Name: أزرق تولويدين تلطيخ أبواب جزءا لا يتجزأ من الراتنج للتقييم مورفولوجيا الأعصاب الطرفية (فيديو) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-03T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 17 s
Description: تعلم تقنية تلوين الأزرق التولويدين لتصوير الأعصاب الطرفية بدقة عالية. تُستخدم هذه الطريقة لدراسة مورفولوجيا الأعصاب وإصاباتها وتجددها في نماذج الفئران.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

الكتاب أود أن ثانكثي "جنكينز مرفق الفحص المجهري" في جامعة وايومنغ لمساعدتهم، وأعضاء المختبر البوشمان، روبالو كيلي وصحيح هايدن، أوسيمانجيانج وبو وسوباش دونغانا، للمساعدة في رعاية الحيوان. هذا المنشور تسنى "جائزة التنمية المؤسسية" (فكرة) من المعهد الوطني للعلوم الطبية العامة "معاهد الصحة الوطنية في" إطار منحة # 2P20GM103432.

واستخدمت الفئران "سبراغ داولي" الكبار في هذا المشروع ووافق جميع الإجراءات بجامعة وايومنغ مؤسسات الرعاية الحيوانية واستخدام اللجنة.
1-الجراحة وفي تثبيت العصب فيفو
ملاحظة: يتم سرد معلومات المورد لجميع المواد والمعدات المستخدمة في هذا البروتوكول في الجدول للمواد.
ملاحظة: يتم استخدام في فيفو التثبيت العصب للمحافظة على الأنسجة والحد من التدهور الهيكلي التي يمكن أن تحدث بين وقت الوفاة وجمع للأعصاب. في فيفو تثبيت الأنسجة ممارسة معيارية لإعداد النسيج العصبي للأنسجة، حيث التروية غالباً ما تكون مقدمة لهذا. موضع وحجم الأعصاب المحيطية المسموح به للتثبيت في الموقع. لا نوصي بجمع وتثبيت الأنسجة بعد القتل الرحيم نظراً لإمكانية تدهور الأنسجة.
<ol><li>إعداد الفئران للتخدير العام بوضعه في دائرة للاستقراء مع إيسوفلوراني 2-3%، ثم وضع الفئران أنيسثيتيزيد في موقف المعرضة على رأس حصيرة تشريح والاحتفاظ بها في 1-2% إيسوفلوراني عن طريق تخدير الآنف مخروط. لضمان العمق الكافي للتخدير، اختبار الحيوانات لسحب الدواسة تحت أقدام هند والتحقق من عدم وجود ردود الفعل بالبيبرال في العيون بلمس كانتوس الآنسي للعين. ملاحظة: حقن داخل الكيتامين بديل استخداماً إلى المستنشق isoflurane.</li>
	<li>كشف العصب الوركي، حلق شعر hind limb(s) وتنظيف المناطق حلق مع الإيثانول 70%. بدون مشرط أو مقص، جعل شق 2-3 سم في الجلد على طول أطرافهم هند من الركبة حتى تروتشانتير أكبر، حيث الجس من عظم الفخذ باستخدام مشرط معقم لضمان الموقع المناسب للشق. ويقع عظم الفخذ الدانية فقط في متناول معظم الجزء من العصب الوركي. على الرغم من أن هذا عملية جراحية غير البقاء على قيد الحياة، المحافظة على تقنيات عقيمة.</li>
	<li>بعد إجراء شق الجلد، تحديد موقع الطائرة بين العضلات الفخذية ذات الرأسين وعضلة عضلة مكسيموس، واستخدام مقص ميكروديسيكشن فصل اللفافة الكامنة وفضح 2-3 سم على العصب الوركي التسطير. لعرض مقطع واضح للعصب الوركي، استخدام ضام إلى توسيع الفجوة بين عضلات هما (الشكل 1A). مع غرامة ملقط ومقص آيريس، بعناية منفصلة العصب من الأنسجة الضامة، أخذ عناية كبيرة ليس ضغط أو قطع العصب المحيطة.</li>
	<li>إضافة مثبت كافية ترامب (فورمالدهايد 4 ٪، 1 ٪ glutaraldehyde في 1 x برنامج تلفزيوني (الفوسفات مخزنة المالحة) مع 1.16 غرام NaH2PO4· H2O كل 100 مل) في تجويف يحتوي على الأعصاب المكشوفة لتغطية العصب والسماح للجلوس لمدة 10 دقائق. إذا كان ضروريا، شاش مكان تحت هند الساق لتحسين الزاوية بحيث يمكن إضافة مزيد من مثبت في التجويف. إزالة مثبت بعد 10 دقيقة، وكرر هذه الخطوة مرتين أخريين.</li>
	<li>استخدام مجهر تشريح، قطع العصب من كلا الجانبين باستخدام مقص تشريح غرامة، مع التأكد من عدم تمدد أو قرصه العصب الوركي، وفورا بوضع المقاطع العصب في أنابيب 15 مل تحتوي على مثبت ترامب في 4 درجات مئوية لمدة أسبوع واحد، تغيير مثبت كل 48 ساعة.</li>
	<li>لا تترك الحيوانات غير المراقب خلال أي جزء من العملية الجراحية. بعد إزالة العصب، euthanize الحيوانات بخلع عنق الرحم تحت التخدير.</li>
</ol>2-أكسيد الاوزميوم المعاملة وتضمينها الراتنج
<ol><li>بعد التثبيت، بعناية إزالة أي الدهون المتبقية والأنسجة الضامة من العصبية واستخدم مشرط حاد لقطع العصب إلى شرائح حوالي 5 مم في الطول (العصب يمكن فصل أجزاء والمسمى في أنابيب مختلفة). إعداد الطازجة أكسيد أوزميوم 2% المخفف في حل مثبت ترامب وتبقى في أنبوب زجاج. تزج شرائح العصب في أكسيد الاوزميوم 2% ح 2، التي يمكن أن تكون في أنابيب بلاستيكية لهذه الفترة القصيرة من الزمن. ملاحظة: بعض أنابيب البلاستيك يتفاعل مع أكسيد الاوزميوم، مما تسبب سواد من الحل، ولذلك لا ينصح بتخزين طويلة من أكسيد الاوزميوم في أنابيب بلاستيكية.</li>
	<li>استخدام الإيبوكسي تضمين مجموعة متوسطة، إعداد الصيغة النهائية التضمين:<ol>
<li>المزيج الإيبوكسي التضمين المتوسطة مع الحل دسا (دوديسينيلسوكسينيك الخل؛ خليط A) والمزيج الإيبوكسي التضمين المتوسطة مع دكتور الحل (ميثيلناديك الخل؛ خليط ب). واسمحوا كلا المخاليط مزيج أ وب 20 دقيقة على الأقل بالتحريك مع محرض مغناطيسية.</li>
		<li>فورا قبل الاستخدام، مزيج الخليط A و B وإضافة المسرع DPM-30 (2,4,6-tris(dimethylaminomethyl)phenol) في نسبة 1.5 إلى 2.0 في المائة الحجم الكلي للمخلوط. لاحظ أن الحل DPM-30 ينبغي قياس أدق الحيلولة دون أن يصبح داكن اللون وهش في الكتلة. جميع راتنج الكيماويات السامة؛ اتخاذ المزيد من الحيطة لمنع تماس الجلد أو الاستنشاق.</li>
	</ol>
</li>
	<li>استخدام أنابيب 1.5 مل، تغسل شرائح العصب مع برنامج تلفزيوني وبدء عملية الجفاف عن طريق وضع شرائح العصب في الممرات المائية المختلفة الأسيتون/المقطر: 30%، 60%، 90%، تركيزات لمدة 10 دقائق، ثم في الأسيتون 100% 3 مرات لكل 10 دقائق.  ملاحظة يمكن استخدام الإيثانول أن مكان الأسيتون.</li>
	<li>لتسلل الراتنج، ضع شرائح العصب في خليط جزء 1 من خليط الدمج النهائي والاسيتون 100% الجزء 1 لمدة 30 دقيقة، ثم في خليط من 2 أجزاء من خليط الدمج النهائي والاسيتون 100% الجزء 1 لمدة 30 دقيقة ، وأخيراً مكان قطع العصب في النهائي التضمين الخليط لمدة 30 دقيقة.</li>
	<li>وضع شرائح العصب في تضمين قوالب مطاط السيليكون (استخدمت طول 106 مم × 71 مم عرض × 7 مم عمق؛ كتلة الحجم 11 مم طول × 6 مم عرض × 3 مم). إضافة الراتنج على رأس الأعصاب، مع التأكد من تغطية قطاعات العصب كلها وتجنب الوقوع في فقاعات الهواء بلطف. اترك القالب الذي يحتوي على شرائح العصب مع الراتنج بلمرة عند 60 درجة مئوية بين عشية وضحاها.</li>
</ol>3-تقطيع قبل أولتراميكروتومي
<ol><li>إعداد سكاكين الزجاج باستخدام صانع سكين زجاج (الشكل 1B) وجعل السكاكين الزجاج مع قوارب (الشكل 1)، التي تستخدم لتجميع المقاطع العصب تطفو على الماء المقطر.</li>
	<li>وضع كتل الأعصاب راتنج المضمنة في حامل أولتراميكروتومي مع الجانب المنحرف مواجها لأعلى. باستخدام نطاق أولتراميكروتومي، تقليم أي راتنج الزائدة المحيطة بالانسجة العصبية، وكتلة تواجه شكل شبه منحرف وأقرب سطح طولية للعصب ممكن استخدام شفرة مفرد ذو حدين، مثل شفرة حلاقة. عدم اختراق السطح طولية من الجزء العصبية، ومعترف بها في تلطيخ الظلام بأكسيد الازميوم. ملاحظة: سوف يقلل تشذيب راتنج الزائدة مجال الراتنج يكون مقطوع وتحسين أداء بليد وقطع في الخطوات اللاحقة.</li>
	<li>باستخدام في أولتراميكروتومي، جعل متعددة المقاطع العرضية يكفي لتعريض سطح مقطع عرضي موحد من الأنسجة العصبية باستخدام سكين زجاج عادي. بمجرد القيام بذلك، قم بالتبديل إلى سكين زجاج الذي قارب مليء بالماء المقطر في درجة حرارة الغرفة وضبط أولتراميكروتومي إلى 1-2 ميكرومتر قطع مقاطع رقيقة.</li>
	<li>نقل المقاطع رقيقة عائمة من القارب سكين الزجاج إلى قطره ماء منزوع على شريحة الزجاج باستخدام حلقة معدنية (الشكل 1). الجاف للشرائح التي تحتوي على مقاطع بتمرير عدة مرات على لهب لبضع ثوان، مع التأكد من عدم أسخن المقاطع. وصمة عار الأجزاء المجففة فورا مع تولويدين الأزرق أو تخزين في درجة حرارة الغرفة لعدة أيام قبل التلوين. ملاحظة: الأقسام يمكن أيضا أن تجفف باستخدام لوحة أكثر دفئا عند 60 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة. يجعل عملية تجفيف بطيئة المقاطع السلس.</li>
</ol>4-تولويدين الأزرق تلطيخ
<ol><li>إعداد الحل 1% من تولويدين الأزرق بتذويب ز 2 من بورات الصوديوم في 100 مل مياه، ثم أضف 1 ز تولويدين الأزرق ويحرك حتى يذوب. تصفية الحل باستخدام ورق الترشيح (المسامية الحجم: 11 ميكرومتر)، ويبقى الحل في زجاجة معتمة حرارة الغرفة لمدة تصل إلى أسبوعين.</li>
	<li>استخدام ماصة بلاستيكية أو بيبيتور الصغرى، إضافة قطره حل تولويدين الزرقاء على رأس فروع العصب ويغادر إلى 20-30 ثانية.</li>
	<li>شطف جميع الحل تولويدين الأزرق الزائد بلطف غمس الشرائح في جرة المياه. وكرر 3-4 مرات حتى تكون المقاطع واضحة. الجاف للشرائح على الأقل 15 دقيقة في 60 درجة مئوية أو بين عشية وضحاها في درجة حرارة الغرفة وثم تغطي الأجزاء مع ساترة استخدام التركيب العادية المتوسطة. دراسة الشرائح المحملة مباشرة أو تخزينها في درجة حرارة الغرفة.</li>
	<li>فحص تحت مجهر خفيفة. ينصح بعدسة غمر نفط X 100 لصور مفصلة المستخدمة لحساب نسب ز.</li>
</ol>

<ol><li>Zacchigna, S., Ruiz de Almodovar, C., Carmeliet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Similarities+between+angiogenesis+and+neural+development%3A+What+small+animal+models+can+tell+us%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Topics+in+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Similarities between angiogenesis and neural development: What small animal models can tell us.</a> Current Topics in Developmental Biology. 80, 1-55 (2008).</li>
<li>Grinsell, D., Keating, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+nerve+reconstruction+after+injury%3A+A+review+of+clinical+and+experimental+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Peripheral nerve reconstruction after injury: A review of clinical and experimental therapies.</a> BioMed Research International. 2014, 1-13 (2014).</li>
<li>Chen, M. B., Zhang, F., Lineaweaver, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Luminal+fillers+in+nerve+conduits+for+peripheral+nerve+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Luminal fillers in nerve conduits for peripheral nerve repair.</a> Annals of Plastic Surgery. 57 (4), 462-471 (2006).</li>
<li>Scipio, F., Raimondo, S., Tos, P., Geuna, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+protocol+for+paraffin-embedded+myelin+sheath+staining+with+osmium+tetroxide+for+light+microscope+observation%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+Research+and+Technique%22%5BJournal%5D)">A simple protocol for paraffin-embedded myelin sheath staining with osmium tetroxide for light microscope observation.</a> Microscopy Research and Technique. 71, 497-502 (2008).</li>
<li>Raimondo, S., Fornaro, M., Di Scipio, F., Ronchi, G., Giacobini-Robecchi, M. G., Geuna, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+5%3A+Methods+and+protocols+in+peripheral+nerve+regeneration+experimental+research%3A+part+II-morphological+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22International+Review+of+Neurobioly%22%5BJournal%5D)">Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques.</a> International Review of Neurobioly. 87, 81-103 (2009).</li>
<li>Carriel, V., Garzon, I., Alaminos, M., Campos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+myelin+sheath+and+collagen+reorganization+pattern+in+a+model+of+peripheral+nerve+regeneration+using+an+integrated+histochemical+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry+and+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Evaluation of myelin sheath and collagen reorganization pattern in a model of peripheral nerve regeneration using an integrated histochemical approach.</a> Histochemistry and Cell Biology. , 709-717 (2011).</li>
<li>Sridharan, G., Shankar, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toluidine+blue%3A+A+review+of+its+chemistry+and+clinical+utility%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Pathology%22%5BJournal%5D)">Toluidine blue: A review of its chemistry and clinical utility.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Pathology. 16, 251-255 (2012).</li>
<li>Epstein, J. B., Scully, C., Spinelli, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toluidine+blue+and+Lugol%27s+iodine+application+in+the+assessment+of+oral+malignant+disease+and+lesions+at+risk+of+malignancy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+Pathology+%26+Medicine%22%5BJournal%5D)">Toluidine blue and Lugol's iodine application in the assessment of oral malignant disease and lesions at risk of malignancy.</a> Journal of Oral Pathology & Medicine. 21, 160-163 (1992).</li>
<li>Carriel, V., Garzon, I., Alaminos, M., Cornelissen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+assessment+in+peripheral+nerve+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Regeneration+Research%22%5BJournal%5D)">Histological assessment in peripheral nerve tissue engineering.</a> Neural Regeneration Research. 9, 1657-1660 (2014).</li>
<li>Dykstra, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDykstra%2C+MJ+%22A+manual+of+applied+techniques+for+biological+electron+microscopy%22">A manual of applied techniques for biological electron microscopy</a>. , Plenum. New York. 257(1993).</li>
<li>Vleggeert-Lankamp, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+evaluation+methods+in+the+assessment+of+peripheral+nerve+regeneration+through+synthetic+conduits%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: A systematic review.</a> Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).</li>
<li>Williams, P., Wendell-Smith, C. P., Finch, A., Stevens, G. <a target="_blank" href="http://jcs.biologists.org/content/joces/s3-105/69/99.full.pdf">Further uses and methods of processing of fresh frozen sections of peripheral nerve.</a> Journal of Cell Science. 3 (69), 99-105 (1964).</li>
<li>Castro, J., Negredo, P., Avendaño, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiber+composition+of+the+rat+sciatic+nerve+and+its+modification+during+regeneration+through+a+sieve+electrode%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Fiber composition of the rat sciatic nerve and its modification during regeneration through a sieve electrode.</a> Brain research. , 65-77 (2008).</li>
<li>Raimondo, S., Fornaro, M., Di Scipio, F., Ronchi, G., Giacobini-Robecchi, M. G., Geuna, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+and+protocols+in+peripheral+nerve+regeneration+experimental+research%3A+Part+II-morphological+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22International+review+of+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: Part II-morphological techniques.</a> International review of neurobiology. 87, 81-103 (2009).</li>
<li>Bozkurt, A., Lassner, F., O'Dey, D., Deumens, R., Böcker, A., Schwendt, T., Janzen, C., Suschek, C. V., Tolba, R., Kobayashi, E., Sellhaus, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+microstructured+and+interconnected+pore+channels+in+a+collagen-based+nerve+guide+on+axonal+regeneration+in+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The role of microstructured and interconnected pore channels in a collagen-based nerve guide on axonal regeneration in peripheral nerves.</a> Biomaterials. 33 (5), 1363-1375 (2012).</li>
<li>Weis, J., Brandner, S., Lammens, M., Sommer, C., Vallat, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processing+of+nerve+biopsies%3A+A+practical+guide+for+neuropathologists%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neuropathology%22%5BJournal%5D)">Processing of nerve biopsies: A practical guide for neuropathologists.</a> Clinical Neuropathology. 31 (1), 7-23 (2012).</li>
<li>Battiston, B., Tos, P., Geuna, S., Giacobini-Robecchi, M. G., Guglielmone, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+repair+by+means+of+vein+filled+with+muscle+grafts.+II.+Morphological+analysis+of+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Nerve repair by means of vein filled with muscle grafts. II. Morphological analysis of regeneration.</a> Microsurgery. 20 (1), 37-41 (2000).</li>
<li>Bhattacharyya, T. K., Thomas, J. R. <a target="_blank" href="https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1179/his.2004.27.3.161">Comparison of staining methods for resin-embedded peripheral nerve.</a> Journal of Histotechnology. 27, 161-164 (2004).</li>
<li>Zbaeren, J., Zbaeren-Colbourn, D., Haeberli, A. <a target="_blank" href="https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1179/his.2007.30.1.27">High-resolution immunohistochemistry on improved glycol methacrylate-resin sections.</a> Journal of Histotechnology. 30 (1), 27-33 (2007).</li>
<li>Alturkistani, H. A., Tashkandi, F. M., Mohammedsaleh, Z. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+stains%3A+A+literature+review+and+case+study%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Health+Science%22%5BJournal%5D)">Histological stains: A literature review and case study.</a> Global Journal of Health Science. 8 (3), 72-79 (2016).</li>
<li>Ezra, M., Bushman, J., Shreiber, D., Schachner, M., Kohn, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porous+and+nonporous+nerve+conduits%3A+the+effects+of+a+hydrogel+luminal+filler+with+and+without+a+neurite-promoting+moiety%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Porous and nonporous nerve conduits: the effects of a hydrogel luminal filler with and without a neurite-promoting moiety.</a> Tissue Engineering Part A. (9-10), 818-826 (2016).</li>
<li>Bhatnagar, D., Bushman, J. S., Murthy, N. S., Merolli, A., Kaplan, H. M., Kohn, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrin+glue+as+a+stabilization+strategy+in+peripheral+nerve+repair+when+using+porous+nerve+guidance+conduits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Science%3A+Materials+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Fibrin glue as a stabilization strategy in peripheral nerve repair when using porous nerve guidance conduits.</a> Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 28 (5), 79(2017).</li>
</ol>

الكتاب يعلن أن لديهم لا تضارب في المصالح.

امتحانات هياكل المورفولوجية لإصابة الأعصاب المحيطية والتجديد مواضيع متكررة من دراسة13. في هذا البروتوكول، يصف لنا الخطوات للحصول على صور ذات جودة عالية للبيانات النسيجي كوانتيفيكيشنز استخدام أنسجة العصب الوركي الفئران جزءا لا يتجزأ من كتل الراتنج والملون باللون الأزرق تولويدين. هذا الأسلوب يوفر صورة مورفولوجيا العصبية التي يمكن قياسها كمياً في التجديد العصب بقياس عدد محاور عصبية، ودرجة مييلينيشن ووجود أنسجة تليفية إينفيلتراتيفي والأعصاب الصحة. بينما تظهر الصور تقطيع وتجهيز للأعصاب يصب كعينات، ونفس...

الأعصاب المحيطية تمتد في جميع أنحاء الجسم، إينيرفاتينج الأنسجة المستهدفة مع محاور عصبية الحركية أو الحسية1. العيوب الأعصاب المحيطية الناجمة عن الاضطرابات الطبية والصدمة تمثل شاغلا رئيسيا لصحة العامة والآثار الاقتصادية الكبيرة2،3. وعلى الرغم من التقدم الذي تحقق في تقييم نتائج إصابات الأعصاب المحيطية وفهم العصب التجدد، الأساليب التقليدية مثل الأنسجة العصبية وتلطيخ تقنيات أداتين أساسيتين كمياً ونوعيا تقييم صحة العصب كقياس نتائج المحطة طرفية في نماذج حيوانية أو قصت الأنسجة البشرية. هذا هو غالباً ما يقترن القياسات الكهربية لوظيفة الأعصاب الطرفية، حيث يمكن أن تكشف عن مورفوميتري لماذا تجدد الأعصاب وظيفية أو لم يحدث.
أزرق تولويدين تلطيخ راتنج المضمنة أقسام شبه رقيقة الأعصاب الطرفية هو أسلوب متخصصة للتصوير myelinated الألياف العصبية، توفير جودة عالية وواضحة صور مفصلة للعصب هياكل4،5،6 . أزرق تولويدين وصمة عار ميتاتشروماتيك acidophilic، اكتشف ويليام هنري بيركن في7من 1856، وقد تم استخدامه في العديد من التطبيقات الطبية8. تولويدين الأعصاب الطرفية ملطخة باللون الأزرق المقاطع التي تم الحصول عليها من شرائح جزءا لا يتجزأ من الراتنج العصب يسمح لتصور واضح لهياكل العصب. ويمكن تعزيز التصور هيكل غمد المايلين باستخدام أكسيد الاوزميوم بعد انتهاء التثبيت4،9. أكسيد الازميوم هو سامة الأكسدة والدهون مثبت عامل يتفاعل مع سندات مزدوجة في الدهون، أسفر عن10من اﻷغماد المايلين الغنية بالدهون محددة بشكل صارخ. بيد أكسيد الاوزميوم السامة، ومكلفة وتتطلب من حضانة أطول من شرائح العصب، ولا يستخدم دائماً.
وقد وضعت أساليب بديلة لمعالجة وتلطيخ للتصور مورفولوجيا الأعصاب المحيطية؛ البارافين وتمزيقها المبردة، وتقطيع العصب جزءا لا يتجزأ من راتنج الإيبوكسي تليها تلطيخ مع أزرق تولويدين أو حل فينيلينيدياميني قد استخدمت لقياس التغيرات المورفولوجية للأعصاب المحيطية التجديد 11،12 . كل هذه الأساليب لديها مزايا والغلة البيانات الأساسية في العدد من محاور عصبية وسمك المايلين وقطر إكسون وقطر إكسون للألياف ميليناتيد القطر (ز-نسبة) 11،،من1314،15 .
الفرق الأساسي من الراتنج التضمين في هذا البروتوكول أنه يسهل الحصول على 1-2 ميكرومتر سمك المقاطع العرضية بسبب صلابة الراتنج مع الحفاظ على الصفات النسيجي للعصب. توفر هذه المقاطع رقيقة، بدلاً من 4-5 ميكرومترات سمك المقاطع التي تم الحصول عليها من البارافين التضمين، أقسام الأعصاب الطرفية مع دقة أعلى، مما يسمح لتحديد كمي myelination إكسون، مثل نسبة ز، التي لا يمكن أن تكون أكثر دقة التي تم الحصول عليها من أثخن الأبواب16. بينما تمزيقها المبردة التي يمكن استخدامها للحصول على الأجزاء 1-2 ميكرومتر، فقد خبرتنا أن من الأصعب الحصول على المقاطع دون تصدعات كبيرة عديدة. يمكن أن يسبب مثل هذه المقاطع متصدع عد غير دقيق لعدد محاور عصبية وجوانب مييلينيشن.
بالإضافة إلى أزرق تولويدين تلطيخ17، يمكن أيضا استخدام فضية تلطيخ الأسلوب18 و Masson's trichrome المصبوغة4 لإظهار العصب محاور عصبية. ومع ذلك، استخدام الراتنج تضمين المقاطع العصب الوسيط الفئران الملون مع أما الهيماتوكسيلين ويوزين أو ماسون في اﻷغماد المايلين خافت أظهرت trichrome وهياكل غير المعترف بها، بينما تلطيخ تولويدين الأزرق وأظهرت صورة واضحة المايلين غمد ويمكن بسهولة تكون الكمية4. وعلى الرغم من بعض القيود، الأعصاب تولويدين الأزرق تلطيخ راتنج المضمنة الطرفية هو تقنية قيمة يمكن استخدامها عندما تكون الصور عالية الدقة للعصب مورفولوجيا مطلوباً.
العيب الرئيسي لتضمين الراتنج هو أنها تستغرق وقتاً طويلاً ولا تسمح إيمونوستينينج النسيج نفسه نظراً لصعوبة استرجاع مستضد بالمقارنة مع البارافين وتقنيات الأقسام المضمنة المجمدة. وهكذا، من غير الممكن عموما الاستفادة من الأنسجة نفسها إيمونوستينينج التي يتم معالجتها عن طريق تضمين الراتنج لتلطيخ تولويدين الأزرق. على الرغم من عدم المستخدمة هنا، إذا كان المطلوب هو إيمونوهيستوتشيميستري في الراتنج يسمح المضمنة أقسام، استخدام ميثاكريلات غليكول التضمين راتنجات immunohistochemistry المراد تنفيذها على أقسام الأنسجة، إلا أنها باهظة الثمن نسبيا19. هذا يمكن التخفيف إلى حد ما بقطع الأعصاب الطرفية إلى أجزاء منفصلة، وبعض لتضمين الراتنج وآخرون ل immunostaining مباشرة بعد التثبيت.
عملية تولويدين الأزرق تلطيخ راتنج مضمن الأعصاب المحيطية، كما مع تحليل آخر نسيجية، يمكن تقسيم إلى خمس مراحل، بما في ذلك التثبيت، الجفاف، والتضمين، وتمزيقها، وتلطيخ20. ونحن نهدف هنا إلى توفير بروتوكول ومبادئ توجيهية عملية لاستخدام الراتنج الملون فروع العصب الوركي الفئران المضمنة مع تولويدين الأزرق للحصول على صور ذات جودة عالية.

<table><tbody><tr><td>عازلة الفوسفات من Dulbecco محلول ملحي</td><td>Gibco</td><td>14200-075</td><td></td></tr><tr><td>محلول الجلوتارالديهايد</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G6257</td><td></td></tr><tr><td>بارافورمالديهايد</td><td>سيجما-ألدريتش</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>فوسفات الصوديوم أحادي القاعدة أحادي الهيدرات</td><td>سيجما ألدريتش</td><td>S9638</td><td></td></tr><tr><td>تولويدين بلو أو</td><td>سيجما ألدريتش</td><td>T3260</td><td></td></tr><tr><td>الصوديوم رباعي الهيدرات ديكاهيدرات</td><td>أكروس العضوية</td><td>205950010</td><td></td></tr><tr><td>الأيزوفلوران</td><td>بيرامال</td><td>NDC 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>مجموعة تضمين الإيبوكسي المتوسطة</td><td>سيجما ألدريتش</td><td>45359</td><td></td></tr><tr><td>محلول هيدروكسيد الصوديوم</td><td>سيجما ألدريتش</td><td>72068</td><td>لضبط 170942</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr>الهيدروجيني المثبت لترامب الأسيتون فيشر الكيميائي<td>محلول أوزميوم رابع أكسيد</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>75632</td><td></td></tr><tr><td>VWR الشرائح الصغيرة ، Superfrost Plus</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>غطاء مجهر زجاج</td><td>فيشر علمي</td><td>12545102</td><td></td></tr><tr><td>بيلكو تضمين المصبوب</td><td>فيشر العلمي</td><td>NC9671811</td><td></td></tr><tr><td>صانع سكين</td> زجاجي <td>RMC منتجات</td><td>GKM-2</td><td></td></tr><tr><td>Ultramicrotome</td><td>منتجات RMC</td><td>MT-XL</td><td></td></tr><tr><td>15 مل أنبوب مخروطي</td><td>Falcon</td><td>ISO 9001</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf 1.5 مل أنابيب الطرد المركزي</td><td>الدقيقة Sigma-Aldrich</td><td>T9661</td><td></td></tr><tr><td>4 مل قارورة زجاجية</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>854190</td><td></td></tr> شفرات <tr><td>الحلاقة</td><td>VWR</td><td>55411-050</td><td>لتقليم كتلة الراتنج</td></tr><tr><td>الكمال حلقة</td><td>علوم</td> <td>المجهر الإلكتروني70944</td><td>لالتقاط أقسام رقيقة من الراتنج</td></tr><tr><td>شرائط سكاكين زجاجية فائقة 6.4 مم × 25 مم × 400 مم</td><td>علوم المجهر</td><td>الإلكتروني 71012</td><td></td></tr><tr><td>فرن 100 وات</td><td>Millipore&nbsp;</td><td>6350115</td><td></td></tr><tr><td>ورق ترشيح واتمان</td><td>سيجما ألدريتش</td><td>WHA10010155</td><td></td></tr><tr><td>3 مل ماصة بلاستيكية</td><td>سيجما ألدريتش</td><td>Z331740</td><td></td></tr><tr><td>طقم الجراحة الدقيقة</td><td>أدوات الدقة</td><td></td><td></td>العالمية</tr><tr><td>مجهر</td><td></td><td></td> أوليمبوس الفلوري <td>ثنائي CCD اللون وكاميرا أحادية اللون ، DP80</td></tr></tbody></table>

أزرق تولويدين تلطيخ أبواب جزءا لا يتجزأ من الراتنج للتقييم مورفولوجيا الأعصاب الطرفية

Toluidine Blue Staining of Resin-Embedded Sections for Evaluation of Peripheral Nerve Morphology

الأعصاب المحيطية تمتد في جميع أنحاء الجسم، إينيرفاتينج الأنسجة المستهدفة مع محاور عصبية الحركية أو الحسية. نظراً للتوزيع على نطاق واسع، وكثيراً ما تلف الأعصاب الطرفية بسبب الصدمة أو المرض. كما وضعت أساليب واستراتيجيات لتقييم إصابات الأعصاب المحيطية في نماذج حيوانية، الدالة والتجدد، تحليل مورفوميتري للأعصاب الطرفية أصبح قياس نتائج محطة أساسية. تولويدين الأزرق تلطيخ العصب عبر المقاطع التي تم الحصول عليها من فروع العصب راتنج مضمن أسلوب استنساخه لعمليات التقييم النوعي والكمي للأعصاب المحيطية، وتمكين التصور مورفولوجيا عدد محاور عصبية ودرجة مييلينيشن. هذا الأسلوب، كما هو الحال مع العديد من أساليب نسيجية أخرى، يكون من الصعب تعلم وإتقان استخدام البروتوكولات المكتوبة القياسية. والغرض من هذا المنشور ذلك لإبراز البروتوكولات المكتوبة تولويدين الأزرق تلطيخ للأعصاب الطرفية مع بالفيديو للأسلوب، استخدام الأعصاب الوركي حصادها من الفئران. في هذا البروتوكول، يصف لنا في فيفو التثبيت بالاعصاب الطرفية ومجموعة من الأنسجة، وبعد انتهاء التثبيت مع 2% أكسيد الاوزميوم، تضمين للأعصاب في راتنج الإيبوكسي، وتقطيع أولتراميكروتومي للأعصاب بسمك 1-2μm. أقسام الأعصاب ثم نقلها إلى شريحة زجاجية والملون بالأزرق تولويدين، بعدها يتم كمياً ونوعيا قيموا. وترد أمثلة للمشاكل الأكثر شيوعاً، فضلا عن الخطوات اللازمة للتخفيف من هذه المسائل.

راتنج مضمن الأعصاب الطرفية المقاطع ملطخة تولويدين الأزرق تسمح لبيانات نسيجية دقيقة كوانتيفيكيشنز. لمحة عامة عن الإجراء الذي يظهر في (الشكل 2). أقسام الأعصاب الوركي جزءا لا يتجزأ من الراتنج المتوسطة وملطخة بالصور أزرق تولويدين أظهرت واضح مع الدقة المثلى (3 أرقام). يمكن أن يسبب تلف الأعصاب العديد من التغييرات في العصب هياكل المورفولوجية، على سبيل المثال، التغييرات في الألياف العصبية وقطر إكسون وثخانة غمد المايلين. هذا الأسلوب يمكن الحفاظ على بن...

نقدم هنا بروتوكولا لتصور الهياكل الدقيقة للأعصاب المحيطية بالحصول على وتلوين الأجزاء 1-2 ميكرومتر مع تولويدين الأزرق

Peripheral nerves extend throughout the body, innervating target tissues with motor or sensory axons. Due to widespread distribution, peripheral nerves ...

يمكن أن تساعد هذه الطريقة في الإجابة على الأسئلة الرئيسية في مجالات إصابة الأعصاب الطرفية وتجديدها مثل ما هو قياس المورفومية للعصب المحيطي ، وكم عدد المحاور العصبية الموجودة ، وما هي حالة تكوين النخاع ، وهل يوجد نسيج ليفي؟ الميزة الرئيسية لهذه التقنية هي أنها تسمح بتصور عالي الدقة للميزات العصبية. ابدأ بوضع فأر مخدر في وضع الانبطاح أعلى حصيرة التشريح.ضع مخروط الأنف للحفاظ على التخدير مع 1-2٪ إيزوفلوران. لضمان عمق التخدير الكافي ، اختبر بحثا عن انسحاب الدواسة وردود الفعل الجفنية للقدمين الخلفيتين. بمجرد تحقيق عمق مناسب للتخدير ، احلق شعر الأطراف الخلفية وقم بتعقيم المناطق المحلوقة بنسبة 70٪ من الإيثانول.ملامسة عظم الفخذ لتحديد الموقع المناسب للشق. يقع عظم الفخذ بالقرب من الجزء الأكثر سهولة من العصب الوركي. بعد إجراء شق من سنتيمترين إلى ثلاثة سنتيمترات في الجلد على طول الطرف الخلفي من الركبة إلى المدور الأكبر ، حدد موقع المستوى بين العضلة ذات الرأسين والعضلة الفخذية والعضلة الألوية الكبرى.ثم استخدم مقص التشريح المجهري لفصل اللفافة الأساسية وتعريض سنتيمترين إلى ثلاثة سنتيمترات من العصب الوركي الأساسي. استخدم ضام لتوسيع الفجوة بين العضلات. باستخدام ملقط دقيق ومقص قزحية العين ، افصل العصب بعناية عن النسيج الضام المحيط ، مع الحرص الشديد على عدم ضغط العصب أو قطعه.بعد ذلك ، قم بتغطية العصب المكشوف بمثبت ترامب واتركه لمدة 10 دقائق. إذا لزم الأمر ، ضع الشاش تحت الساق الخلفية لتحسين الزاوية بحيث يمكن إضافة المزيد من المثبت في التجويف. قم بإزالة المثبت بعد 10 دقائق وكرر هذه الخطوة مرتين أخريين.تحت مجهر التشريح ، قم بقطع العصب الوركي من كلا الجانبين باستخدام مقص تشريح دقيق ، مع التأكد من عدم شد العصب أو قرصه. ضع الأقسام العصبية على الفور في أنابيب سعة 15 مل تحتوي على مثبت ترامب وثبتها عند أربع درجات مئوية لمدة أسبوع واحد ، مع تغيير المثبت كل 48 ساعة. بعد التثبيت ، قم بإزالة أي دهون وأنسجة ضامة متبقية بعناية من العصب ، واستخدم مشرطا حادا لتقطيع العصب إلى شرائح يبلغ طولها حوالي خمسة ملليمترات.يمكن فصل الأجزاء العصبية إلى أنابيب مختلفة ذات مسماة. اغمر الأجزاء العصبية في 2٪ من رابع أكسيد الأوزميوم المحضر حديثا لمدة ساعتين. باستخدام مجموعة تضمين الإيبوكسي ، قم بإعداد خليط التضمين النهائي.امزج وسط تضمين الإيبوكسي مع محلول DDSA واخلط وسط تضمين الإيبوكسي مع محلول NMA. امزج كلا المحاللين لمدة 20 دقيقة على الأقل باستخدام محرك مغناطيسي. قبل الاستخدام مباشرة ، اجمع المسرع DPM مع الحل B ثم اجمعه مع الحل A بحيث تكون النسبة النهائية للمسرع بين نقطة واحدة وخمسة و 2٪ من الحجم الإجمالي.انقل الأجزاء العصبية إلى نقطة واحدة خمسة أنابيب ملليلتر وبعد الغسيل باستخدام PBS ، ابدأ عملية الجفاف عن طريق استبدال PBS بتركيزات متزايدة من الأسيتون والماء المقطر لمدة 10 دقائق لكل منهما ثم في 100٪ الأسيتون ثلاث مرات لمدة 10 دقائق لكل منهما. إحدى الخطوات الحاسمة هي جفاف الأنسجة. لن يتفاعل الماء والراتنج ، لذلك لن يتم اختراق أي ماء متبقي في الأنسجة بواسطة الراتنج مما يترك ثقوبا في القسم خالية من الصفات النسيجية.لتسلل الراتنج ، ضع أولا الأجزاء العصبية في مزيج فردي من خليط التضمين والأسيتون بنسبة 100٪ لمدة 30 دقيقة. بعد 30 دقيقة ، انقل الشرائح إلى مزيج اثنين إلى واحد من خليط التضمين و 100٪ الأسيتون لمدة 30 دقيقة. ضع فواصل الأعصاب في قوالب تضمين مطاط السيليكون وأضف الراتنج برفق فوق الأعصاب ، مع التأكد من تغطية الجزء العصبي بالكامل مع تجنب فقاعات الهواء.اترك الراتنج يتبلمر عند 60 درجة مئوية طوال الليل. ضع كتلة من الراتنج مع عصب مدمج في حامل الميكروتوم الفائق بحيث يكون الجانب شبه المنحرف متجها لأعلى. أثناء المشاهدة من خلال منظار الميكروتوم الفائق ، استخدم شفرة ذات حافة واحدة لتقليم الراتنج الزائد المحيط بالأنسجة العصبية.لا تخترق السطح الطولي للجزء العصبي الذي يمكن التعرف عليه من خلال تلطيخه الداكن بواسطة رابع أكسيد الأوزميوم. باستخدام سكين زجاجي عادي على الميكروتوم الفائق ، قم بعمل مقاطع عرضية متعددة لفضح سطح مقطع عرضي موحد للعصب. بمجرد الانتهاء من ذلك ، قم بالتبديل إلى سكين زجاجي مع القارب المملوء بالماء المقطر في درجة حرارة الغرفة واضبط الميكروتوم الفائق على ميكرون إلى ميكرون لقطع الأجزاء الرقيقة.استخدم حلقة معدنية لنقل الأجزاء الرقيقة العائمة من قارب السكين الزجاجي إلى قطرة من الماء منزوع الأيونات على شريحة زجاجية. خطوة أخرى حاسمة هي أثناء نقل القسم الرقيق من السكين الزجاجي إلى الانزلاق. هذه الأقسام الرقيقة هشة للغاية ويمكن أن تنكسر أو تطوى.بعد التقسيم ، جفف الأقسام الموجودة على الشرائح عن طريق تمرير شريحة فوق اللهب عدة مرات ، مع التأكد من عدم ارتفاع درجة حرارة الأقسام. يمكن تخزين الشرائح في درجة حرارة الغرفة لعدة أيام إذا لم يتم تلطيخها على الفور باللون الأزرق التولويدين. لتلطيخ الأقسام العصبية، استخدم ماصة بلاستيكية أو ماصة دقيقة لإضافة قطرة من محلول التولودين الأزرق في الجزء العلوي من الأجزاء العصبية.بعد 20 إلى 30 ثانية ، اشطف كل محلول تولويدين الأزرق الزائد عن طريق غمس الشرائح برفق في وعاء من الماء منزوع الأيونات ، وكرر ذلك ثلاث إلى أربع مرات حتى تصبح الأقسام واضحة. جفف الشرائح لمدة 15 دقيقة على الأقل عند 60 درجة مئوية أو طوال الليل في درجة حرارة الغرفة. بعد التجفيف ، أضف وسط التثبيت العادي وقم بتغطية الأقسام بغطاء.أخيرا ، افحص الأقسام المثبتة تحت المجهر الضوئي. يوصى باستخدام عدسة غمر بالزيت بمعدل 100X للحصول على صور مفصلة لحساب نسب g. أظهرت أقسام العصب الوركي المضمنة في وسط الراتنج والملطخة باللون الأزرق التولودين صورا واضحة بدقة مثالية عند زيادة التكبير من 10X إلى 20X و 40X و 60X.تحافظ هذه الطريقة على بنية الأعصاب وتسمح بتصوير عالي الدقة وعالي التكبير مما يسهل قياس العديد من المعلمات مثل نسبة g ، وهي نسبة قطر المحور العصبي ، المشار إليها بالسهم المسمى B ، إلى إجمالي قطر الألياف ، المسمى A. يمكن أن تؤدي مجموعة متنوعة من العوامل إلى أقسام أعصاب محيطية أقل من المثلى ، بما في ذلك وجود تشققات في القسم بسبب التعامل غير السليم مع العصب. يمكن أن تحدث ثقوب أيضا في القسم بسبب عدم كفاية الجفاف. خطأ آخر محتمل في الإجراء هو طي الأقسام ، والتي يمكن معالجتها باستخدام حلقات التلقيح لنقل القسم على الشريحة الزجاجية.بعد هذا الإجراء ، يمكن إجراء طرق أخرى مثل القياس الكمي للمحور العصبي للإجابة على أسئلة إضافية مثل ما هي درجة التجديد في العصب المتجدد؟ بعد مشاهدة هذا الفيديو ، يجب أن يكون لديك فهم جيد لكيفية الحصول على قسم من واحد إلى اثنين من أقسام الأعصاب الطرفية لتقييم مورفومتري الأعصاب.

toluidine-blue-staining-resin-embedded-sections-for-evaluation

Research

JoVE Journal

Neuroscience

علم الأعصاب

وتقدم مجموعة من التقنيات المختلفة لتعظيم جمع البيانات من الأنسجة الماوس.

الجمع بين صبغ محبة للدهون ، في الموقع التهجين ، المناعية ، والأنسجة

تحديد Immunocytochemical الطرفية من الألياف العصبية الحسية فرعية (والكشف عن بروتين تعبير فيها) هي المفتاح لفهم الآليات الجزيئية الكامنة وراء الإحساس الطرفية. نحن هنا تصف طرق تحضير عينات الأنسجة المحيطية / الحشوية ، مثل العظام والجلد أطرافهم ، لimmunostaining محددة من الألياف العصبية الطرفية الحسية.

تحضير الأنسجة وImmunostaining من الألياف العصبية الحسية ماوس التعصيب الجلد والعظام الاطراف

يوضح هذا الفيديو تقنية تلطيخ أقسام الأعصاب الطرفية للفئران المضمنة في الراتنج والمعالجة بأوزميوم باستخدام التولودين الأزرق. تساعد الأقسام العصبية الملطخة في تصور الهياكل الدقيقة للأعصاب الطرفية.

تلطيخ تولويدين الأزرق لأقسام الأعصاب الطرفية: تقنية لتلطيخ الألياف العصبية النخاعية لتصور بنية الأعصاب الطرفية

من أجل دراسة التغيرات من الألياف العصبية داخل البشرة مسبب (IENFs) في اعتلال الأعصاب المؤلم (PN)، قمنا بتطوير البروتوكولات التي يمكن أن تفحص مباشرة التغيرات المورفولوجية ثلاثي الأبعاد لوحظ في IENFs مسبب. تحليل ثلاثي الأبعاد للIENFs لديه القدرة على تقييم التغيرات المورفولوجية للIENF في PN.

التصوير ثلاثي الأبعاد من مسبب الألياف العصبية داخل البشرة في خزعات الجلد البشري

تقنيات لتصور التهندس الخلوي الشبكية المجاورة مباشرة لأقطاب الفردية داخل مشجعا في شبكية العين.

تقنيات لمعالجة العيون تزرع لهم تعويضات الشبكية لتحليل المرضية المترجمة

الخلايا الشمية مغمد (الكاريبي) هي خلايا قمة العصبية التي تسمح نمو الخلايا العصبية الشمية الأولية. هذه الخاصية محددة يمكن استخدامها لزرع الخلايا. نقدم هنا نموذجا لزرع خلوية تعمل على أساس استخدام الكاريبي في العصب نموذج إصابة الحنجرة.

زرع الخلايا الشمية مغمد لتقييم الانتعاش وظيفية بعد إصابة العصب المحيطي

يتم تقديم بروتوكول للتصوير الطولي دينامية وآفة الليزر الانتقائي من النهايات العصبية في الفئران المعدلة وراثيا مراسل.

في فيفو الميكروسكوب ثنائي الفوتون من النهايات العصبية في الجلد واحدة

&lt; ص فئة = 'jove_content'&gt; يمكن نمذجة الأمراض المزيلة للميالين في عن طريق التطبيق البؤري لليسوليسيثين في الجهاز العصبي المركزي. حقنة واحدة من ليسوليسيثين في الحبل الشوكي للفأر تنتج آفة التي تصلح تلقائيا مع مرور الوقت. الهدف هو دراسة العوامل المشاركة في إزالة الميالين وإعادة الميالين ، واختبار العوامل لتعزيز الإصلاح.

التجريبية إزالة الميالين وعودة الميالين من الحبل الشوكي الفئران عن طريق حقن البؤري من ليزوليسيتين

هنا نصف إعدادا جديدا لتصوير المحطات الحسية الرمحية الحية لنهايات الحاجز التي تغذي بصيلات شعر جلد الأذن الفأر أثناء التلوين وإزالة البقع بأصباغ الستايريل بيريدينيوم.

رصد بصري الأعصاب الطرفية المعيشة وصفها في الشعر المسام سناني الشكل النهايات لل<em&gt; فيفو السابقين</em&gt; ماوس الأذن الجلد

المزيج من مجهر إلكتروني وتوصيل في الرحم ونهج قوية لدراسة التغييرات الشكلية في أولتراستروكتوري جيد للجهاز العصبي أثناء التطوير. يسمح هذا الأسلوب الجمع بين الأفكار العميقة إلى تغييرات في التفاصيل الهيكلية الكامنة وراء أعصاب فيما يتعلق بتمثيلها الطوبوغرافية.

تقييم البارامترات أعصاب Ultrastructural بعد في توصيل الرحم النامي الماوس المخ والحبل الشوكي

نحن نصف أساليب التفكيك الضوئي الفلورية لتحليل النقل المحوري للاعصاب في محاور عصبية واحدة من الأعصاب النخاعية من الفئران المحورة وراثيا التي تعبر عن بروتين الليفية العصبية تنشيطية ضوئية.

التصوير والتحليل لنقل الليفية العصبية في العصب الذبي الماوس المخزّن

تعلم تقنية تلوين الأزرق التولويدين لتصوير الأعصاب الطرفية بدقة عالية. تُستخدم هذه الطريقة لدراسة مورفولوجيا الأعصاب وإصاباتها وتجددها في نماذج الفئران.

أزرق تولويدين تلطيخ أبواب جزءا لا يتجزأ من الراتنج للتقييم مورفولوجيا الأعصاب الطرفية

استكشف المزيد من الفيديوهات