Summary
I vivo microdialysis har aktivert samling av molekyler tilstede i hjernen interstitiell væske (ISF) fra våken, fritt oppføre dyr. For å analysere relativt store molekyler i ISF, fokuserer gjeldende artikkelen spesielt på microdialysis protokollen sonder med høy molekylvekt kuttet membraner.
Abstract
I vivo microdialysis er en kraftfull teknikk å samle ISF fra våken, fritt oppføre dyr basert på et dialyse prinsipp. Microdialysis er en etablert metode som måler relativt små molekyler inkludert aminosyrer eller nevrotransmittere, har det vært nylig brukt å også vurdere dynamikken i større molekyler i ISF sonder med høy molekylvekt kuttet membraner. Ved hjelp av slike sonder, har microdialysis skal kjøres i en push-pull-modus for å unngå press akkumulert i sonder. Denne artikkelen inneholder trinnvise protokoller inkludert stereotaxic kirurgi og hvordan du konfigurerer microdialysis linjer å samle proteiner fra ISF. Under microdialysis, kan legemidler administreres enten systemisk eller ved direkte infusjon i ISF. Omvendt microdialysis er en teknikk for å infundere direkte forbindelser til ISF. Inkludering av narkotika i microdialysis perfusjon bufferen tillater dem å spre inn i ISF gjennom sonder mens samtidig samle ISF. Ved å måle tau protein som et eksempel, viser forfatteren hvordan sin nivåer endres på stimulerende neuronal aktivitet av omvendt microdialysis av picrotoxin. Fordeler og begrensninger av microdialysis er beskrevet med utvidet programmet ved å kombinere andre i vivo metoder.
Introduction
ISF består av 15-20% av totale hjernens volum og tilbyr en microenvironment kritisk for signaltransduksjon, substrat transport og avfall klaring1. Derfor vil mulighet til å samle ISF fra levende dyr gi større implikasjoner for ulike biologiske prosesser samt sykdom mekanisme. I vivo microdialysis er en av få metoder den prøven og kvantifisere ekstracellulære molekyler fra ISF fra våken, fritt flytte dyr og fungerer dermed som et nyttig verktøy i nevrovitenskap forskning feltet2,3. Denne metoden microdialysis sonder med semipermeable membraner er satt inn i hjernen og parfyme med perfusjon buffer ved relativt langsom flow rate (0,1-5 µL/min). Under denne perfusjon, ekstracellulære molekyler i ISF passivt diffus i sonden ifølge konsentrasjon gradient og samle som en dialysate. Selv om denne artikkelen fokuserer på metoden utvalg ISF i hjernen, kan både prinsippet og metoden brukes til andre organer av aktuelle endringer om nødvendig.
Microdialysis ble først ansatt i begynnelsen av 1960 og siden da det har vært mye brukt til å samle små molekyler inkludert aminosyrer eller nevrotransmittere i hjernen. Men har siste kommersiell tilgjengelighet av microdialysis sonder med høy-molekylær vekt kuttet membraner (100 kDa-3 MDa) utvidet sin søknad til relativt større proteiner i ISF samt4,5,6 ,7. Studier med disse sonder har ført til funn at proteiner som tau eller α-synuclein som var lenge antatt å være eksklusiv cytoplasmatiske tilbys også fysiologisk ISF4,5,8.
En av vanskelighetene med microdialysis sonder med store avskåret membraner (vanligvis over 1000 kDa) er at de er mer utsatt for ultrafiltrasjon fluid forlis på grunn av indre trykket akkumulert i sonder. Microdialysis sonder brukt her har en unik struktur for å unngå dette problemet. Trykket vil ikke bli bygget på grunn av denne strukturen, dermed microdialysis med disse sonder skal brukes i en "push-pull"-modus bruker en Sprøytepumpe for perfuse sonder (= trykk) og en roller/peristaltiske pumpe å samle dialysate kommer fra sonden uttaket (= trekk) 9 (selv om både push- og pull pumper, på grunn av press avlyser Luftekanalene i sonder, systemet teknisk bare drives av trekk pumpen). Artikkelen begynner med stereotaxic operasjonen av en guide kanyle implantasjon, og beskriver hvordan du konfigurerer microdialysis linjer for å samle ISF gjennom microdialysis sonder med 1000 kDa cut-off membraner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyrestudier blir gjennomgått og godkjent av institusjonelle Animal Care og bruk komiteen av Graduate School of Medicine ved University of Tokyo.
1. pre-kirurgisk prosedyre
- Før du starter operasjonen, tørke alt med 70% etanol å opprettholde sterile forhold. Termisk støtte ved å bruke en varmeputen anbefales.
- Bedøve mus ved intraperitoneal injeksjon av chloral hydrat (400 mg/kg). Bekrefte anesthetization ved å utføre en tå knipe. Bruk av har meloksikam SR induksjon og buprenorfin ved gjenoppretting bud for minst 24 h anbefales.
- Barbere håret med en kirurgisk clipper. Fikse en mus i musen og neonatal rotte adapter øret barer og en nese klemme.
Merk: Det er viktig å sørge for at musen hodet er sikret på dette stadiet og flytter ikke side ved side. - Bruk vet salve øyne å hindre tørrhet under anestesi.
2. stereotaxic kirurgi for Guide kanyle implantasjon
- Angi musen og neonatal rotte adapter på stereotaxic apparatet. Gjør et snitt sagittally på huden over skallen med en skalpell. Tørk av blod og bindevev på skallen med en fuktig bomullspinne.
- Bestemme koordinaten til hjernen regionen rundt bruker hjernen atlas. Før du starter mål, sørg for at midtlinjen er rett slik at borekronen kan være flyttet A-P og forblir på midtlinjen Sutur hele tiden.
Merk: Denne artikkelen bruker koordinaten (A / P:-3.1 mm, farge-2.5 mm, D/V:-1.2 mm, 12 grader) mot bakre hippocampus. - Nivå skallen A-P
- Knytte en drill på en manipulator stereotaxic rammen. Lavere bore inntil den forsiktig berører lambda og registrere den ventrale koordinaten. Gjenta denne fremgangsmåten for bregma.
Merk: Når skallen er jevnet, loddrett måling av bregma er lik som i lambda. Hvis ikke, justere høyden på nesen klemme tilsvarende. Etter skallen blir utjevnet, registrere fremre/bakre, lateral koordinaten til bregma.
- Knytte en drill på en manipulator stereotaxic rammen. Lavere bore inntil den forsiktig berører lambda og registrere den ventrale koordinaten. Gjenta denne fremgangsmåten for bregma.
- Nivå skallen venstre-høyre
- Flytte boret fra bregma til koordinat (A / P:-3.1 mm, farge + 2.0 mm), lavere bore til skallen og registrere den loddrette koordinaten. Deretter gjenta denne fremgangsmåten for koordinaten (A / P:-3.1 mm, farge-2.0 mm).
Merk: Hvis skallen er jevnet, disse vertikale målinger av to equidistant poeng fra midtlinjen er lik. Hvis ikke, justere høyden på øret barer.
- Flytte boret fra bregma til koordinat (A / P:-3.1 mm, farge + 2.0 mm), lavere bore til skallen og registrere den loddrette koordinaten. Deretter gjenta denne fremgangsmåten for koordinaten (A / P:-3.1 mm, farge-2.0 mm).
- Bore burr hull nøye på mål-koordinaten (A / P:-3.1 mm, farge-2.5 mm) til implantatet en guide kanyle. Hvis diameteren på burr hull ikke er stor nok for en guide kanyle implantasjon, drill et hull som overlapper med det første. Bore et hull på høyre (kontralateral side) parietal bein og sett en bein skrue, som bidrar til å sikre dental sement i 1,10 (se figur 1B).
- Kutte en sirkulær låsing stykke fra baksiden av lokket av et 1,5 mL sentrifuge rør med et barberblad og foreta en '' krone ''. Denne krone brukes til å hindre tannlege sement sprer seg til huden. Plass den på skallen slik at burr-huller i trinn 2.5 i sirkelen (se figur 1).
- Definere en stereotaxic forsamling ved å sette en guide kanyle kortere armen til en stereotaxic adapter og fest den med en hettemutter. Angi lengre arm stereotaxic adapteren elektrode klemmen. Fest den på manipulatoren av stereotaxic apparater (se figur 1A).
- Rotere D-V stereotax montering på manipulator arm 12 grader (se figur 1B). Flytt guide kanyle burr hullet i 1.6. Sett guide kanyle sakte i hjernen ved å senke det med 1,2 mm.
Merk: Sonden er spesifikke for hippocampus; andre regioner krever andre vinkler eller ingen vinkel på alle. Se en hjerne atlas for nøyaktige koordinater. Tørke overflaten av skallen, fordi hvis ikke sement ikke vil holde og sement cap kan bli forskyves - Legge til dental sement i kronen fullt ut dekker både metalldelen guide kanyle og bein skruen nok til å sikre dem. Bruke flere dental sement hvis det er en del av skallen utsatt.
- Vent til dental sement helt tørket (~ 12-20 min). Fjern stereotaxic adapteren fra elektrode klemmen. Fjerne hettemutter og erstatte stereotaxic adapteren med en dummy sonde og sy hetten mutteren.
- Slipp museknappen og stereotaxic apparater og huset musen alene i en individuell bur.
Merk: Musen bør ikke forlates før det har gjenvunnet tilstrekkelig bevissthet for å opprettholde sternal recumbency. Sjekke musen daglig helt frem til microdialysis. Musen får NSAIDs som carprofen hvis det synes å være i smerte. Venter 2 ukens er nødvendig for sove-våkne studier så musen habituates til nye miljø10, men andre typer studier krever kortere utvinning perioder (f.eks 1-2 dager).
3. Microdialysis installasjon
- Kvalitetskontroll av sonder: Fyll en engangs 1ml sprøyte med destillert waterand koble den til utløpet (kortere port) av en sonde med et byton rør. Dekk til ventilasjonshullene med fingrene og trykke ned sprøytestempelet forsiktig til vann på sonde. Kontroller at vann vises fra sonden innløp og det er ingen lekkasje på overflaten av en microdialysis membran.
- Aktivering av sonder: dukke membraner av en sonde i etanol (70-100%) i to sekunder. Deretter tilfører destillert vann i sonden igjen med en sprøyte igjen.
- Utarbeidelse av perfusjon buffer: for å unngå vedheft av målmolekyler til produksjonsrør, legger BSA ved å fortynne 30% BSA løsning 4% med kunstig CSF (1,3 mM CaCl2, 1.2 mM MgSO4, 3 mM KCl, 0.4 mM KH2PO4, 25 mM NaHCO3 , 122 mM NaCl, pH = 7.35), som samsvarer med elektrolytt konsentrasjon i CSF, umiddelbart før å bruke. Filtrere perfusjon bufferen gjennom en sprøyte filter enhet med 0,1 µm porestørrelse.
Merk: 4% BSA bedrer restitusjonen for stikker proteiner men kan sterkt begrense levering av forbindelser, spesielt for forbindelser som har høy BSA-binding. Dette er en fordel å bruke lavere konsentrasjon av BSA (for eksempel 0,15%) i visse tilfeller3. Merk at BSA kan samle veldig enkelt når opphisset av vortex eller rør plate. Disse aggregater kan tette sonder eller membran porene. Vær forsiktig når du forbereder en BSA løsning å begrense denne aggregering - Forberede to separate linjer innløp og utløp (se figur 1 c) og koble begge linjer med en tilkobling nål. Fyll en engangs 3 mL sprøyte fylt med perfusjon buffer og koble den med innløp slutten av slangen med en butt-end nål. Fylle hele slangen med perfusjon bufferen ved å kjøre sprøytepumpen.
- Stopp sprøytepumpen og erstatte tilkobling nålen mellom innløp og utløp linjen med en aktivert microdialysis sonde fra trinn 3.3 (se figur 1 c). Før denne erstatning, sette hettemutter på sonden.
- Montere valse røret stikkontakt slangen på Berg-pumpe. Start sprøytepumpen på 10 µL/min og deretter Berg-pumpe på litt tregere flow rate (9,5-9.8 µL/min). Husk å fjerne alle luftbobler i hele slangen, som kan påvirke utvinning når de angir sonden.
- Bedøve musen fra trinn 1.12 på samme måte som i trinn 1.2. Sette musen krage rundt halsen. Fjerne hettemutter og dummy sonde og langsomt setter inn en microdialysis sonde fra 3.4 gjennom guide kanyle og fest hettemutter.
- Sted musen i buret koblet til et fritt bevegelige system og tjore musen med krage. Holde kjøre både sprøytepumpe og rull pumpe på angitte infusjonshastigheten i trinn 3.5 minst 1t.
Merk: For å oppnå ISF samling fra våken dyr, denne artikkelen bruker et fritt bevegelige system, der buret i seg selv svarer på et dyr bevegelse å holde produksjonsrør fra vri. Alternativt, flytende svivler tilgjengelig fra ulike selskaper kan også brukes. - Stopp valsen pumpe først og deretter sprøytepumpen. Angi ønsket flow rate. Kjør sprøyten pumpe 20% raskere enn Berg-pumpe.
Merk: For eksempel hvis du kjører på 1 µL/min, opererer sprøytepumpen på 1.2 µL/min. Optimal strømningshastigheten bør fastsettes empirisk for hvert molekyl. - Samle ISF eksempler: plassere gratis slutten av uttaket rør på nedkjølt brøkdel kollektoren.
Merk: Riktig utvalg volum varierer avhengig av analyser brukes til analyseformål. - Etter ferdigstillelse av eksperimentet, kan du fjerne sonden. (Bedøve musen etter behov.) Håndtere musen utvinning på samme måte som i trinn 2.11. Analysere samlet ISF ved metoder som HPLC eller ELISA.
- For å vaske hele slangen etter microdialysis, koble innløp og utløp produksjonsrør igjen ved å erstatte sonde med tilkoblingen p og kjøre blekemidler hele slangen og deretter skylle den med vann. Tørr og lagre den for gjentatt bruk.
Merk: Andre typer produksjonsrør er akseptabelt, men BSA perfusjon buffer kan tette produksjonsrør med liten diameter, dermed disse produksjonsrør regnes som bruke én. Produksjonsrør kan slites ned eller tett etter flere bruker, så kontroller at infusjonshastigheten er konsekvent hver gang før bruk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
For å stimulere eller hemme neuronal aktivitet i omvendt microdialysis11,12,13, picrotoxin, GABAA reseptor antagonist eller tetrodotoxin, Na+ kanal blokker har blitt brukt. Det har vist at tau utgivelsen er stimulert av neuronal aktivitet13,14. Samsvar med disse tidligere observasjoner, når 50 µM picrotoxin (PTX) ble administrert via omvendt microdialysis (se diskusjon for mer informasjon) i våken C57B6/J mus økt ISF endogene tau nivåer målt med ELISA sammenlignet med kjøretøy kontroll (DMSO) ( Figur 2).
Figur 1: kirurgi oppsett og bygging av microdialysis kretser. (A) satt opp en stereotaxic montering for en guide implantasjon en hettemutter, en stereotaxic adapter og en guide kanyle. (B) Stereotaxic kirurgi til implantatet en guide kanyle. Guide kanyle settes i hjernen på 12 grader i forhold til loddrett. (C) bygging av en vik rør og en stikkontakt rør. Inntaksrøret består av 70 cm FEP rør (JF-70) og utløp linjen består av JF-70 og valse røret og 1/2 av FEP rør. Tilkobling nålene brukes for hver tilkobling. (D) når hele slangen er fylt med perfusjon buffer, stopper pumpen og erstatte tilkobling nålen mellom innløp og utløp linjen med en aktivert microdialysis sonde. Pass på å koble enden av inntak rør til innløp porten på en sonde (lengre port) og koble slutten av uttaket slangen uttaket porten på en sonde (kortere port). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: representant data som viser ISF tau endringer på picrotoxin omvendt microdialysis. Picrotoxin (PTX, 50 µM) eller DMSO ble levert i hippocampus C57B6/J mus via omvendt microdialysis. Picrotoxin økte raskt ISF endogene tau nivåer fra de basale nivåene (dvs. de gjennomsnittlige tau konsentrasjonene under 3 h før PTX administrasjon) sammenlignet med DMSO behandling. Dataene vises som mean±SEM, n = 3 for DMSO n = 4 for PTX. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Microdialysis med høy molekylvekt kuttet membraner har å bli operert av en push-pull-modus, derfor er det avgjørende at infusjonshastigheten er nøyaktige og konstant. Unøyaktighet i flow priser kan være årsaken til luft boble generasjon og inkonsekvens i prøven konsentrasjon. Hvis flyten er inkonsekvent, sjekk alle tilkoplingene for lekkasje. Hvis problemet vedvarer, kan det være nødvendig å starte på nytt med nye sonder og produksjonsrør.
Microdilaysis sonder er kontinuerlig parfyme av perfusjon bufferen. Derfor er det ikke nok tid for ekstracellulære molekyler å nå en full likevekt i perfusjon bufferen. Som en konsekvens, er konsentrasjonen i de dialysate mye lavere enn sin faktiske konsentrasjon i ISF. For å beregne sanne konsentrasjonen av molekyler i ISF er null flyt metode ofte brukte3,5,15. Denne metoden måler konsentrasjonen ved å endre infusjonshastigheten. Det er en invers sammenheng mellom konsentrasjonen og flyt. Derfor kan konsentrasjonen av målmolekyler bestemmes av ekstrapolere i eksponensiell kurve til den teoretiske null flyt, som representerer perfekt utvinning av molekyler. Men utvinningen kan være påvirket av ulike faktorer som interaksjon med membraner eller hydrophobicity molekyler eller interaksjon med andre proteiner, og man bør ha i tankene at konsentrasjonen for teoretisk null kan ikke nødvendigvis tilsvarende sanne konsentrasjonen i ISF.
En sonde innsetting forårsaker akutt lokale skader i hjernen. Fra derfor er første flere fraksjoner vanligvis utelukket fra videre analyse. Faktisk er nivåer av ISF tau protein i hippocampus ikke stabil første 9-15 time sannsynlig fordi akutte skader forårsaker uspesifisert utgivelsen av tau i ISF (forfatterens upubliserte observasjon). Gjenoppretting etter sonde innsetting skader varierer fra målet å målrette. Pilotstudier skal utføres for å avgjøre når hvert mål blir en stabil å avgjøre når prøver skal analyseres. Dette bestemmer "start point" for microdialysis prøvetaking. Et sluttpunkt for prøvetaking er når målet er ikke lenger på steady state (vanligvis 3-5 dager etter microdialysis undersøke implantasjon, ikke guide implantasjon). Start- og sluttidspunkt for hvert mål bør fastsettes empirisk av hver lab for hvert mål.
Microdialysis er spesielt nyttig når det kombineres med behandling. Legemidler kan administreres systemisk eller direkte infused inn ISF. Omvendt microdialysis er en metode som direkte fyller liten forbindelser via sonder. Dialyse oppstår toveis. Derfor tillater inkludering av narkotika i perfusjon bufferen sin diffusjon om microdialysis sonder til omkringliggende vev. Denne metoden aktivert lokale administrasjonen av liten sammensatte og samtidig samling av ISF. Omvendt microdialysis er mindre invasiv sammenlignet en press injeksjon gjennom kanyle og kan holde mer konstant konsentrasjonen av narkotika i målområdet.
Før du starter omvendt microdialysis, bør interne volumet av hele slangen tas hensyn til å beregne tidspunktet for behandling og prøvetaking. Intern volumet av hele rør som brukes i denne artikkelen er for eksempel 91,5 µL (se Tabell for materiale for interne volum hver rør). Derfor når infusjonshastigheten er 1,0 µL/min, tar det 91,5 min for perfusjon bufferen som inneholder medisiner for å nå brøkdel kollektoren. På den annen side, når narkotika leveres systemisk, bør indre volumet av uttaket slangen (56.5 µL i dette tilfellet) vurderes.
I vivo microdialysis metoden tilbyr flere fordeler sammenlignet med andre teknikker. For eksempel, mens hjernen homogenates sannsynlig består av både ekstracellulære og intracellulær proteiner, samler microdialysis spesielt ekstracellulære proteiner fra ISF. Andre kan en enkelt microdialysis sonde samle ISF på ulike tidspunkt points fra samme dyret. Målet konsentrasjon i hvert utvalg kan normaliseres til % opprinnelig plan. Dette normaliserer absolutt konsentrasjon mellom dyr slik relative forskjeller kan sammenlignes. Dette øker kraften i en studie og karakteristisk reduserer dyr nummer nødvendig for et eksperiment ved sammenligning relative forskjeller i protein nivå etter narkotika administrasjon/manipulasjon. Derimot, er den stor begrensningen av microdialysis begrensning av størrelsen på mål molekylet.
Microdialysis kan kombineres med andre i vivo teknikker. Utføre microdialysis i regulatable transgene mus kan for eksempel beregne i vivo omsetning målet protein16. Kombinasjonen med EEG, måling ble brukt til å måle elektrisk aktivitet under omvendt microdialysis11. Og optogenetics aktivert manipulering av neuronal aktivitet i hjernen mens samtidig samle ISF17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatteren har ikke noe å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av '' Grant-in-Aid for vitenskapelig forskning på nyskapende områder (hjernen Protein aldring og demens Control)(15H01552) fra MEXT og Grant-in-Aid for unge forskere (B) (16K 20969). Forfatteren Takk Dr. David M. Holtzman og Dr. John R. Cirrito for tekniske råd under utviklingen av denne metoden.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| The Univentor 820 Microsampler | Univentor | 8303002 | Refrigerated fraction collector |
| Syringe pump | KD scientific | KDS-101 | |
| Roller pump | Eicom microdialysis | ERP-10 | |
| Raturn Stand-Alone System | BASi | MD-1409 | Free-moving system |
| Dual species cage kit | BASi | CX-1600 | |
| AtmosLM Microdialysis probe (shaft length 8 mm, membrane length 2 mm) | Eicom microdialysis | PEP-8-02 | Shaft length for a probe, a guide, a dumy probe and a stereotaxic adaptor should be identical. |
| Microdialysis guide (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PEG-8 | |
| Microdialysis dummy probe (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PED-8 | |
| Bone screw | BASi | MD-1310 | |
| Super bond C&B set | Sunmedical | Dental cement | |
| Small animal Stereotaxic Instrument with digital display console | Kopf | Model 940 | Stereotaxic apparatus |
| Mouse and neonatal rat adaptor | Stoelting | 51625 | |
| Standard Ear Bars and Rubber Tips for Mouse Stereotaxic | Stoelting | 51648 | |
| Albumin solution from bovine serum | Sigma | A7284-50ML | 30% BSA solution |
| FEP tubing (70 cm) | Eicom microdialysis | JF-10-70 | Internal volume = 0.5 µL/cm |
| Teflon tubing (50 cm) | Eicom microdialysis | JT-10-50 | Internal volume = 0.08 µL/cm |
| Byton tube | Eicom microdialysis | JB-30 | |
| Intramedic luer stab adaptor 23G | BD | 427565 | Blunt end needle |
| Roller tube | Eicom microdialysis | RT-5S | Internal volume = 4 µL |
| Cap nut | Eicom microdialysis | AC-5 | |
| 0.25 mL microcentrifuge tube with cap | QSP | 503-Q | Tubes for fraction collector |
| Sterotaxic adaptor (shaft length 8 mm) | Eicom microdialysis | PESG-8 | |
| Connection needle | Eicom microdialysis | RTJ | |
| Mouse animal collar | BASi | MD-1365 | |
| High Speed Rotary Micromotor kit | FOREDOM | K.1070 | Drill |
| Picrotoxin | Sigma | P1675 | |
| Screw driver for bone screws | |||
| Scalpel | |||
| Cotton swab | |||
| Surgical clipper |
References
- Lei, Y., Han, H., Yuan, F., Javeed, A., Zhao, Y. The brain interstitial system: Anatomy, modeling, in vivo measurement, and applications. Progress in Neurobiology. 157, 230-246 (2017).
- Kushikata, T., Hirota, K.
- Cirrito, J. R., et al. In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life. The Journal of Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).
- Emmanouilidou, E., et al. Assessment of α-synuclein secretion in mouse and human brain parenchyma. PLoS One. 6 (7), 1-9 (2011).
- Yamada, K., et al. In vivo microdialysis reveals age-dependent decrease of brain interstitial fluid tau levels in P301S human tau transgenic mice. The Journal of Neuroscience. 31 (37), 13110-13117 (2011).
- Ulrich, J. D., et al. In vivo measurement of apolipoprotein E from the brain interstitial fluid using microdialysis. Molecular Neurodegeneration. 8 (1), 13 (2013).
- Emmanouilidou, E., et al. GABA transmission via ATP-dependent K+ channels regulates α-synuclein secretion in mouse striatum. Brain. 139 (3), 871-890 (2016).
- Takeda, S., et al. Seed-competent high-molecular-weight tau species accumulates in the cerebrospinal fluid of Alzheimer's disease mouse model and human patients. Annals of Neurology. 80 (3), 355-367 (2016).
- Yamada, K. In vivo Microdialysis of brain interstitial fluid for the determination of extracellular tau levels. Methods in Molecular Biology. 1523, 285-296 (2017).
- Kang, J. -E., et al. Amyloid-β dynamics are regulated by orexin and the sleep-wake cycle. Science. 326 (November), 1005-1008 (2009).
- Cirrito, J. R., et al. Synaptic activity regulates interstitial fluid amyloid-beta levels in vivo. Neuron. 48 (6), 913-922 (2005).
- Bero, A. W., et al. Neuronal activity regulates the regional vulnerability to amyloid-β deposition. Nature Neuroscience. 14 (6), 750-756 (2011).
- Yamada, K., et al. Neuronal activity regulates extracellular tau in vivo. Journal of Experimental Medicine. 211 (3), 387-393 (2014).
- Pooler, A. M., Phillips, E. C., Lau, D. H. W., Noble, W., Hanger, D. P. Physiological release of endogenous tau is stimulated by neuronal activity. EMBO Reports. 14 (4), 389-394 (2013).
- Castellano, J. M., et al. Human apoE isoforms differentially regulate brain amyloid-β peptide clearance. Science Translational Medicine. 3 (89), 89ra57 (2011).
- Yamada, K., et al. Analysis of in vivo turnover of tau in a mouse model of tauopathy. Molecular Neurodegeneration. 10 (1), 55 (2015).
- Taylor, H., et al. Investigating local and long-range neuronal network dynamics by simultaneous optogenetics, reverse microdialysis and silicon probe recordings in vivo. Journal of Neuroscience Methods. 235, 83-91 (2014).
