November 9th, 2020
يصف هذا البروتوكول الكشف الكمي عن الانارة لحركية تحلل البروتين في الخلايا الحية التي تم هندستها باستخدام CRISPR / Cas9 للتعبير عن علامة الكشف عن البروتين الداخلي الخالي من الأجسام المضادة المنصهرة في البروتين المستهدف. يتم تضمين تعليمات مفصلة لحساب والحصول على معلمات التدهور الكمي ، والمعدل ، و Dmax ، و DC50 ، و Dmax50 .
يسمح هذا النهج بالمراقبة الخلوية لتدهور البروتين والفحص السريع للمركبات المحللة. ويمكن رصد ديناميات التحلل في سياق خلوي بطريقة بالغة الحساسية والكمية، مما يسمح بتحديد معلمات التحلل الرئيسية بدقة. تسمح هذه الطرق بتنميط HTS لنشاط مركب التحلل ، مما يتيح الفرز في مرحلة الاكتشاف العلاجي المبكرة.
كما أنها توفر نظرة ثاقبة لأي شخص يريد دراسة تعديل المستويات المستهدفة الذاتية ، سواء كانت زيادة أو انخفاض. ستظهر سيليا بيسباخ ، عالمة أبحاث في مختبري. ابدأ بإعداد وطلاء الخلايا الملتصقة أو المعلقة للثدييات.
اضبط كثافة الخلية على 2.22 في 10 إلى الخلايا الخامسة لكل مليلتر وقم بتوزيعها في ألواح بحد أدنى ثلاثة آبار لكل حالة تجريبية ومراقبة. قم بإعداد ألواح مركبة اختبار PROTAC المخففة بشكل متسلسل ، أو ألواح اختبار التحلل ، بتركيز 1000x في 100٪ DMSO. ثم قم بتخفيفه إلى تركيز نهائي 10x في وسط زراعة الخلية.
أضف حجما متساويا من DMSO إلى الوسيط لإنشاء عنصر تحكم DMSO بدون مركب. أضف الكمية المناسبة من مركب 10x أو محلول التحكم إلى الخلايا الموجودة في اللوحة واحتضان الصفائح عند 37 درجة مئوية في 5٪ ثاني أكسيد الكربون. لقياس إشارة الإنارة في نقطة النهاية ، قم بإعداد كاشف الكشف عن الحالة 2x عن طريق إضافة 20 ميكرولتر من الركيزة اللايتية و 10 ميكرولتر من بروتين LgBiT لكل مليلتر واحد من المخزن المؤقت المحلل.
قم بإعداد كاشف كاف لجميع الآبار المراد فحصها ، بما في ذلك الحجم الإضافي لحساب خطأ سحب العينات. أضف كاشف الكشف عن الحالة المحضر إلى الخلايا واخلط اللوحة على خلاط دوامة صفيحة دقيقة لمدة 10 إلى 20 دقيقة عند 350 دورة في الدقيقة. قم بقياس اللمعان على مقياس الإضاءة القادر على قراءة لوحة بئر 96 أو 384.
في حالة استخدام مضاعفة قابلية للحياة الخلية ، فافعل ذلك قبل إضافة الكاشف المحلل. قبل 30 إلى 40 دقيقة من قياس نقطة النهاية المطلوب ، قم بإعداد محلول كاشف للكشف عن بقاء الخلايا 6x عن طريق إضافة 10 ميكرولتر من الركيزة إلى ملليلترين من المخزن المؤقت للمقايسة. أضف الكاشف المحضر إلى الآبار واخلطه لفترة وجيزة في خلاط دوامة صفيحة دقيقة.
ثم احتضان الطبق لمدة 30 دقيقة في حاضنة 37 درجة مئوية. عند نقطة النهاية المطلوبة ، قم بقياس التألق على أداة قادرة على قراءة التألق بتنسيق 96 أو 384 بئر. قم بإعداد كاشف لايتي 2x كما هو موضح سابقا.
ثم أضف الكاشف إلى الآبار واخلط الطبق في خلاط دوامة صفيحة دقيقة لمدة 10 إلى 20 دقيقة. بعد الخلط ، استخدم مقياس الإضاءة لقياس اللمعان. لإثبات تحليل التحلل اللايتي لنقطة النهاية أحادية التركيز ، تم تمييز العديد من البروتينات المستهدفة CDK داخليا باستخدام HiBiT ومعالجتها باستخدام PROTAC TL12-186 القائم على دماغ العموم كيناز.
تم قياس مستوى بروتين CDK في نقاط زمنية مختلفة ، وتم تحديد RLU الكسري. لفهم كيفية مقارنة بروتينات CDK مباشرة ببعضها البعض من حيث فقدان البروتين ، تم حساب RLUs الكسرية على أنها إجمالي نسبة تدهور. تم إجراء تحليل التحلل الحركي عن طريق وضع علامات داخلية على بروتينات أفراد عائلة BET بخلايا HiBiT و HEK293 التي تعبر بثبات عن بروتين LgBiT.
ثم عولجت الخلايا بثلاثة تركيزات مختلفة من عموم BET PROTACs. dBET6 القائم على المخ ، و ARV-771 القائم على VHL. تظهر هنا ملامح تدهور استجابة الجرعة الحركية لخلايا Ikaros IKZF1-HiBiT CRISPR Jurkat التي تعبر بثبات عن بروتين LgBiT المعالج بأربعة مركبات غراء جزيئية مختلفة.
لوحظت اختلافات كبيرة في استجابة التحلل بين المركبات ، وكذلك عبر سلسلة التركيز. وللتقييم الكمي للتحلل وترتيب ترتيب المركبات، استخدمت ملامح استجابة الجرعة لحساب معلمات التحلل الرئيسية بما في ذلك معدل التحلل والحد الأقصى للتحلل وقيم Dmax50. أظهرت فحوصات تعدد الإرسال لقابلية الخلية عدم وجود خسارة في صلاحية الخلية للتركيزات التي تم اختبارها.
تتمثل أهم الخطوات في هذا البروتوكول في تحديد RLU الجزئي أو النسبة المئوية للتدهور عن طريق التطبيع إلى عنصر تحكم DMSO. باتباع هذا البروتوكول ، يمكن للمرء إجراء اختبار النمط الظاهري لفهم كيف يمكن أن يؤثر فقدان بروتين معين على صحة الخلية أو وظيفتها. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أيضا استخدام خطوط خلايا HiBiT هذه لدراسة تفاعلات البروتين أو ارتباط الجزيئات الصغيرة باستخدام تقنية NanoBRET.
يحدد هذا البروتوكول طريقة للكشف الكمي عن حركية تحلل البروتين في الخلايا الحية باستخدام تقنية CRISPR/Cas9. يوفر تعليمات مفصلة لحساب معايير التحلل مثل المعدل و Dmax.
This protocol enables quantitative, high-throughput assessment of targeted protein degradation in physiologically relevant cellular contexts, supporting early triage of degrader compounds. By maintaining endogenous expression and regulation of target proteins, it provides predictive confidence in lead optimization and reduces mechanistic ambiguity in discovery pipelines. The approach directly informs go/no-go decisions by linking compound-induced target degradation to measurable phenotypic outcomes.
The method integrates into early discovery workflows following target identification and preceding lead optimization, providing degradation-competent cellular systems for compound screening.