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JoVE Journal Bioengineering
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Bioengineering

Construção de membranas lipídicas modelo incorporando receptores acoplados de proteína G (GPCRs)

Published: February 5, 2022 doi: 10.3791/62830
Automatic Translation
*1, *1, 1
1Mork Family Department of Chemical Engineering and Materials Science, University of Southern California
* These authors contributed equally

Summary

Este protocolo utiliza o inchaço de agarose como uma técnica poderosa e generalizável para incorporar proteínas de membrana integral (IMPs) em vesículas lipídicas unilamellar gigantes (GUVs), como descrito aqui para a reconstituição da proteína humana receptora de serotonina 1A (5-HT1AR), uma das classes de receptores farmacofarologicamente importantes acoplados à proteína G.

Abstract

Investigações in vitro robustas da estrutura e função das proteínas da membrana integral tem sido um desafio devido às complexidades da membrana plasmática e aos inúmeros fatores que influenciam o comportamento proteico nas células vivas. Vesículas unilamellar gigantes (GUVs) são um sistema de modelo biomimético e altamente incapaz de in vitro para investigar interações proteína-membrana e sondar o comportamento proteico de forma precisa e dependente de estímulos. Neste protocolo, apresentamos um método barato e eficaz para a fabricação de GUVs com o receptor humano de serotonina 1A (5-HT1AR) firmemente integrado na membrana. Fabricamos GUVs usando um método modificado de inchaço de hidrogel; depositando uma película lipídica em cima de uma mistura de agarose e 5-HT1AR e, em seguida, hidratando todo o sistema, as vesículas podem ser formadas com 5-HT1AR devidamente orientados e funcionais incorporados na membrana. Esses GUVs podem então ser usados para examinar interações proteína-membrana e comportamento de localização via microscopia. Em última análise, este protocolo pode avançar nossa compreensão da funcionalidade das proteínas da membrana integral, fornecendo uma visão fisiológica profunda.

Introduction

As membranas de modelo sintético são ferramentas poderosas na investigação das propriedades e funções fundamentais dos biomembranos. Vesículas unilamellar gigantes (GUVs) são uma das plataformas mais proeminentes para estudar uma variedade de propriedades de membrana plasmática e podem ser projetadas para imitar diferentes condições fisiológicas1,2,3,4,5,6,7,8. Está bem estabelecido que a membrana plasmática e sua organização desempenham um papel fundamental em uma infinidade de processos celulares, como transdução de sinal, adesão, endocitose e transporte9,10,11,12,13,14,15.

Os GUVs foram fabricados utilizando vários métodos, incluindo hidratação suave16, inchaço de hidrogel17, eletroformação18, técnicas microfluídicas19,20,21,22, jetting23 e troca de solventes24,25,26. Devido aos desafios no manuseio de proteínas de membrana integral (IMPs), as plataformas in vitro para estudá-las têm sido limitadas. Os GUVs apresentam uma plataforma simplificada para estudar IMPs em um ambiente que imita seu ambiente nativo. Embora tenha havido várias abordagens para a reconstituição de proteínas nos GUVs, os desafios surgem da incorporação de proteínas com a orientação correta e manutenção da funcionalidade proteica27.

A reconstituição de proteínas mais bem sucedida em GUVs requer o método de troca de detergentes; que envolve solubilizar as proteínas de seu ambiente nativo por detergentes, seguido pela purificação de proteínas, e, em seguida, substituir as moléculas de detergente por lipídios através de vários métodos28. Enquanto os detergentes servem para estabilizar a estrutura terciária dos IMPs durante a purificação, as micelas detergentes são um ambiente relativamente antinatural para essas proteínas, que são melhor estabilizadas, particularmente para estudos funcionais, em bicamadas lipídicas28,29,30. Além disso, a incorporação de proteínas transmembranas funcionais na bicamada lipídica utilizando técnicas tradicionais de fabricação de GUV tem sido difícil devido ao tamanho, à delicadeza dessas proteínas e às etapas adicionais de troca de detergente que seriam necessárias27,31,32,33. O uso de solvente orgânico para remover detergentes causa agregação de proteínas e desnaturação34. Um método melhorado mediado por detergente tem sido promissor, no entanto, é necessário cautela para a etapa de remoção do detergente e a otimização pode ser necessária para proteínas específicas31,35. Além disso, métodos que utilizam a eletroformação podem restringir a escolha da proteína e podem não ser adequados para todas as composições lipídicas especialmente lipídios carregados31,36,37. Outra técnica que tem sido utilizada é a fusão induzida por peptídeos de grandes vesículas unilamellar (LUVs) contendo a proteína desejada com GUVs, embora tenha sido considerada trabalhosa e pode levar à inserção de moléculas estranhas - os peptídeos fusogênicos33,38,39. As vesículas gigantes da membrana plasmática (GPMVs), derivadas de células vivas, podem ser usadas para superar algumas dessas questões, porém permitem o controle mínimo da composição lipídica e proteica resultante14,40,41. Portanto, a integração dos IMPs na camada bilipid de GUVs utilizando nosso método de inchaço agarose modificado apresenta um método confiável para examinar ainda mais essas proteínas no ambiente da membrana42,43,44,45.

A sinalização e comunicação celular envolve uma família de proteínas conhecidas como receptores acoplados à proteína G (GPCRs); Os GPCRs estão entre a maior família de proteínas e estão associados à modulação do humor, apetite, pressão arterial, função cardiovascular, respiração e sono entre muitas outras funções fisiológicas46. Neste estudo, utilizamos o receptor humano de serotonina 1A (5-HT1AR), que é um membro prototípico da família GPCR. 5-HT1AR pode ser encontrado no sistema nervoso central (SNC) e vasos sanguíneos; influencia inúmeras funções como funções cardiovasculares, gastrointestinais, endócrinas, além de participar da regulação do humor47. Uma grande barreira à pesquisa de GPCR surge de sua complexa estrutura anfílica, e os GUVs apresentam uma plataforma promissora para a investigação de várias propriedades de interesse, que vão desde a funcionalidade proteica, interações lipídica-proteínas e interações proteína-proteína. Várias abordagens têm sido utilizadas para estudar interações lipídica-proteína, como ressonância de plasmon superficial (SPR)48,49, espectroscopia de ressonância magnética nuclear (NMR)50,51, sobreposição lipídica proteica (OLP) ensaio51,52,53,54, espectrometria de massa nativa555, calorimetria de titulação isotemal (ITC)56,57, e lipososom ensaio de sedimentação58,59. Nosso laboratório tem usado a abordagem simplificada do GUV para investigar o efeito das interações lipídica-proteína na funcionalidade proteica, incapsulando BODIPY-GTPγS, que se liga à subunidade Giα no estado ativo do receptor. Sua ligação insocra o fluoróforo produz um sinal de fluorescência que poderia ser detectado ao longo do tempo45. Além disso, vários estudos investigaram as interações lipídica-proteínas e o papel das proteínas na detecção ou estabilização da curvatura da membrana60,61, e utilizar uma abordagem Uctávia viável do GUV pode ser uma vantagem fundamental.

Este protocolo demonstra um método simples para incorporar GPCRs na membrana de GUVs usando um sistema de hidrogel agarose modificado17,42. Além disso, com base em nosso trabalho anterior, nosso método pode ser adequado para IMPs que podem suportar exposição a curto prazo a 30-40 °C. Resumidamente, espalhamos um filme fino de agarose combinado com fragmentos de membrana contendo o GPCR de interesse. Após a gelação desta camada, depositamos uma solução lipídica em cima da agarose e permitimos que o solvente evapore. A reidratação do sistema foi então realizada com um tampão aquoso, resultando na formação de GUVs com proteína incorporada na bicamada lipídica.

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Protocol

1. Rotulagem de proteínas

  1. Permita que os fragmentos de membrana NHS-Rhodamine, 5-HT1A e uma coluna de dessecação de spin de 7 K MWCO se equilibrem à temperatura ambiente.
  2. Dissolver 1 mg de NHS-rhodamina em 100 μL de sulfóxido de dimetila (DMSO).
  3. Adicione 5 μL de solução de bicarbonato de sódio de 1 M para aumentar o pH da solução 5-HT1AR ao pH 8.
  4. Adicione 3,66 μL da solução NHS-rhodamine a 50 μL da solução 5-HT1AR e pipeta suavemente para cima e para baixo em um tubo de microcentrifuuge.
    NOTA: Certifique-se de ter pelo menos 10x de excesso molar de NHS-rhodamina.
  5. Mantenha a mistura protegida da luz e coloque o rotador em temperatura ambiente por 1h.
  6. Lave uma coluna de giro de 7 k MWCO com 200 μL de soro fisiológico tampão de fosfato de 1x (1x PBS) três vezes por 1,5 min a 1,5 RCF para cada lavagem.
  7. Adicione a proteína rotulada a uma coluna e equilibre a quantidade em outro tubo de microcentrífuga.
  8. Gire a proteína rotulada uma vez por 5 min a 1,5 RCF.
  9. Pegue um espectro UV-vis usando um espectotúmetro nanodrop a 280 nm e 554 nm e calcule a eficiência de rotulagem seguindo o manual do fabricante.
  10. Armazene a proteína rotulada coberta a 5 °C até que use mais. A solução é estável por aproximadamente uma semana após a rotulagem.

2. GUVs com 5-HT 1A incorporados por membrana

  1. Preparação de materiais e reagentes
    1. Permita que a proteína, lipídios e BSA (albumina de soro bovino) se equilibrem até a temperatura ambiente.
    2. Durante este tempo, limpe as tampas colocando-as em metanol e sonicando por 30 min a 40 °C. Certifique-se de que o metanol cubra completamente as manchas e que o nível de água no banho de água esteja acima do nível do metanol no recipiente.
      NOTA: O metanol é tóxico e deve ser manuseado em capô químico apropriado.
    3. Seque o excesso de metanol nas tampas com um fluxo suave de ar. Coloque o rack de deslizamento coberto em um forno de 40 °C por 15 minutos para garantir que as tampas em excesso sequem.
    4. Comece o processo de limpeza do plasma. Primeiro, coloque as tampas no limpador de plasma e feche a válvula de entrada de ar para evacuar todo o ar dentro da câmara.
    5. Uma vez que a câmara esteja sob vácuo, limpe as tampas por 5 minutos usando uma configuração de alta potência rf e um vácuo quase completo, com apenas uma leve entrada de ar na câmara de vácuo. Para garantir o nível adequado de plasma, ajuste a abertura da câmara de vácuo de modo que a cor resultante do plasma seja um rosa estável e brilhante.
      NOTA: É crucial ao usar o ar que o plasma permanece uma cor rosa brilhante durante a duração da etapa de tratamento plasmápide, pois uma cor roxa mais escura indica que há uma quantidade inadequada de ar na câmara e resultará em um tratamento de plasma subótimo.
    6. Uma vez que os 5 minutos tenham passado, desligue a energia RF e solte o vácuo.
      NOTA: Após a remoção da câmara de plasma, certifique-se de que as manchas permanecem cobertas.
  2. Preparação de hidrogel
    1. Combine 6 mg de temperatura de fusão ultra-baixa com 300 μL de água ultrauso (ou seja, 2% (w/v) agarose).
      NOTA: 2% de agarose serão usados para fazer GUVs livres de proteínas. A solução de agarose pode ser mantida a 45 °C por dois dias.
    2. Combine 9 mg de temperatura ultra-baixa agarose com 300 μL de água ultrapura por 3 w/v% agarose como preparado na etapa 3.1. 3% de agarose será usado para fazer GUVs incorporados de proteína.
    3. Vórtice a solução brevemente antes de colocá-los no bloco de calor de 90 °C por 10 minutos. Em seguida, o vórtice do tubo novamente antes de transferi-lo para um bloco de calor de 45 °C para mantê-lo na forma derretida até que use mais.
  3. Agarose e mistura de proteínas
    1. Misture 21 μL de 3% de agarose com os 7 μL de fragmentos de membrana 5-HT1AR. Pipeta para cima e para baixo lentamente muitas vezes para garantir a mistura adequada. Em seguida, incubar a 45 °C por 1 min.
  4. Deposição de hidrogel e lipídida
    1. Para GUVs livres de proteínas: Faça uma película fina em tampas recém-limpas com plasma usando 20 μL de 2% de agarose. Solte rapidamente outra mancha de cobertura em cima da gotícula de agarose e deslize suavemente as tampas para fazer uma película fina em ambas as tampas.
      NOTA: Este passo é complicado na medida em que o deslizamento da gota deve ocorrer enquanto a agarose ainda está na forma derretida.
    2. Para GUVs incorporados por proteínas: Pipeta a mistura proteína/agarose para cima e para baixo mais uma vez, e, em seguida, depositar 20 μL dos 2% de agarose em uma tampa limpa de plasma. Siga as instruções de desemrapante, conforme descrito acima.
    3. Deixe a agarose gel protegido da luz por 30 minutos à temperatura ambiente.
    4. Deposite os lipídios em cima da camada agarose. Use um total de 10 μL de 2 mg/mL de 1-palmitoyl-2-oleoyl-glicero-3-fosforcholina (POPC) com 0,4 Mol% 1,2-Dipalmitoyl-sn-gliceo-3-fosfoetanolamina (DPPE) rotulado com ATTO 488 (ATTO-488-DPPE) (ou mistura lipídica de interesse) em clorofórmio em cima do filme agarose. Deposite as gotículas usando uma agulha de cromatografia a gás e espalhe uma gota de cada vez através de uma corrente de ar suave.
      NOTA: É necessário cuidado com esta etapa para fazer uma camada relativamente uniforme de lipídios em cima do hidrogel. Além disso, o clorofórmio é tóxico e deve ser manuseado em capô químico apropriado.
    5. Monte as câmaras Sykes-Moore (S-M) colocando um o-ring em cima do deslizamento de tampas e, em seguida, colocando o componente superior da câmara em cima do anel O. Use a chave fornecida pelo fabricante para montar a câmara, aparafusando os componentes da câmara para selar a câmara e evitar qualquer vazamento.
      NOTA: A parte superior da câmara deve ser apertada no anel O, mas é necessário cautela para garantir que o deslizamento de tampa permaneça intacto, pois o deslizamento de tampa pode rachar se o anel O não se sentar corretamente na câmara. Além disso, certifique-se de que a câmara esteja bem fechada para que a câmara não vaze quando a solução de inchaço for adicionada. A não ressarcimento da câmara resultará em vazamentos e perda de amostra.
  5. Inchaço e colheita de vesículas
    1. Hidrate todo o sistema, tubondo suavemente 450 μL de sacarose de 200 mM em 1x PBS e tocando suavemente as câmaras para garantir uma cobertura tampão adequada das camadas hidrogel-lipídicas.
      NOTA: A solução de sacarose pode ser substituída por um tampão de reidratação contendo sondas biológicas de interesse.
    2. Coloque as câmaras a 45 °C e cubra a parte superior da câmara com uma tampa para evitar a evaporação. Deixe a amostra inchar, protegida de detritos e luz por 1h.
    3. Adicione 100 μL de 1 mg/mL BSA em água ultrauso em cada poço de uma placa de 96 poços destinada a ser usada. Incubar em temperatura ambiente por 1h.
    4. Lave três vezes com água ultra-pura e uma vez com sacarose de 200 mM em 1x PBS.
    5. Por fim, adicione 200 mM de glicose em 1x PBS até a adição da solução amostral GUV.
      NOTA: O BSA foi usado para bloquear a adsorção do GUV.
    6. Depois de permitir que o hidrogel incha, agite suavemente e bata na câmara para desalojar quaisquer GUVs que possam permanecer ligados à superfície do hidrogel. Em seguida, cuidadosamente pipeta até a solução GUV-sucrose.
      NOTA: Como um passo opcional para garantir que todas as vesículas sejam separadas da superfície, pipete suavemente parte da suspensão de sacarose de volta para a superfície do hidrogel.
    7. Mova a suspensão para um tubo de microcentrifuuge previamente preparado contendo 700 μL de glicose de 200 mM em 1x PBS.
      NOTA: O gradiente de densidade levará à fixação das vesículas na parte inferior do tubo centrífuga.
    8. Permita que as vesículas se contentem por mais uma hora para garantir que as vesículas possam afundar até o fundo do tubo de microcentrifusagem, permitindo uma coleta ideal.
    9. Após a fixação de GUVs em glicose, transfira 300 μL da parte inferior do tubo de centrífuga (as vesículas assentadas) para a placa de 96 poços previamente preparada e tratada por BSA para examinar as vesículas sob o microscópio confocal.
      NOTA: Certifique-se de evitar a parte inferior do tubo de microcentragem para minimizar a quantidade de detritos coletados na amostra final.
  6. Verifique as amostras sob o microscópio.
    1. Brilhe um laser de 488 nm na amostra (que nos permite visualizar a membrana, já que a bicamada foi rotulada com ATTO-488-DPPE).
    2. Brilhe um laser de 561 nm na amostra (que nos permite visualizar a proteína, uma vez que foi rotulada com NHS-Rhodamine).
      NOTA: É necessário ter cuidado ao ver a amostra como a fotooxidação pode desestabilizar as vesículas. Vesículas foram observadas no mesmo dia.

Figure 1
Figura 1: Ilustração das etapas detalhadas do protocolo. Criado com BioRender.com Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Representative Results

A concentração de proteína foi medida, e o grau de rotulagem foi calculado como a razão molar entre o corante e a proteína a ser de 1:1. Examinando os GUVs utilizando microscopia confocal, pudemos confirmar a formação bem sucedida e a integração proteica das vesículas. Os lipídios foram rotulados com 0,4 mol% ATTO 488-DPPE, e a proteína foi rotulada covalentemente através da modificação de rhodamina NHS-éster de aminas primárias. A Figura 2a e a Figura 2b mostram uma vesícula incorporada à proteína nos canais ATTO 488 e rhodamina, respectivamente. Todos os micrografos foram de corrente escura e flatfield corrigidos. Figura 2c e Figura 2d mostram um controle negativo GUV sem proteína incorporada. A Figura 3a e a Figura 3b mostram uma proteína incorporada GUV com perfis de intensidade de linha dadas pela linha branca tracejada da mesma vesícula em ambos os canais. O perfil de intensidade da linha mostra um gráfico bidimensional das intensidades dos pixels ao longo da linha desenhada branca dentro da imagem. O eixo x é a distância ao longo da linha e o eixo y é a intensidade do pixel. O software ImageJ foi usado para traçar a intensidade do perfil da linha indicada.

Figure 2
Figura 2: Micrografos comparando proteínas incorporaram GUVs e GUVs sem proteína (controle). Os micrografos (a) e (b) mostram a fluorescência guv incorporada com os respectivos canais ATTO 488 e rhodamina, respectivamente. Os micrografos (c) e (d) mostram uma proteína omitida de GUV quando excitada com os canais ATTO 488 e rhodamina, respectivamente. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: A linha superior mostra micrografias de GUVs incorporados de proteínas nos canais ATTO 488 (a) e rhodamine (b). Os perfis de intensidade da linha para as linhas brancas indicadas estão abaixo. A análise foi realizada utilizando-se o software ImageJ. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

Identificamos duas etapas que são fundamentais para o sucesso do protocolo geral: tratamento plasmás e deposição lipídica. A limpeza plasmática das tampas é essencial para garantir que haja cobertura adequada e adesão do hidrogel agarose ao deslizamento de tampas de vidro. A limpeza plasmática realiza duas coisas: primeiro, remove vestígios de matéria orgânica da superfície do vidro; segundo, ativa a superfície do deslizamento de tampas, permitindo um aumento na capacidade de verícula à medida que a hidrofilidade da superfície de vidro aumenta62,63. Tocar na superfície de deslizamento de cobertura a limpeza pós-plasma irá inativar e contaminar a superfície ultracleana e é fortemente aconselhado contra. Nossa recomendação é apenas tocar as bordas e partes inferiores do deslizamento ao manusear as tampas para o passo de fundição de deslizamento de agarose. O segundo passo crítico é a deposição de lipídios na superfície hidrogel seca. Este método usa uma deposição lipídica dropwise, que requer uma agulha de cromatografia gasosa (GC) e um fluxo de ar para depositar alguns microliters de solução lipídica de cada vez, permitindo o controle preciso da quantidade de lipídio adicionado e a colocação da película lipídica na superfície do hidrogel. A desvantagem deste método é que, se não for feito com cuidado, pode resultar em algumas áreas selecionadas com uma película lipídica mais espessa, resultando em rendimentos reduzidos de GUV. Assim, é fundamental garantir que haja o mais uniformemente fino possível de uma camada lipídica na superfície da agarose.

Um dos benefícios mais significativos deste protocolo é a flexibilidade da própria plataforma; este método se presta muito bem às mudanças na composição de proteínas e lipídios, bem como modificações de encapsulamento e tampão. Este protocolo pode, em princípio, incluir qualquer proteína transmembrana, pois conseguimos incorporar com sucesso uma série de diferentes proteínas transmembranas, que vão desde o receptor de adenosina (A2AR) até as aquaporinas vegetais sem sacrificar a funcionalidade42,45,64. Tradicionalmente, as proteínas têm sido incorporadas aos GUVs após a solubilização por detergentes ou incorporação em proteo-lipossomos ou pequenas vesículas unilamellar que podem ser posteriormente integradas em um GUV65 pré-formado. A vantagem do nosso método de inchaço de hidrogel modificado é que ele remove a dependência de detergentes ou vesículas intermediárias e fornece um andaime hidratado intermediário. Os benefícios disso são duplos: podemos incorporar os GPCRs funcionais na membrana em um buffer mais fisiologicamente relevante sem depender de métodos de troca de detergentes que requerem mais preparo e cuidado em relação à concentração dos referidos detergentes, e que o processo pelo qual os GUVs brotam fora da superfície do hidrogel permite a orientação correta das proteínas na bicamada66 . Mostramos que o processo de brotação do GUV envolve a coalescência de muitas vesículas menores em escala de nanômetros em vesículas maiores em escala de micron, o que incentiva a orientação proteica correta desde o início. Mostramos que este é o caso em nosso trabalho anterior; em suma, rotulamos um anticorpo direcionado a um laço citosolico específico do receptor de Adenosina e incubamos o anticorpo rotulado com a proteína, e então incorporamos a proteína rotulada em GUVs rotulados por lipídios com tinta lipídica usando o método de inchaço de hidrogel modificado. Em seguida, expusemos as vesículas incorporadas à uma saciador carregada, que é incapaz de atravessar a bicamada. Posteriormente, vemos uma redução de 50% na fluorescência do corante lipídico, mas a fluorescência da proteína rotulada permanece inalterada pelo saciador, demonstrando a orientação adequada44.

Trabalhos anteriores fora do nosso laboratório investigaram o papel em que a carga lipídica do headgroup, lipídios carregados zwitterionic e net-ionic, bem como propriedades tampão e hidrogel, como pH, força iônica, osmolaridade e concentração de hidrogel têm sobre a dinâmica da formação guv67. Em suma, a carga lipídica não afeta em grande parte a formação de GUV, enquanto propriedades tampão, como aumentos na concentração de sacarose (por exemplo, 500 mM sacarose em 185 mM de resistência iônica PBS tampão) afetam negativamente a formação de GUV, resultando em vesículas de forma irregular que provavelmente não se emprestarão prontamente à colheita. Soluções ácidas (pH = 3) aumentam a taxa de formação, enquanto uma solução mais básica (pH = 8) suprime a taxa de formação de GUV. Os GUVs ainda se formam tanto nos buffers ácidos quanto básicos, com apenas diferenças marginais no tamanho da vesícula. As baixas concentrações de agarose (~0,1-1 w/v%) também afetam negativamente a formação do GUV devido à falta de cobertura homogênea da superfície e à diminuição do inchaço do hidrogel, força necessária na coalescência e brotação de GUVs fora da superfície do hidrogel. Assim, determinamos que uma concentração final de 2 w/v% de agarose com uma solução de sacarose/glicose de 100-200 mM, combinada com uma resistência iônica tampão de 185 mM PBS no pH 7.4 alcança um bom equilíbrio de inchaço de agarose, taxa de formação de GUV e tamanho subsequente de vesícula. Para vesículas que contêm proteína, aumentar a concentração inicial de agarose para 3 w/v% permite uma concentração final de 2 w/v% após a adição da solução proteica. Além da dinâmica de formação, o sistema tampão de sacarose/glicose também facilita a sedimentação e posterior coleta de GUVs formados, bem como a visualização sob microscopia de contraste de fase65,68.

Há alguns pontos de cautela em relação a este protocolo, especificamente em relação à agarose e à seleção de vesículas. Por exemplo, enquanto usamos uma temperatura de fusão ultralow agarose, a suspensão da água de ágarose precisa chegar a pelo menos 60 °C para se fundir, e a mistura agarose-proteína é incubada a 45 °C.  Em nossa experiência, esta temperatura não elimina a atividade de 5-HT1AR, mas a cautela é justificada para outras proteínas. Em geral, a agarose que usamos começa a gelar a 20 °C e, portanto, a reação de inchaço pode ocorrer a temperaturas acima de 20 °C, mas este processo não pode funcionar abaixo dessa temperatura. Deve-se notar também que quanto mais perto a temperatura chega a 20 °C, menos eficiente se torna o passo de inchaço, levando a reduções subsequentes nos rendimentos do GUV. Assim, é necessário cautela para a temperatura necessária para manter a agarose derretida e garantir que a referida temperatura não desnaturará a proteína de interesse, bem como aspirar a solução de assentamento para evitar que qualquer excesso suspenso tenha surgido na amostra final. Este método em seu estado atual também resulta em um tamanho populacional heterogêneo do GUV, com algumas vesículas exibindo multilamellaridade e outros fenômenos vesículas defeituosos, como vesículas dentro de vesículas. Isso é típico dos métodos comuns de formação de GUV e requer vigilância e discrição ao selecionar vesículas para microscopia e análise. GuVs que apresentam níveis extraordinariamente altos de fluorescência também não são recomendados para análise, pois agarose pode ser encontrada no interior de algumas dessas vesículas. Trabalhos inéditos fora do nosso laboratório foram capazes de executar experimentos de aspiração de micropipette usando vesículas feitas usando esta técnica, ilustrando que o método agarose produz vesículas sem agarose alterando a mecânica no lúmen.

Limitações à parte, este protocolo apresenta um método robusto e simples para gerar GUVs incorporados por proteínas. Pode gerar altos rendimentos de GUVs em condições fisiologicamente relevantes que incorporam proteínas transmembranas adequadamente orientadas na bicamada sem comprometer sua funcionalidade. Trata-se de um afastamento de outros métodos de formação de vesículas, que envolvem correntes elétricas ou hidratação suave, que danificariam significativamente a estrutura da proteína e a tornariam não funcional ou exigiriam mais etapas de solubilização e remoção de detergentes. Dado que os GPCRs representam mais de um terço de todas as metas farmacêuticas, há um interesse significativo em poder estudar essa família de proteínas em uma plataforma biomimética altamente incapaz, de alto rendimento. Mais especificamente, as aplicações deste trabalho vão desde o estudo das interações proteína-lipídica, como o microambiente lipídico influencia a funcionalidade e localização da proteína, e outras questões biofísicas básicas que podem informar o desenvolvimento e a descoberta de medicamentos farmacêuticos. Um exemplo disso pode ser encontrado no trabalho concluído dentro do nosso laboratório, que tem sido capaz de discernir variâncias na funcionalidade do receptor como resultado da oxidação lipídica.

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Disclosures

Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.

Acknowledgments

Agradecemos a Matthew Blosser por valiosa discussão e conselhos. Este trabalho foi apoiado pelo Escritório de Pesquisa Naval (N00014-16-1-2382) e pela Fundação Nacional de Ciência (PHY-1915017).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850375C-25mg
 TI-Eclipse inverted microscope Nikon, Melville, NY Eclipse Ti
1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (DPPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850355C-25mg
13/16″ ID, 1″ OD silicon O-rings Sterling Seal & Supply, Neptune, IN 5-003-8770
16-bit Cascade II 512 electron-multiplied charge coupled device camera Photometrics, Huntington Beach, CA  Cascade II 512
1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine (POPC) Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL 850457C-25mg
50 mW solid-state lasers at 488 nm and emission filter centered at 525 nm, and 561 nm with emission filter centered at 595 nm Coherent, Santa Clara, CA 488/561-50-LS
5-HT1AR membrane fragments Perkin Elmer, Waltham, MA RBHS1AM400UA
ATTO-488-1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DPPE) ATTO-TEC, Siegen, Germany AD 488-155
Bench top plasma cleaner Harrick Plasma, Ithaca, NY PDC-32G
bovine serum albumin (BSA) Sigma Aldrich, St. Louis, MO A9418
chloroform (CHCl3) Millipore Sigma, Burlington, MA CX1055
Cholesterol (Chol) Sigma Aldrich, St. Louis, MO C8667-5G
Corning 96-well Flat Clear Bottom Corning, Corning, NY 3904
Elmasonic E-Series E15H Ultrasonic Elma, Singen, Germany [no longer sold on main website]
glucose Sigma Aldrich, St. Louis, MO G7528
methanol (MeOH) Millipore Sigma, Burlington, MA MX0485
NanoDrop ND-1000 Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA ND-1000
NHS-Rhodamine Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA 46406
phosphate buffered saline (PBS) (10x PBS) Corning, Corning, NY 21-040
spinning-disc CSUX confocal head Yokogawa,Tokyo, Japan CSU-X1
standard 25 mm no. 1 glass coverslips ChemGlass, Vineland, NJ CLS-1760
sucrose Sigma Aldrich, St. Louis, MO S7903
Sykes-Moore chambers Bellco, Vineland, NJ 1943-11111
Ultra-low melting temperature agarose Sigma Aldrich, St. Louis, MO A5030
VWR Analog Heatblock VWR International, Radnor, PA [no longer sold on main website]
VWR Tube Rotator VWR International, Radnor, PA 10136-084
Zeba Spin Desalting Columns, 7K MWCO, 0.5 mL Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA 89882

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References

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Bioengenharia Edição 180
Construção de membranas lipídicas modelo incorporando receptores acoplados de proteína G (GPCRs)
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Elbaradei, A., Dalle Ore, L. C.,… More

Elbaradei, A., Dalle Ore, L. C., Malmstadt, N. Construction of Model Lipid Membranes Incorporating G-protein Coupled Receptors (GPCRs). J. Vis. Exp. (180), e62830, doi:10.3791/62830 (2022).

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