex chaque tube avant d’ultracentrifuger une seconde fois à 100 000 × g pendant 70 min à 4 °C.
- Aspirer le surnageant jusqu’à 20 μL sans perturber la pastille EV.
- Reconstituer la pastille EV dans 80 μL de HBSA-Ca(-).
6. Mesure de l’activité du facteur tissulaire des vésicules extracellulaires
REMARQUE : Les échantillons de VE doivent être pipetés et bien mélangés avant d’être ajoutés aux puits. L’EDTA-disodique inhibera la capacité de FXa à cliver le substrat chromogène. Par conséquent, l’EDTA-disodique ne peut pas être utilisé en remplacement de l’EDTA-tétrasodique à l’étape 6.7.
- Ajouter 40 μL d’un échantillon de VE à deux puits d’une plaque de 96 puits.
- Ajouter 11 μL d’IgG anti-TF humaine inhibitrice chez la souris [(36,4 μg/mL, concentration finale 7,8 μg/mL)] à un puits d’un échantillon EV et 11 μL d’IgG de souris témoin [(36,4 μg/mL, concentration finale 7,8 μg/mL)] à l’autre puits.
- Incuber la plaque à 96 puits pendant 15 min à température ambiante.
- Pendant la période d’incubation, préparer 50 μL/puits d’étalons de TF (0, 0,32, 0,63, 1,25, 2,5, 5, 10 et 20 pg/mL) en double avec du TF relipidant.
- Préparer le mélange de facteurs en mélangeant 4 mL d’HBSA avec du calcium [HBSA-Ca(+)] [HBSA-Ca(-) + 10 mM CaCl2, concentration finale 10 mM], 800 μL de 900 nM FX dans HBSA-Ca(+) (concentration finale : 146,4 nM) et 120 μL de 200 nM FVIIa dans HBSA-CA(+) (concentration finale : 4,8 nM).
- Ajouter 50 μL de la solution de mélange factoriel dans chaque puits, recouvrir la plaque d’un film et incuber pendant 2 h dans un incubateur à 37 °C.
- Après 2 h, arrêter la production de FXa en ajoutant 25 μL de tampon d’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) HBSA [HBSA-Ca(-) + 25 mM EDTA-tétrasodium, concentration finale 5 mM] et incuber pendant 5 min à température ambiante.
- Reconstituer le substrat chromogène clivé par FXa à 4 mM (ajouter 8,7 mL d’eau distillée dans un flacon de 25 mg).
- Ajouter 25 μL de solution de substrat chromogène dans chaque puits, recouvrir la plaque d’un film puis d’une feuille d’aluminium pour la protéger de la lumière, et incuber pendant 15 min à 37 °C.
- Après 15 min d’incubation, retirer les bulles à l’aide d’une aiguille ou par centrifugation à 1 500 × g pendant 1 min.
- Lire la plaque à 405 nm à l’aide d’un lecteur de plaques avec un mélange avant de lire.
- Convertissez la génération FXa de chaque puits en activité TF à l’aide de la courbe standard générée à l’aide de TF relipidant.
- Calculer la génération de FXa dépendante de TF (activité EVTF) à l’aide de l’équation (1) :
Génération d’effets FXa dépendants de la TF (activité de l’EVTF [pg/mL]) = Production totale d’effets de l’effet (puits d’IgG témoin) - Génération d’effets d’effets lourds indépendante de la TF (puits d’IgG anti-TF) (Figure 3) (1)
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Representative Results
Un résultat positif donne une valeur de contrôle positive de ≥0,5 pg/mL et une valeur de contrôle négative de <0,5 pg/mL. Il est préférable de trouver un répondeur LPS élevé avec une activité EVTF de >1,0 pg/mL pour un contrôle positif. Le résultat représentatif montre l’activité EVTF des VE isolés du plasma du sang total de 11 donneurs sains, avec et sans activation du LPS (Figure 4). Six donneurs sur onze (donneurs 2, 4, 5, 8, 10, 11) répondaient moyennement à haut au LPS, tandis que cinq donneurs sur onze (donneurs 1, 3, 6, 7, 9) répondaient faiblement au LPS.
Figure 1 : Préparation du plasma appauvri en plaquettes. La figure a été modifiée à partir de Hisada et Mackman29. Abréviation : PDP = plasma appauvri en plaquettes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Isolement de vésicules extracellulaires à partir d’un plasma appauvri en plaquettes. La figure a été modifiée à partir de Hisada et Mackman29. Abréviations : PDP = plasma appauvri en plaquettes ; EV = vésicules extracellulaires. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Mesure de l’activité du facteur tissulaire des vésicules extracellulaires. La figure a été modifiée à partir de Hisada et Mackman29. Abréviations : TF = facteur tissulaire ; EV = vésicules extracellulaires. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Activité EVTF du plasma du sang total de 11 donneurs sains, avec et sans activation du LPS. L’activation du LPS a été réalisée dans les mêmes conditions que le contrôle positif. Le contrôle positif provenait d’un répondant LPS connu, alors que les réponses au LPS de 11 donneurs sains n’étaient pas connues au moment de l’expérience. Les barres blanches et noires indiquent respectivement avec et sans activation LPS. Abréviations : EVTF = facteur tissulaire de la vésicule extracellulaire ; LPS = lipopolysaccharide. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Tableau 1 : Résumé des études comparant ce test d’activité EVTF interne, un test ELISA TF commercial et un test d’activité. Abréviations : EVTF = facteur tissulaire de la vésicule extracellulaire ; ELISA = test immuno-enzymatique. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
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Discussion
Ici, le protocole de notre test d’activité EVTF interne est présenté. Il y a trois étapes critiques dans le protocole. Lors de la reconstitution de la pastille EV, il est important de pipeter de haut en bas à l’emplacement de la pastille EV, même si elle n’est pas visible. Une reconstitution incomplète de la pastille EV entraînera un faux négatif ou une sous-estimation des valeurs d’activité EVTF des échantillons. Deuxièmement, l’utilisation de HBSA-Ca(+) est essentielle à l’étape 6.5 du protocole, car la génération de FXa ne peut pas être générée sans calcium. Troisièmement, l’utilisation de l’EDTA-tétrasodique mais pas de l’EDTA-disodique pour arrêter la génération de FXa est essentielle car cette dernière inhibe la capacité de FXa à cliver le substrat chromogène.
Nous recommandons la méthode de stockage et d’utilisation suivante pour chaque réactif. Nous stockons les tampons de dosage et le substrat reconstitué à 4 °C et les utilisons à plusieurs reprises jusqu’à ce que nous en manquions. Si nous ne manquons pas de substrat dans les 2-3 semaines, nous le jetons car il jaunit. Nous stockons le TF recombinant, les anticorps, le FVIIa et le FX à -80 °C et recommandons de faire des aliquotes pour un test afin d’éviter un cycle de gel-dégel.
Dans une étude préliminaire, nous avons laissé des échantillons de plasma pendant 9 h à température ambiante, les avons recongelés à -80 °C pendant la nuit et avons effectué le test le lendemain. En guise de contrôle, nous avons décongelé le même plasma et l’avons recongelé immédiatement. Nous avons constaté que l’échantillon laissé pendant 9 h à température ambiante présentait une diminution de 16 % de l’activité de l’EVTF par rapport à celui qui a été décongelé et recongelé immédiatement (Hisada et Mackman, données inédites, 2017).
En plus de la différence de réponse au LPS, la différence dans la concentration de VE dans le plasma de donneurs individuels peut expliquer l’activité différente de l’EVTF des différents donneurs. En effet, nous avons observé des variations dans les concentrations de VE dans le plasma du sang total stimulé par le LPS (1,9 ± 0,6 ×10 10 particules/mL, n = 6, moyenne ±écart-type)30.
Ce test d’activité EVTF interne présente plusieurs caractéristiques que les tests commerciaux n’ont pas. Tout d’abord, le test utilise un anticorps anti-TF pour distinguer la génération de FXa dépendante de la TF de la génération de FXa indépendante de la TF. Trois tests d’activité commerciale sont censés mesurer l’activité TF dans le plasma, mais aucun d’entre eux n’utilise d’anticorps anti-TF16. Par conséquent, ces tests commerciaux mesurent simplement la production totale de FXa, mais pas la production de FXa dépendante de TF. Deuxièmement, nous utilisons 2,4 nM de FVIIa (la concentration finale dans la réaction) pour minimiser la génération d’FXa indépendante de la TF par FVIIa. Un essai d’activité commerciale utilise 12 nM de FVIIa dans la réaction, ce qui donne un bruit de fond élevé22. En effet, FVIIa active le FX de manière linéaire en fonction de la concentration de FVIIa en l’absence de TF31. Dans le tableau 1, nous avons résumé les études qui ont comparé ce test d’activité EVTF interne et ce test ELISA TF commercial et un test d’activité.
Quatre classifications de réponse de l’activité EVTF pour le plasma pauvre en plaquettes citrates sont proposées : zéro (0 à <0,5 pg/mL) ; faible (0,5 à <1,0 pg/mL), modéré (1,0 à <2,0 pg/mL) et fort (≥2,0 pg/mL)23. Notamment, différents anticoagulants affectent les résultats des tests d’activité EVTF. Par exemple, des niveaux plus élevés d’activité EVTF ont été observés en utilisant l’héparine après stimulation du LPS par rapport au citrate de sodium (donneur A : 4,6 (citrate) vs 28,6 (héparine) pg/mL et donneur B : 3,4 (citrate) vs 26,0 (héparine) pg/mL, respectivement, Hisada et Mackman, données inédites, 2017). En revanche, des niveaux plus faibles d’activité EVTF ont été observés en utilisant l’EDTA après stimulation du LPS par rapport au citrate de sodium (donneur C : 3,9 (citrate) vs 1,4 (EDTA) pg/mL, donneur D : 3,8 (citrate) vs 0,4 (EDTA) pg/mL, respectivement, Tatsumi et Mackman, données inédites, 2016). Ces résultats indiquent que les données d’activité de l’EVTF ne sont pas comparables lorsque différents anticoagulants sont utilisés.
Il y a quelques limites à la méthode. Le coefficient de variation (CV) est relativement élevé par rapport aux tests cliniques. En effet, le CV du témoin positif dans sept études indépendantes était de 24%17,29. Isolement des véhicules électriques à l’aide de granulés de centrifugation, non seulement des véhicules électriques, mais aussi des débris cellulaires. Nous avons précédemment analysé la pastille de plasma riche en plaquettes par microscopie électronique à transmission et observé des plaquettes, des VE et des débris cellulaires32. Nous utilisons un rotor à angle fixe et n’avons pas connu de rotor pivotant pour une centrifugation de 20 000 × g. Nous avons récemment constaté que les petits VE qui peuvent être granulés avec 100 000 × g mais pas avec 20 000 × g ont une activité EVTF chez les patients atteints d’un cancer du pancréas et de COVID-1930. Cela indique que ce protocole ne mesure pas l’activité EVTF des petits VE, tels que les exosomes. Notamment, les exosomes sont des VE riches en sphingomyéline et la présence d’exosomes porteurs de TF a été signalée 30,33,34,35. Nous recommandons de mettre en granulé les VE dans le plasma en utilisant 100 000 × g pour déterminer plus précisément la quantité totale d’activité EVTF dans l’échantillon. Il est à noter qu’il nécessite une ultracentrifugeuse et un temps de dosage plus long car le temps de centrifugation passe de 15 min à 70 min.
Cette méthode peut être appliquée à des échantillons de plasma provenant de tout type de maladie. L’activité de l’EVTF est associée à la gravité de la maladie et à la survie chez les patients atteints de différentes maladies, notamment le cancer, la COVID-19, l’infection bactérienne et la cirrhose 23,26,27.
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Disclosures
Il n’y a pas d’intérêts concurrents à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le NIH NHLBI R35HL155657 (N.M.) et la chaire John C. Parker (N.M.). Nous tenons à remercier Mme Sierra J. Archibald pour ses commentaires utiles
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL tube for 20,000 x g centrifuge | any company | N/A | We use the one from Fisher Scientific (Catalog number: 05-408-129). |
| 1.5 mL tube for ultracentrifuge | any company | N/A | We use the one from Beckman Coulter (Catalog number: 357448) |
| 15 mL tube | any company | N/A | We use the one from VWR (Catalog number: 89039-666) |
| 21 G x .75 in. BD Vacutainer Safety-Lok Blood Collection Set with 12 in. tubing and luer adapter | BD | 367281 | |
| 96-well plate | any company | N/A | We use the one from Globe Scientific (Catalog number: 120338). |
| BD Vacutainer Citrate Tubes | BD | 363083 | |
| Bovine serum albumin | Sigma Aldrich | A9418 | |
| Calcium chloride | Fisher Scientific | C69-500 | |
| Centrifuge for 1.5 mL tube | any company | N/A | We use the Centrifuge 5417R (Eppendorf). |
| Centrifuge for 15 mL tube | any company | N/A | We use the Centrifuge 5810R (Eppendorf). |
| D-(+)-Glucose | Sigma Aldrich | G7021 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid tetrasodium salt dihydrate | Sigma Aldrich | E6511 | |
| Hepes | Sigma Aldrich | H4034 | |
| Human FVIIa | Enzyme Research Laboratory | HFVIIa | The solution should be diluted with HBSA-Ca(+). |
| Human FX | Enzyme Research Laboratory | HFX1010 | The solution should be diluted with HBSA-Ca(+). |
| Inhibitory mouse anti-human tissue factor IgG, clone HTF-1 | Fisher Scientific | 550252 | |
| Lipopolysaccharide from Escherichia coli O111:B4 | Sigma Aldrich | L2630 | There are several lipopolysaccharide from different E. coli. Different lipopolysaccharide have different potential to activate monocytes. |
| Mouse IgG | Sigma Aldrich | I5381 | |
| Pefachrome FXa 8595 | Enzyme Research Laboratory | 085-27 | |
| Plate reader | any company | N/A | We use the SpectraMax i3x from Molecular Devices |
| Re-lipidated recombinant tissue factor, Dade Innovin | Siemens | 10873566 | |
| Sodium chloride | Fisher Scientific | S271-500 | |
| Ultracentrifuge | Beckman Coulter | Optima TLX | |
| Ultracentrifuge rotor | Beckman Coulter | TLA-55 |
References
- Grover, S. P., Mackman, N. Tissue factor: an essential mediator of hemostasis and trigger of thrombosis. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (4), 709-725 (2018).
- Shaw, A. W., Pureza, V. S., Sligar, S. G., Morrissey, J. H. The local phospholipid environment modulates the activation of blood clotting. Journal of Biological Chemistry. 282 (9), 6556-6563 (2007).
- Tavoosi, N., et al. Molecular determinants of phospholipid synergy in blood clotting. Journal of Biological Chemistry. 286 (26), 23247-23253 (2011).
- Wang, J., Pendurthi, U. R., Rao, L. V. M. Sphingomyelin encrypts tissue factor: ATP-induced activation of A-SMase leads to tissue factor decryption and microvesicle shedding. Blood Advances. 1 (13), 849-862 (2017).
- Kornhuber, J., Rhein, C., Muller, C. P., Muhle, C. Secretory sphingomyelinase in health and disease. Biological Chemistry. 396 (6-7), 707-736 (2015).
- Versteeg, H. H., Ruf, W. Tissue factor coagulant function is enhanced by protein-disulfide isomerase independent of oxidoreductase activity. Journal of Biological Chemistry. 282 (35), 25416-25424 (2007).
- Reinhardt, C., et al. Protein disulfide isomerase acts as an injury response signal that enhances fibrin generation via tissue factor activation. Journal of Clinical Investigation. 118 (3), 1110-1122 (2008).
- Langer, F., et al. Rapid activation of monocyte tissue factor by antithymocyte globulin is dependent on complement and protein disulfide isomerase. Blood. 121 (12), 2324-2335 (2013).
- Bogdanov, V. Y., et al. Alternatively spliced human tissue factor: a circulating, soluble, thrombogenic protein. Nature Medicine. 9 (4), 458-462 (2003).
- Mackman, N. Alternatively spliced tissue factor - one cut too many. Thrombosis and Haemostasis. 97 (1), 5-8 (2007).
- Censarek, P., Bobbe, A., Grandoch, M., Schror, K., Weber, A. A. Alternatively spliced human tissue factor (asHTF) is not pro-coagulant. Thrombosis and Haemostasis. 97 (1), 11-14 (2007).
- Gyorgy, B., et al. Membrane vesicles, current state-of-the-art: emerging role of extracellular vesicles. Cellular and Molecular Life Sciences. 68 (16), 2667-2688 (2011).
- Osterud, B., Bjorklid, E. Tissue factor in blood cells and endothelial cells. Frontiers in Bioscience (Elite Edition). 4 (1), 289-299 (2012).
- Hisada, Y., Mackman, N. Cancer cell-derived tissue factor-positive extracellular vesicles: biomarkers of thrombosis and survival. Current Opinion in Hematology. 26 (5), 349-356 (2019).
- Vatsyayan, R., Kothari, H., Pendurthi, U. R., Rao, L. V. 4-Hydroxy-2-nonenal enhances tissue factor activity in human monocytic cells via p38 mitogen-activated protein kinase activation-dependent phosphatidylserine exposure. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 33 (7), 1601-1611 (2013).
- Mackman, N., Sachetto, A. T. A., Hisada, Y. Measurement of tissue factor-positive extracellular vesicles in plasma: strengths and weaknesses of current methods. Current Opinion in Hematology. 29 (5), 266-274 (2022).
- Lee, R. D., et al. Pre-analytical and analytical variables affecting the measurement of plasma-derived microparticle tissue factor activity. Thrombosis Research. 129 (1), 80-85 (2012).
- Claussen, C., et al. Microvesicle-associated tissue factor procoagulant activity for the preoperative diagnosis of ovarian cancer. Thrombosis Research. 141, 39-48 (2016).
- Mackman, N., Hisada, Y., Archibald, S. J., et al. Tissue factor and its procoagulant activity on cancer-associated thromboembolism in pancreatic cancer: Comment by Mackman et al. Cancer Science. 113 (5), 1885-1887 (2022).
- Sachetto, A. T. A., et al. Evaluation of four commercial ELISAs to measure tissue factor in human plasma. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 7 (3), 100133 (2023).
- Archibald, S. J., Hisada, Y., Bae-Jump, V. L., Mackman, N. Evaluation of a new bead-based assay to measure levels of human tissue factor antigen in extracellular vesicles in plasma. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 6 (2), e12677 (2022).
- Tatsumi, K., et al. Evaluation of a new commercial assay to measure microparticle tissue factor activity in plasma: communication from the SSC of the ISTH. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 12 (11), 1932-1934 (2014).
- Hisada, Y., et al. Measurement of microparticle tissue factor activity in clinical samples: A summary of two tissue factor-dependent FXa generation assays. Thrombosis Research. 139, 90-97 (2016).
- Tatsumi, K., Hisada, Y., Connolly, A. F., Buranda, T., Mackman, N. Patients with severe orthohantavirus cardiopulmonary syndrome due to Sin Nombre Virus infection have increased circulating extracellular vesicle tissue factor and an activated coagulation system. Thrombosis Research. 179, 31-33 (2019).
- Schmedes, C. M., et al. Circulating Extracellular Vesicle Tissue Factor Activity During Orthohantavirus Infection Is Associated With Intravascular Coagulation. Journal of Infectious Diseases. 222 (8), 1392-1399 (2020).
- Rosell, A., et al. Patients with COVID-19 have elevated levels of circulating extracellular vesicle tissue factor activity that is associated with severity and mortality-Brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (2), 878-882 (2021).
- Campbell, R. A., et al. Comparison of the coagulopathies associated with COVID-19 and sepsis. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 5 (4), e12525 (2021).
- Guervilly, C., et al. Dissemination of extreme levels of extracellular vesicles: tissue factor activity in patients with severe COVID-19. Blood Advances. 5 (3), 628-634 (2021).
- Hisada, Y., Mackman, N. Measurement of tissue factor activity in extracellular vesicles from human plasma samples. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 3 (1), 44-48 (2019).
- Sachetto, A. T. A., et al. Tissue factor activity of small and large extracellular vesicles in different diseases. Research and Practice in Thrombosis and Haemostasis. 7 (3), 100124 (2023).
- Bom, V. J., Bertina, R. M. The contributions of Ca2+, phospholipids and tissue-factor apoprotein to the activation of human blood-coagulation factor X by activated factor VII. Biochemical Journal. 265 (2), 327-336 (1990).
- Tilley, R. E., Holscher, T., Belani, R., Nieva, J., Mackman, N. Tissue factor activity is increased in a combined platelet and microparticle sample from cancer patients. Thrombosis Research. 122 (5), 604-609 (2008).
- Gurung, S., Perocheau, D., Touramanidou, L., Baruteau, J. The exosome journey: from biogenesis to uptake and intracellular signalling. Cell Communication and Signaling. 19 (1), 47 (2021).
- Garnier, D., et al. Cancer cells induced to express mesenchymal phenotype release exosome-like extracellular vesicles carrying tissue factor. Journal of Biological Chemistry. 287 (52), 43565-43572 (2012).
- Park, J. A., et al. Tissue factor-bearing exosome secretion from human mechanically stimulated bronchial epithelial cells in vitro and in vivo. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 130 (6), 1375-1383 (2012).
