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方法文章

一种用于定量和纵向评估临床前疗法的同系小鼠转移性肾细胞癌模型

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DOI：

10.3791/55080

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2017年4月12日

 ,  ,  , 
1Department of Urology, University of Minnesota, 2Masonic Cancer Center, University of Minnesota, 3Microbiology, Immunology, and Cancer Biology Graduate Program, University of Minnesota, 4Department of Medical Microbiology, Immunology and Cell Biology, Southern Illinois University School of Medicine, 5Simmons Cancer Institute

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

在免疫功能健全的小鼠中建立肾细胞癌原位模型，可为研究者提供一种具有临床相关性的实验体系，该体系在同一动物体内同时表现出原发性肾肿瘤和肺转移灶。该模型可用于多种治疗方法的临床前测试。 体内.

摘要

肾细胞癌（RCC）每年在美国影响>60,000人，约30%的RCC患者在确诊时已出现多发性转移。转移性肾细胞癌（mRCC）无法治愈，中位生存期仅为18个月。基于免疫的干预措施（例如，干扰素（IFN）和白细胞介素（IL）-2）仅在部分mRCC患者中诱导持久应答，而多激酶抑制剂（例如，舒尼替尼或索拉非尼）或抗VEGF受体单克隆抗体（mAb）主要起姑息作用，因为完全缓解极为罕见。当前mRCC疗法的这些不足之处为开发新型治疗方案提供了理论依据。在mRCC新疗法的临床前测试中，一个关键环节是建立合适的动物模型。理想的模型应具备能够模拟人类疾病特征的要素，包括原发性肾肿瘤、肾肿瘤转移灶，以及完整的免疫系统，以便研究治疗诱导的免疫效应反应及肿瘤诱导的免疫抑制因子的形成。本报告描述了一种具备上述所有特征的正位mRCC小鼠模型。我们介绍了一种通过将小鼠肾腺癌细胞系Renca植入肾内建立模型的技术，并随后评估肿瘤在肾脏（原发部位）和肺部（转移部位）的生长情况。

引言

肾细胞癌（RCC）占恶性肾脏肿瘤的大多数，约占全球所有成人恶性肿瘤的3%1,2。由于缺乏典型症状、误诊以及缺乏针对RCC的有效筛查手段，近30%的患者在初诊时即已发展为转移性肾细胞癌（mRCC），另有20-30%的患者在后续病程中进展为转移阶段2。这些病例每年导致约13,500例死亡1,3。尽管原发性RCC的早期发现和治疗已有所改善，但与RCC相关的死亡率仍在持续上升，提示转移性疾病是导致死亡的主要原因3。过去十年中，随着靶向治疗和免疫治疗的发现与应用，RCC的治疗取得了进展。然而，大多数晚期患者的无进展生存期和总生存期仍远低于2年4,5,6。这些数据表明，迫切需要进一步研究以识别并开发对RCC有效的治疗方法。为了充分推进mRCC的治疗干预，首先需要建立具有转化相关性的临床前疾病模型。

建立一个相关且稳定的模型以重现人类晚期肾细胞癌（RCC）的疾病状态，应解决以下几个关键问题：1）该模型是否具有解剖学相关性；2）肿瘤进展是否与人类病理过程相似；3）转移灶是否源自原发肿瘤；4）能否随时间推移监测原发性和转移性肿瘤的进展？根据所研究治疗类型的差异，可在免疫健全或免疫缺陷小鼠中使用小鼠RCC肿瘤细胞系、人类RCC肿瘤细胞系或人源RCC患者来源的异种移植模型。对于涉及免疫治疗机制的研究，必须采用具有完整且功能性免疫系统的小鼠宿主，因此需使用源自Balb/c小鼠自发性肾腺癌的经典Renca细胞系。7大多数研究将Renca细胞皮下（s.c.）注射或静脉内（i.v.）注射至Balb/c小鼠体内，以分别形成易于测量的局部肿瘤或实验性肺转移灶。 "转移灶"8,9,10,11,12使用皮下植入的Renca肿瘤来模拟人类肾细胞癌存在多种局限性，包括血管神经支配不准确13微环境的差异14,15，以及器官/肿瘤细胞间通讯的缺失13,16此外，许多皮下肿瘤（尤其是Renca）不会向远端器官转移，从而限制了对这一常见临床特征事件的研究17为研究转移性肾细胞癌（mRCC），可将Renca细胞通过静脉注射接种，以在肺部建立肿瘤负荷——肺是肾细胞癌患者转移的主要部位。然而，静脉注射诱导转移性肿瘤的方法无法用于研究细胞从原发器官迁移的机制、时间或原因。即， 肾脏）转移到远端部位。在同一动物体内同时呈现原发性和转移性病灶的模型，对于研究晚期疾病的进展及治疗至关重要，尤其是考虑到转移灶通常是导致这些患者死亡的原因。

本实验室已建立一种小鼠mRCC模型，该模型包含了上述所有特征。为了建立原位原发性肿瘤，通过透明的腹膜将Renca细胞直接植入动物的肾脏中。在左侧腰部做一个小切口，以便观察脾脏（作为解剖标志）和左肾。使用细针头，通过腹膜将Renca肿瘤细胞直接注射到肾脏内，实现原位植入。与其他将Renca细胞植入肾包膜下的方法相比18，该植入方法通量更高，因其具有微创性、无需缝合、疼痛等级低，并且在熟练操作后更为省时。

该模型特征明确，可在注射侧肾脏中产生可重复的原发性肿瘤负荷（成瘤率约99%），并在肺部形成转移性肿瘤负荷。该模型的主要优势包括其同源性，可用于免疫治疗研究；其自发性转移特性，适用于晚期疾病的研究；以及其原位植入方式，可模拟解剖位置对疾病进展和治疗的影响。在临床前研发阶段，针对肾细胞癌（RCC）的治疗策略将显著受益于该模型的应用。

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方案

以下方案描述了一种诱导并监测实验性原位肾肿瘤生长及潜在自发性转移的实验操作流程。所有下述操作均遵循机构关于实验动物人道使用的规定和批准程序。

1. 细胞系的维持

  1. 在补充有10%胎牛血清（FCS）、1%青霉素-链霉素以及各1 mM非必需氨基酸、L-谷氨酰胺和丙酮酸钠（称为完全RPMI）的RPMI 1640培养基中培养小鼠肾腺癌细胞系Renca。将细胞置于37 °C、5% CO2的培养箱中培养。
    注意：与任何已建立的细胞系一样，建议使用低代次的Renca细胞进行转染及后续移植，以尽量减少长期培养可能导致的表型或遗传变化。
    1. 使用转座子系统对Renca细胞进行基因工程改造，使其稳定表达绿色荧光蛋白（GFP）和萤火虫荧光素酶。
      1. 使用基于阳离子脂质体的转染试剂，将Renca细胞共转染转座酶表达载体（pPGK-SB11）和一个转座子载体，后者编码萤火虫荧光素酶的表达，以及一个在双向启动子（pKT2/LuBiG）调控下的GFP与博来霉素抗性基因的融合基因19。
      2. 两天后，将转染后的细胞以极限稀释法接种，并在补充有博来霉素（300 µg/mL）的完全RPMI培养基中扩增。通过流式细胞术确认每个克隆的GFP表达。这些细胞称为Renca-GL。
        注意：极限稀释克隆法可确保所选细胞来源于单个细胞。
  2. 为进行肾内植入，将Renca细胞制备成单细胞悬液，浓度为2 × 106 个细胞/mL，溶于Hank's平衡盐溶液（HBSS）中。
    1. 使用含0.25%胰蛋白酶的HBSS从组织培养瓶中消化贴壁生长的Renca细胞。约5分钟后，向培养瓶中加入完全RPMI以中和胰蛋白酶，并将细胞转移至离心管中进行洗涤。在25 °C下以300倍重力相对离心力（rcf × g）离心5分钟。
    2. 弃去上清液，用HBSS重悬细胞。使用血细胞计数板计数细胞，并用HBSS调整体积至2 × 106 个细胞/mL。
    3. 将细胞悬液吸入配有18号针头的1 mL注射器中，以防止细胞受到剪切应力。在注射肿瘤细胞前更换为28号针头。每次注射0.1 mL，可将2 × 105 个细胞注入肾脏。

2. 手术区域准备

  1. 在生物安全柜内准备无菌手术区域，将无菌手术单覆盖在加热垫上。准备好所有用品，包括镊子、手术刀、剪刀、眼药水、5% 聚维酮碘消毒剂和无菌纱布。使用前将所有器械进行高压灭菌。
  2. 采用无菌操作技术进行手术。在不同动物之间使用干热灭菌器对器械重新灭菌。佩戴无菌手套、实验服和口罩。

3. 动物准备

  1. 根据机构指南，通过腹腔注射给予小鼠氯胺酮/赛拉嗪（87.5 mg/kg 和 12.5 mg/kg）进行麻醉。通过脚趾夹捏试验判断麻醉深度。
  2. 当动物被认为无反应时，准备注射部位（例如， 通过拔毛（用手）或剃毛（使用电推剪）去除Balb/c小鼠左侧 flank 部位的毛发。
  3. 将小鼠从手术准备区移出（例如， 将饲养笼转移至手术区域，并在动物眼睛上涂抹兽用软膏以防止干燥。用5%聚维酮碘消毒液充分擦拭已准备好的切口部位。
  4. 在手术切口区域皮下注射盐酸布比卡因（0.1 mL，2.5 mg/mL溶液），作为术前镇痛。
  5. 使用无菌手术刀或剪刀在动物左侧 flank 部做一单个切口（约 1.0 - 1.5 cm），操作需谨慎，避免穿透腹膜。用无菌剪刀将皮肤层与腹膜分离。以无菌棉纱布轻拭切口部位，清除血液。
  6. 用双手固定小鼠，左手抓住头部，右手托住侧腹部。
  7. 通过腹膜辨认脾脏，并用右手的一根手指从下方触诊小鼠；此时肾脏应可通过腹膜可见。牢固固定动物以在腹膜和肾脏上保持张力。
  8. 由第二人使用装有28号针头的1 mL注射器，通过完整的腹膜将肿瘤细胞（按1.2节制备）注入肾脏中心部位。缓慢注射0.1 mL（2 × 10⁶）细胞悬液。5细胞注射后，将针头在原位保持5-10秒，以减少细胞回流。 需要注意的是，此步骤需格外小心，因为注射细胞的人所持针头将靠近固定小鼠人员的手指。
  9. 移除针头，并用一层薄薄的氰基丙烯酸酯组织粘合剂闭合切口。
  10. 将动物放回干净的笼子中，并铺上无菌纸巾。让动物在加热垫上恢复，恢复期间不得无人看管。在动物未恢复至直立和胸卧姿势前，不得将其送回常规饲养环境。所有涉及实验动物的操作均须遵循机构相关规定。

4. 生物发光成像

  1. 通过生物发光成像监测肿瘤生长。
    注意：进行生物发光成像的操作细节可参见 Lim 等20 荧光素酶信号最早可在肿瘤细胞植入后24小时检测到。由于该模型中无肉眼可见的肿瘤，因此必须定期监测肿瘤生长情况。根据实验设计的不同，原位肿瘤的生长可持续不同时间。使用表达荧光素酶的Renca细胞的一个优势在于，可在实验期间对同一动物个体进行定期重复监测，以追踪肿瘤生长，并可在预设的实验终点对荷瘤和无瘤器官进行特定检测。
    1. 腹腔注射荧光素（0.1 mL，15 mg/mL 的无菌 PBS 溶液），注射后静置 10 分钟，使药物循环分布，再将小鼠放入生物发光成像系统。将小鼠背侧朝上放置，并略微侧倾，使注射侧肾脏朝上。
    2. 使用图像分析软件，测量在定义的兴趣区域（r.o.i.）内每秒发射的光子数（光子通量）以评估肿瘤负荷。
  2. 定量分析各器官中的肿瘤负荷。
    注意：可在小鼠安乐死后，于特定时间点取其单个器官进行定量分析。
    1. 按照第4.1步，向小鼠注射荧光素。
    2. 10分钟后，采用批准的程序处死小鼠。
    3. 解剖出感兴趣的器官（例如， 肾脏和肺脏；详见下文第5节）。将组织转移至35 x 10 mm的培养皿中，并放入生物发光成像系统。
    4. 使用图像分析软件，在定义的感兴趣区域（r.o.i.）内测量每秒发射光子数（光子通量）的肿瘤负荷。

5. 器官采集

  1. 在单个实验的预定终点，根据所在机构的指导原则对荷瘤小鼠实施安乐死（例如， 一氧化碳2颈椎脱臼、麻醉过量）。但如果需在印度墨水灌注后采集肺组织，则应避免使用颈椎脱臼法。
  2. 通过测量注射侧肾脏的湿重来对原发性肾肿瘤的生长情况进行大体评估。
    1. 为确定肿瘤质量（单位：g），分离21 称量同一只小鼠的带瘤肾脏及其对侧肾脏的重量，两者重量之差即为肿瘤质量。在称重前，需仔细剥离切除肾脏上附着的多余结缔组织。
  3. 通过在切除前用印度墨水灌注肺部并立即用Fekete溶液固定，评估肿瘤向肺部转移的程度22随后可手动计算肺表面的转移病灶数量。
    1. 使用剪刀从腹部中线开始，沿中腹部经肋骨至颈部/唾液腺处做一正中切口。用剪刀和镊子小心移除肋骨，注意不要损伤肺组织。
    2. 通过去除结缔组织暴露气管。
    3. 用3 mL注射器配18号针头，吸入10%印度墨水HBSS溶液。
    4. 使用镊子小心地将丝线缝合线穿过气管下方，用于在气管充气后结扎。
    5. 小心将针头沿气管插入，缓慢推动注射器，使墨汁溶液注入并扩张肺部。约1 - 1.5 mL墨汁溶液可充分扩张肺部。
    6. 用缝线在针下方打几个结，将气管夹紧扎闭，以防止墨水回流。
    7. 移除针头，并小心剪除结缔组织以取出膨胀的肺组织。
    8. 在化学通风橱中，将肺组织放入含有 5 mL Fekete 溶液（35 mL 95% EtOH，15 mL dH₂O，40 mL 冰醋酸）的 15 mL 圆锥形离心管中2O，100 mL 玻璃瓶中的 5 mL 甲醛和 2.5 mL 冰醋酸）23.
    9. 在人工计数脱色的肿瘤结节之前，将肺组织在室温下固定/脱色 24 - 48 小时。
    10. 去除脱色液后取出完整肺组织，在35 × 10 mm培养皿中按肺叶仔细解剖固定后的肺组织。在解剖显微镜下计数各肺叶表面的肿瘤结节数量（白色结节）。

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结果

Renca细胞成功植入后，将导致小鼠肾脏肿瘤的形成以及肺部转移。在切除荷瘤肾及对侧肾脏后，通过测量湿组织重量（g）来评估肿瘤负荷，肿瘤负荷以组织重量增加为依据。图1）。Renca 肿瘤可通过细胞角蛋白 8 和 18 染色的免疫组织化学方法进行鉴定（图2）。对于纵向研究，植入了表达荧光素酶的Renca细胞系。生物发光成像使用一台 体内 成像系统（IVIS）用于长期追踪肿瘤负荷及对治疗的响应图3A）。通过生物发光成像确认肺转移（图3B）和印度墨水肺膨胀（图3C).

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讨论

我们介绍一种肾细胞癌（RCC）原位小鼠模型的实验方案。将小鼠肾腺癌细胞植入小鼠肾脏，可建立一种具有临床相关性的转移性肾细胞癌（mRCC）模型。该模型可在肾脏内形成原发性肿瘤，并在肺部产生远处转移，二者均为晚期肾细胞癌的典型特征。本文所述方法针对免疫功能完整的Balb/c小鼠中的Renca细胞系。利用该原位模型，我们已证实Renca肿瘤对免疫治疗具有响应性，表明该模型在治疗研究中具有重要应用价值 关键词：肾细胞癌，原位模型，Renca细胞系，Balb/c小鼠，免疫治疗，转移性肿瘤，肾腺癌17,24,25,26,27使用同源肿瘤细胞系进行移植的优势在于能够在免疫系统完整的动物体内研究肿瘤的进展过程。该模型具有同源性、原位移植以及临床相关性等特点，提供了一种优越的实验体系，可在与临床实际相关的前提下对治疗手段进行临床前...

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披露

作者声明无利益冲突。

致谢

本研究得到了美国国家癌症研究所（A.W. 项目编号 R15CA173657，T.S.G. 项目编号 R01CA109446）、西蒙斯癌症研究所（A.W.）以及明尼苏达大学攀登肾癌基金会（T.S.G.）的资助。我们感谢 Kristin Anderson 博士在免疫荧光实验方面的协助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
人工泪液眼膏AkornNDC 17478-162-35
Vetbond 组织粘合剂3MCBGBIW011019
聚维酮碘溶液（5%）Purdue Products, L.P.NDC 67618-155-32
0.25% 布比卡因（盐酸布比卡因注射液）Hospira0409-1587-50 
加热垫Sunbeam
注射器BD309659
纱布Venture908291
氯胺酮Phoenix PharmaceuticalsNDC 57319-609-02
赛拉嗪 AkornNDC 59399-111
Hank’s 平衡盐溶液Sigma-AldrichH2387
IVISCaliper
D-荧光素钾盐GoldBioLUCK-1G
印度墨水Chartpak Inc44201
剪刀
镊子
Sleeping Beauty (SB) 转座子系统NeuromicsSBT0200
Renca 细胞系ATCCCRL-2947

参考文献

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