Summary
Det finns flera skillnader mellan höger och vänster ventrikel. Patofysiologin för högerkammarinfarkt (RVI) har emellertid inte klargjorts. I detta protokoll introduceras en reproducerbar metod för RVI-musmodellgenerering, som kan ge ett sätt att förklara mekanismen för RVI.
Abstract
Högerkammarinfarkt (RVI) är en vanlig presentation i klinisk praxis. Svår RVI kan leda till dödlig hemodynamisk dysfunktion och arytmi. Till skillnad från den omfattande musmyokardiella infarktmodellen (MI) som genereras av vänster kranskärlsligering, används RVI-musmodellen sällan på grund av svårigheten i samband med modellgenerering. Forskning om mekanismer och behandling av RVI-inducerad RV-ombyggnad och dysfunktion kräver djurmodeller för att efterlikna patofysiologin hos RVI hos patienter. Denna studie introducerar ett genomförbart förfarande för RVI-modellgenerering i C57BL / 6J-möss. Vidare karakteriserades denna modell baserat på följande: utvärdering av infarktstorlek vid 24 timmar efter MI, bedömning av hjärtombyggnad och funktion med ekokardiografi, RV-hemodynamisk bedömning och histologi för infarktzonen vid 4 veckor efter RVI. Dessutom utfördes en kranskärlsgjutning för att observera kranskärlsarrangemanget i husbil. Denna musmodell av RVI skulle underlätta forskningen om mekanismer för höger hjärtsvikt och söka nya terapeutiska mål för RV-ombyggnad.
Introduction
Höger kammare (RV), som länge troddes vara ett enkelt rör anslutet till lungartären, har felaktigt försummats i många år1. Det har dock funnits ett ökande intresse för husbilsfunktion nyligen eftersom det spelar en viktig roll vid hemodynamiska störningar 2,3 och kan fungera som en oberoende riskförutsägelse för hjärt-kärlsjukdom 4,5,6,7. RV-sjukdomar inkluderar RV-infarkt (RVI), pulmonell arteriell hypertension och klaffsjukdom8. I motsats till det enorma intresset för pulmonell artärhypertension har RVI förblivit försummat 7,9.
RVI, vanligtvis åtföljd av underlägsen bakre hjärtinfarkt10,11, orsakas av höger kranskärlsocklusion (RCA). Enligt kliniska undersökningar inducerar svår RVI sannolikt hemodynamiska störningar och arytmier, såsom hypotoni, bradykardi och atrioventrikulärt block, associerat med högre sjukhussjuklighet och dödlighet 12,13,14. Husbilsfunktionen kan återhämta sig spontant i viss utsträckning även i avsaknad av reperfusion15,16. Flera morfologiska och funktionella skillnader finns mellan vänster kammare (LV) och RV17. RV tros vara mer resistent mot ischemi än LV8, delvis på grund av den mer omfattande säkerhetscirkulationsbildningen efter RVI. Att klargöra skillnaderna mellan LV-infarkt (LVI) och RVI och identifiera de underliggande mekanismerna skulle ge nya terapeutiska mål för hjärtregenerering och ischemisk hjärtsvikt. På grund av svårigheten i samband med RVI-musmodellgenerering är dock grundforskningen om RVI huvudsakligen begränsad.
En stordjursmodell av RVI har genererats genom att ligatera RCA i svin18, vilket är lättare att använda på grund av den synliga RCA. Jämfört med stordjursmodellen har musmodellen följande fördelar: mer tillgänglighet vid genmanipulation, lägre ekonomisk kostnad och kortare försöksperiod19,20. Även om en mus RVI-modell med fokus på påverkan av RVI på LV-funktionen rapporterades tidigare, introducerades inte de detaljerade stegen i proceduren, svårigheterna och viktiga driftspunkter och modellegenskaperna såsom hemodynamiska förändringar helt 9,21.
Den här artikeln innehåller detaljerade kirurgiska ingrepp för att generera en musmodell av RVI. Dessutom kännetecknades denna modell av ekokardiografisk mätning, invasiv hemodynamisk utvärdering och histologisk analys. Vidare utfördes en kranskärlsgjutning för att observera kranskärlsarrangemanget i husbil. Tekniken som introduceras i detta dokument skulle hjälpa nybörjare att snabbt förstå genereringen av musens RVI-modell med acceptabel driftsdödlighet och tillförlitliga utvärderingsmetoder. Musmodellen av RVI skulle hjälpa till att undersöka mekanismerna för höger hjärtsvikt och söka nya terapeutiska mål för RV-ombyggnad.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla procedurer utfördes enligt guiden för vård och användning av laboratoriedjur publicerad av US National Institutes of Health (NIH Publikation nr 85-23, reviderad 1996) och godkändes av animalisk kommitté vid Nanfang Hospital, Southern Medical University (Guangzhou, Kina). Friska manliga C57BL / 6J möss (8-10 veckor gamla; kroppsvikt, 25-30 g) erhölls från Animal Center of Southern Medical University. Honmöss kan också användas, men blandning av båda könen rekommenderas inte på grund av de potentiella influenserna av könsskillnader. Efter ankomsten inhystes mössen under en 12-h/12-h mörk/ljuscykel (3-4 möss per bur), med ad libitum mat och vatten.
1. Förberedelse för operation
- Sterilisera kirurgiska instrument genom autoklavering före operationen. Justera värmedynan till 37 °C.
- Bedöva mössen genom en intraperitoneal injektion av 50 mg/kg pentobarbital (se materialtabell) för att lindra kirurgisk smärta. Placera mössen i separata lådor för anestesiinduktion. Se till att anestesidjupet inte överskrids genom att det inte finns något tåuttagssvar.
OBS: Det rekommenderas också att använda 1,5% isofluran för inhalationsanestesi eftersom det är bättre för analgesi. - Placera mössen liggande på dynan genom att fixera sina snedställningar med en sutur och immobilisera benen med tejp. Se till att anestesidjupet igen genom att kontrollera reflexen.
- Ta bort hår från nacken till xiphoid med en hårborttagningskräm. Desinficera det kirurgiska området 3 gånger med alternerande antiseptisk skrubba och 75% alkohol och drapera sedan det kirurgiska fältet.
- Utför intubation enligt stegen nedan.
- Justera djurets andningsfrekvens med en miniventilator (se materialtabell) till 150/min och tidvattenvolymen till 300 μl.
OBS: Det är onödigt att använda positivt slut-utandningstrycksläge. - Dra ut tungan något med pincett, lyft underkäken med en tungtryckare för att exponera glottis och utför intra-trakeal intubation genom att sätta in en 22 G kanyl i glottis.
- Slå på miniventilatorn och anslut trakealkanylen till ventilatorn. Fenomenet att bröstkorgsböljning blir lika med ventilatorfrekvensen indikerar framgångsrik intubation. Fäst kanylen med tejp för att förhindra glidning under operationen.
- Justera djurets andningsfrekvens med en miniventilator (se materialtabell) till 150/min och tidvattenvolymen till 300 μl.
2. Permanent ligering av höger kranskärl
- Anslut elektrokardiografielektroderna (EKG) (se materialtabell) till musbenen korrekt och registrera EKG.
OBS: En av II-, III- eller AVF-ledningarna väljs som övervakningsledning; Bly III är lämpligare. - Öppna bröstet.
- Gör ett 1 cm långt snitt i huden parallellt med det tredje högra revbenet med oftalmisk sax. Bestäm den tredje interkostalen igen och se till att det finns tillräckligt med utrymme enligt bröstbenets vinkel.
OBS: Riktningen på hudsnittet görs från bröstbensvinkeln till den högra främre axillära linjen. - Separera och skär pectoralis major och pectoralis mindre muskler med sax och mikrotång ovanför det tredje interkostala utrymmet. Därefter separerar du den interkostala muskeln med armbågstång för att exponera det kirurgiska fältet.
OBS: Endast en liten del av bröstmusklerna behöver skäras, och då rekommenderas en trubbig separation för att exponera hjärtat. - Incise perikardiet. Lyft höger förmak med steril bomull och litera RCA med en steril 8-0 nylongänga med ett ligeringsområde på 3-5 mm. Efter ligaering av RCA visar övervaknings-EKG (bly III) ST-segmenthöjning.
OBS: Eftersom musen RCA är osynlig måste dess anatomiska plats noggrant bekräftas. Husbilens myokardium är mycket tunnare än LV. Därför är det svårt att förstå djupet på den insatta nålen. Det är lätt att inducera sinusbradykardi och atrioventrikulärt block om djupet på den insatta nålen är för djupt och ligeringsområdet är för stort.
- Gör ett 1 cm långt snitt i huden parallellt med det tredje högra revbenet med oftalmisk sax. Bestäm den tredje interkostalen igen och se till att det finns tillräckligt med utrymme enligt bröstbenets vinkel.
- Ta bort de sterila bomulls- och suturmusklerna och huden med en steril 5-0 nylontråd för att stänga det interkostala snittet. Desinficera huden igen med 75% alkohol och enhus musen efter operationen.
OBS: Den väl suturerade muskeln är viktig för att undvika aerothorax. Ett sterilt dräneringsrör placeras i bröstkaviteten tills bröststängningen är klar, och sedan evakueras bröstkaviteten med en injektionsspruta som förbinder dräneringsröret.
OBS: Efter operationen placeras möss på en värmedyna. Analgetika som buprenorfin (0,1 mg/kg kroppsvikt, subkutan injektion) krävs för att minska djurens smärta efter operationen. De förväntade komplikationerna är sinusbradykardi och atrioventrikulärt block, och dödligheten efter operationen är 10-20%.
3. Ekokardiografisk bedömning av husbilsfunktionen efter operationen
OBS: För ekokardiografi, använd en MS400D-sond med en centrumfrekvens på 30 MHz, ansluten till ett högupplöst ultraljudsavbildningssystem (se materialtabell). Ekokardiografiundersökningen utförs 4 veckor efter operationen.
- Bedöva musen med 3% isofluran via inandning.
- Placera musen i ryggläge på en ultraljudsplattform för djurfixering och ultraljudsoperation. Tejpa klorna på elektroden för att få en EKG-inspelning genom ett system anslutet till ultraljudsmaskinen.
- Övervaka hjärtfrekvensen genom EKG och behåll den mellan 450-550 slag / min genom att justera bedövningskoncentrationen mellan 1.5% och 3%.
- Ta bort håret från musens bröstkorg med en hårborttagningskräm och applicera ultraljudsgel på bröstets hud.
- Ställ plattformen i horisontellt läge. Orientera givaren parallellt med vänster ben och få den vänstra ventrikulära långaxelbilden. Vrid sonden 90° medurs för att få LV-kortaxelvyn. Tryck på Cine Store-knappen för att spara bilderna.
OBS: Den övre vänstra delen av plattformen lutas vid den lägsta punkten. Givarens LV-kortaxelrotationsvinkel bibehålls medan givaren är orienterad mot musens högra axel. - Flytta ner givaren vertikalt och behåll dess position över övre buken och under musens membran under B-läge. Justera plattformens position något genom att rotera dess x- och y-axlar tills husbilen, höger atrium (RA), vänster atrium (LA) och LV syns tydligt på skärmen. Spara apikala fyrkammarbilder genom att trycka på Cine-butiken eller Rambutiksknappen .
OBS: B-läge används för att visa tvådimensionell (2D) vy av hjärtat. - Tryck på M-läge; efter att 2x indikatorlinjen visas, lokalisera indikatorlinjen vid tricuspidventilöppningen för att erhålla rörelsen av tricuspid ringformiga plan. Tryck på Cine store eller Frame Store-knappen för att spara data och bilder.
OBS: M-läge betyder rörelseläge, vilket avslöjar hjärtats eller kärlets rörelse i kurvform. - Tryck på mätknappen för att gå till mätläge. Klicka på Area-mätknappen för att zonera in i RV och LV. Beräkna arean för RV och LV för att få arealförhållandet mellan RV och LV.
- Klicka på tidslinjeknappen och gör två baslinjer för att definiera rörelseområdet för det tricuspid ringformiga planet under de systoliska och diastoliska perioderna. Klicka på Avståndsknappen och mät avståndet mellan två baslinjer för att få tricuspid ringformig plan systolisk utflykt (TAPSE).
- Luta plattformens vänstra sida vid den lägsta punkten. Håll sonden i 30° vinkel mot den horisontella axeln längs den högra främre axillära linjen. Vrid plattformens x- och y-axlar för att visa husbilen.
- Tryck på M-lägesknappen och leta reda på indikatorlinjen vid septumets hyperekoiska punkt för att få M-lägesbilden av RV-gränssnittet. Tryck på Cine-butiksknappen för att spara bilden.
- Öppna M-lägesbilden av RV-gränssnittet, tryck på Mätknappen för att gå in i mätläge. Mät RV:s inre avstånd i slutet av diastolen (RVIDd), RV-utstötningsfraktionen (RVEF) och RV-fraktionsförkortningen (RVFS) med hjälp av det inbyggda mätverktyget i det ekokardiografiska systemet.
- Sluta administrera isofluran och placera musen på värmedynan i 3-5 minuter tills den återfår medvetandet. Därefter återför musen till sin bur med 12 h ljus / mörk cykel.
4. Invasiva mätningar av husbilshemodynamiska
OBS: RV hemodynamisk bedöms genom höger hjärtkateterisering 4 veckor efter RVI. En 1,0 F kateter tillsammans med ett övervakningssystem appliceras.
- Bedöva musen med en intraperitoneal injektion av 50 mg/kg natriumpentobarbital (se materialtabell).
- Efter att ha bekräftat att pedaluttagsreflexen har försvunnit, håll musen i ryggläge och immobilisera den med tejp.
- Raka brösthåret från sternalvinkeln till xiphoid. Desinficera operationsområdet med 75% alkohol.
- Utför trakeal intubation och ställ in parametern för djurventilatorn enligt beskrivningen i steg 1.5.2-1.5.3.
- Gör ett 1 cm bilateralt snitt på huden ovanför xiphoidprocessen och transektera membranet och revbenet med oftalmisk sax för att exponera hjärtat.
- Punktera den högra ventrikulära fria väggen med en 32 G nål. Ta bort nålen och tryck såret med bomull för att sticka blödning.
- Sätt in kateterns spets i höger kammare genom punkteringsstället och tryck katetern långsamt framåt. Justera spetsens position för att få en typisk RV-tryckvågform som visas på en bildskärm och ett inspelningssystem.
OBS: Höger halsven är också en lämplig väg för hemodynamisk mätning. - Efter 10 minuters stabilisering, registrera data för RV systoliskt blodtryck (RVSBP), RV-änddiastoliskt tryck (RVEDP) och RV dP / dt. Klicka på Välj-knappen för att välja hjärtcykler för beräkning och klicka sedan på Analysera-knappen för att beräkna medelvärdena för de valda cyklerna.
- Ta bort katetern efter avslutad inspelning och placera den sedan i normal saltlösning.
- Avliva musen med en intraperitoneal injektion av överdosering pentobarbitalnatrium (150 mg/kg) och offra den sedan genom cervikal dislokation.
- Samla hjärtat och tibia för histologisk analys.
5. Koronar vaskulär gjutning med hjälp av ett vaskulärt gjutmedel
- Heparinisera musen med en intraperitoneal injektion på 200 IE/ml heparinnatrium vid 2000 IE/kg (se materialtabell).
- Bedöva musen med en intraperitoneal injektion av 50 mg/kg natriumpentobarbital.
- Placera djuret liggande på dynan och intubera för konstgjord ventilation enligt steg 1.5.2-1.5.3.
- Öppna bröstet med en kirurgisk sax enligt beskrivningen i steg 4.5 och exponera hjärtat.
- Gör ett 3 mm hack med oftalmisk sax på höger förmak och genomsköna hjärtat med 5 ml normal saltlösning genom hjärttoppen med en injektor.
- Blockera blodet från aortan med en aortaklämma och perfusera 0,1 ml nitroglycerin (1 mg / ml) genom hjärttoppen med en injektor för att utvidga kransartären.
- Förbered det gjutna reagenset genom att blanda ingredienserna i satsen enligt tillverkarens instruktioner (se materialtabell).
OBS: Det rekommenderas att förbereda det gjutna reagenset och perfusionen med normal saltlösning och nitroglycerin samtidigt för att förhindra mikrovaskulär stängning. - Perfuse hjärtat med 1 ml gjutet reagens genom hjärttoppen och vänta i 2-3 timmar.
- Erodera hjärtat med 50% natriumhydroxid i 2-3 dagar och ta bort muskelvävnaden eller bindväven genom att skölja med normal saltlösning.
- Ta bilder under en kamera.
VARNING: Det gjutna reagenset är skadligt för ögon, hud och luftvägar. Natriumhydroxid är frätande. Bär skyddshandskar, skyddsglasögon och en labbrock krävs. Det gjutna reagenset måste beredas i en dragskåp.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I denna studie tilldelades möss slumpmässigt till RVI (n = 11) eller bluffoperation (n = 11) -gruppen. Koronargjutningen i 2 normala mushjärtan visas i figur 1A. Som svar på RCA-ligering sågs ST-segmenthöjning i bly III i EKG (figur 1B). Dessutom visade färgning av 2,3,5-trifenyltetrazoliumklorid (TTC) att infarktområdet står för 45% av den husbilsfria väggen vid 24 timmar postoperativt (figur 1C,D). Ovanstående data indikerade den framgångsrika genereringen av RVI-musmodellen.
Inspelningar av 4-kammars toppvy (figur 2A) och 2-kammarvy vid LV-kortaxel och motsvarande M-läge ekokardiografi (figur 2B) mätningar utfördes vid 4 veckor efter operationen för att utvärdera husbilens ombyggnad och funktion. Jämfört med den i bluffgruppen ökade den inre dimensionen av RV i slutet av diastolen (RVIDd) i RVI-gruppen (figur 2C), och den var mer än 2 gånger i bluffgruppen (figur 2A). RV-utstötningsfraktion (RVEF), RV-fraktionsförkortning (RVFS) och tricuspid ringformig systolisk utflykt (TAPSE) var signifikant mindre i RVI-gruppen än i bluffgruppen (figur 2D-F). Förhållandet mellan RV och LV-areal ökade med cirka 50% i förhållande till bluffgruppen (figur 2G).
Mössen utsattes för RV hemodynamisk mätning 4 veckor efter operationen. I RVI-gruppen var RVSBP, dp/dt max, dp/dt min och RV-kontraktilitet betydligt mindre. Samtidigt var RVEDP- och τ (tau)-index betydligt mer signifikanta än de i bluffgruppen (figur 3A-E).
Fyra veckor efter operationen offrades mössen. En husbilsaneurysm var synlig i det infarkterade området (figur 4A). Förhållandet mellan hjärtvikt och kroppsvikt (HW/BW) och hjärtvikt i förhållande till skenbenets längd (HW/TL) i RVI-gruppen var något större (utan statistisk signifikans) än de i bluffgruppen (figur 4B,C). Massonfärgning22 indikerade signifikant fibros i den husbilsfria väggen, och sällan inträffade fibros i septum i RVI-gruppen (figur 4D,E). Däremot fanns några överlevande kardiomyocyter i infarktområdet (figur 4F).
Figur 1: Elektrokardiografi (EKG) förändringar och infarktstorlek efter ligering av höger kranskärl (RCA). (A) Representativa bilder av mus koronar vaskulär gjutning. Skalstreck = 4 mm. (B) Bly III EKG-förändring som svar på RCA-ligering. (C) Representativa bilder av 2,3,5-trifenyltetrazoliumklorid (TTC) färgning (vit indikerar infarktområde, röd indikerar viabel vävnad). Skalstreck = 4 mm. (D) Kvantifiering av hjärtinfarktstorlek hos RVI-möss. Data presenteras som medelvärde ± SEM, *P < 0,01 vs. bluffgrupp, n = 6 per grupp (två oberoende prov t-test). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Ekokardiografibedömning av ombyggnad av höger kammare (RV) och funktion hos möss som utsätts för RCA-ligering. skalstreck = 2 mm. (B) Typiska bilder av B-läge vid höger kammare gränssnitt (övre) och motsvarande M-Mode (nedre) som visar både LV och RV vid 4 veckor efter RCA-ligering; skalstång = 2 mm. (C) RV inre dimension i slutet av diastolen (RVIDd). (D) RV-fraktionsförkortning (RVFS). E) RV-utkastningsfraktion (RVEF). F) Tricuspid ringformig systolisk utflykt (TAPSE). (G) Förhållandet mellan RV och LV-areal. Data presenteras som medelvärde ± SEM. *P < 0,01 vs. bluffgrupp, n = 6 per grupp (två oberoende prov t-test). LV, vänster kammare; RVI, högerkammarinfarkt. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Hemodynamik i höger kammare (RV) vid 4 veckor efter höger kranskärlsligering. (B) Höger ventrikulärt systoliskt blodtryck (RVSBP) och höger ventrikulärt änddiastoliskt tryck (RVEDP). (C) Den maximala och minsta stigningshastigheten för husbilstrycket (dp / dt max, dp / dt min). (D) Husbilitet. (E) Den exponentiella tidskonstanten för husbilsavslappning (τ). *P < 0,01 jämfört med bluffgrupp, n = 6 per grupp (två oberoende prov t-test). Data presenteras som medelvärde ± SEM. RVP, höger ventrikeltryck. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Histologiska resultat vid 4 veckor efter RVI. (A) Bilder av hela representativa hjärtat från bluff- och RVI-gruppen (röd cirkel indikerar infarktvägg; skalstreck = 3 mm). (B) Hjärtvikt till kroppsviktsförhållande (HW / BW), P = 0,0536 mellan RVI och bluffgrupp. (C) Förhållandet mellan HW och skenbenets längd (HW/TL), P = 0,1682 mellan RVI och skengruppen. (D) Representera bilder av hematoxylin-eosinfärgning och Masson-färgning av hjärtsektioner (skalstreck = 3 mm). (E) Kvantitativa resultat av myokardfibros. (F) Representativa Masson-färgningsbilder som visar överlevnadskardiomyocyter i infarktområdet (den högra bilden (skalstreck = 100 μm) är en utvidgning av vävnaden i den vänstra rutan (skalstreck = 1 mm). *P < 0,01 jämfört med bluffgrupp, n = 6 per grupp (två oberoende prov t-test). Data presenteras som medelvärde ± SEM. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Sicard och kollegor från Frankrike rapporterade först en musmodell av RVI 2019, som beskrev den kirurgiska processen och fokuserade på interaktionen mellan LV och RV efter RVI9. Hittills har dock ingen studie rapporterat att man använt denna modell för vidare studier. Ett mer detaljerat förfarande skulle vara till hjälp för forskare att använda musmodellen för RVI för undersökning. I motsats till rapporten från Sicard et al.9 tillhandahöll vi steg-för-steg-information för modellgenerering och strategi för kvalitetskontroll och utvärderade vidare den anatomiska fördelningen av RCA, RV-hemodynamik och överlevnaden av kardiomyocyter i infarktområdet. En ny rapport visade att kardiomyocyter i infarktområdet spelar en viktig roll i myokardiell regenerering23. RV-funktionen hos patienter med RVI skulle återhämta sig spontant inom 3-12 månader, även utan reperfusion16,24. Dessa fynd tyder på att musens RVI-modell skulle hjälpa till att söka efter potentiella terapeutiska mål för höger hjärtsvikt eller hjärtregenerering. Därför är det nödvändigt att popularisera modellen.
På grund av RCA: s osynlighet och variationen i RCA-distributionen skulle det vara svårt för de yngre operatörerna att generera RVI-modeller med stabila infarktstorlekar. För att övervinna denna begränsning rekommenderas att kontrollera ligeringsnivån och intervallet och säkerställa tillräcklig höjning av ST-segmentet i II eller III bly av EKG. Det mest kritiska steget för att framgångsrikt generera en mus RVI-modell är att lokalisera den anatomiska strukturen hos RCA. Som visas i figur 1A kan MUS RCA innehålla en primär eller flera parallella artärer; Således beror infarktstorleken på hur många artärer som blockeras. Därför kan RCA: s position intraoperativt bekräftas enligt de anatomiska egenskaperna hos angränsande högra atrium och den synliga venen. RVI-möss uppvisar vanligtvis hjärtinfarkt i husbilens fria vägg. Ändå kan septum också sällan involveras om septalartären härstammar från RCA, som visas i figur 4D. Septum kan bevattnas hos möss med sin egen septala kranskärlsgren25 eller en gren av RCA eller LCA 26,27. Efter att ha ligat RCA är den klassiska EKG-förändringen av ST-segmenthöjningen i EEG-ledningar II eller III-ledningar guldstandarden för att bedöma framgången för RVI.
Eftersom RV-dilatation inducerad av RCA-ligering skulle öka det intraperikardiella trycket och sedan begränsa hjärtfyllningen, vilket skulle leda till förvärring av hemodynamisk störning 9,10, bör perikardiet rivas sönder under operationen. I motsats till den höga förekomsten av hjärtbrott hos möss med LCA-ligering observerades ingen hjärtbrott hos RVI-mössen. Kirurgisk dödlighet på grund av blödning och atrioventrikulärt block kan dock vara så hög som 50% för nybörjare, vilket kan undvikas genom att minska piercingdjupet för nålsöm och myokardintervall för suturligering, sänka ligeringspositionen och mild manipulation. Erfarna tekniker i vårt laboratorium kan slutföra genereringen av en RVI-musmodell på cirka 30 minuter med en framgångsgrad på 80% -90% beräknad av överlevnadsandelen för möss med betydande infarktstorlek. Operationsframgång bedömdes genom omedelbar höjning av ST-segmentet i bly II eller III av EKG efter RCA-ligering, TTC-negativ färgning av myokardiet i 1st 24 timmar efter operationen och RV-dilatation mätt med ekokardiografi vid 3 dagar eller 1 vecka efter operationen. ST-höjning i EKG-ledningar av underlägsen vägg och ekokardiografisk utvidgning av RV vid 3 dagar efter operationen kan användas som inklusionskriterier för studier med mus RVI-modell.
Under 4-veckors uppföljningsperioden observerades en hel del överlevande kardiomyocyter i infarktområdet hos RVI-möss, vilket kan vara en rimlig grund för regenerativ forskning. RV-ombyggnad och dysfunktionsåterhämtning vid 4 veckor noterades inte efter RVI i denna modell, vilket tyder på att denna modell också är möjlig för grundforskning om ombyggnad och misslyckande av höger hjärta.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av bidrag från National Natural Science Foundation of China (82073851 to Sun) och National China Postdoctoral Science Foundation (2021M690074 till Lin).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride | Sigma | T8877 | For TTC staining |
| Animal Mini Ventilator | Havard | Type 845 | For artificial ventilation |
| Animal ultrasound system VEVO2100 | Visual Sonic | VEVO2100 | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| Batson’s #17 Anatomical Corrosion Kit | Polyscience Inc | 7349 | For vasculature casting |
| buprenorphine | Isoreag | 1134630-70-8 | For reduce the pain of mice after surgery |
| C57BL/6J mice + D29A1A2:D27 | Animal Center of South Medical University | - | For the generation of mouse RVI model |
| Camera | Sangnond | For taking photograph | |
| Cold light illuminator | Olympus | ILD-2 | Light for operation |
| electrocardiograph | ADI Instrument | ADAS1000 | For recording electrocardiogram |
| hair removal cream | Reckitt Benchiser | RQ/B 33 Type 2 | Remove mouse hair |
| Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1) | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-HTP-S1 | Heating |
| Hematoxylin-eosin dye | Leagene | DH0003 | Hematoxylin-eosin staining |
| Heparin sodium salt | Macklin | H837056 | For heparization |
| Isoflurane | RWD life science | R510-22 | Inhalant anaesthesia |
| Lab made spatula | Work as a laryngoscope | ||
| Lab made tracheal cannula | For intubation | ||
| Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer | Midmark Corporation | VIP 3000 | Anesthetization |
| Medical nylon suture (5-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 5-0 | For chest close |
| Microsurgical elbow tweezers | RWD life science | F11021-11 | For surgery |
| Microsurgical scissors | NAPOX | MB-54-1 | For arteriotomy |
| Millar Catheter | AD Instruments, Shanghai | 1.0F | Measurement of pressure gradient |
| MS400D ultrasonic probe | Visual Sonic | MS400D | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| needle forceps | Visual Sonic | F31006-12 | For surgery |
| nitroglycerin | BEIJING YIMIN MEDICINE Co | For dilating coronary artery | |
| Ophthalmic scissors | RWD life science | S11022-14 | For surgery |
| Pentobarbital sodium salt | Merck | 25MG | Anesthetization |
| PowerLab Multi-Directional Physiological Recording System | AD Instruments, Shanghai | 4/35 | Pressure recording |
| Precision electronic balance | Denver Instrument | TB-114 | Weighing scale |
| Silk suture (8-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 6-0 | coronary artery ligation |
| Small animal microsurgery equipment | Napox | MA-65 | Surgical instruments |
| tissue forceps | Visual Sonic | F-12007-10 | For surgery |
| tissue scissor | Visual Sonic | S13052-12 | Open chest for hemodynamic measurement |
| Transmission Gel | Guang Gong pai | 250ML | preparation for Echocardiography measurement |
| Vascular Clamps | Visual Sonic | R31005-06 | For blocking blood from aorta |
References
- Rallidis, L. S., Makavos, G., Nihoyannopoulos, P. Right ventricular involvement in coronary artery disease: role of echocardiography for diagnosis and prognosis. Journal of the American Society of Echocardiography: Official Publication of the American Society of Echocardiography. 27 (3), 223-229 (2014).
- Frangogiannis, N. G. Fibroblasts and the extracellular matrix in right ventricular disease. Cardiovascular Research. 113 (12), 1453-1464 (2017).
- Ondrus, T., et al. Right ventricular myocardial infarction: From pathophysiology to prognosis. Experimental & Clinical Cardiology. 18 (1), 27-30 (2013).
- Badagliacca, R., et al. Right ventricular concentric hypertrophy and clinical worsening in idiopathic pulmonary arterial hypertension. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (11), 1321-1329 (2016).
- Verhaert, D., et al. Right ventricular response to intensive medical therapy in advanced decompensated heart failure. Circulation: Heart Failure. 3 (3), 340-346 (2010).
- Chen, K., et al. RNA interactions in right ventricular dysfunction induced type II cardiorenal syndrome. Aging (Albany NY). 13 (3), 4215-4241 (2021).
- Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. Journal of Visualized Experiments. (147), e59431 (2019).
- Harjola, V. P., et al. Contemporary management of acute right ventricular failure: A statement from the heart failure association and the working group on pulmonary circulation and right ventricular function of the European society of cardiology. European Journal of Heart Failure. 18 (3), 226-241 (2016).
- Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: a novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
- Goldstein, J. A. Pathophysiology and management of right heart ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 40 (5), 841-853 (2002).
- Stiermaier, T., et al. Frequency and prognostic impact of right ventricular involvement in acute myocardial infarction. Heart. 0, 1-8 (2020).
- Zehender, M., et al. Right ventricular infarction as an independent predictor of prognosis after acute inferior myocardial infarction. The New England Journal of Medicine. 328 (14), 981-988 (1993).
- Brodie, B. R., et al. Comparison of late survival in patients with cardiogenic shock due to right ventricular infarction versus left ventricular pump failure following primary percutaneous coronary intervention for ST-elevation acute myocardial infarction. The American Journal of Cardiology. 99 (4), 431-435 (2007).
- Konstam, M. A., et al. Evaluation and management of right-sided heart failure: A scientific statement from the american heart association. Circulation. 137 (20), 578-622 (2018).
- Leferovich, J. M., et al. Heart regeneration in adult MRL mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9830-9835 (2001).
- Dell'Italia, L. J., et al. Hemodynamically important right ventricular infarction: Follow-up evaluation of right ventricular systolic function at rest and during exercise with radionuclide ventriculography and respiratory gas exchange. Circulation. 75 (5), 996-1003 (1987).
- Friedberg, M. K., Redington, A. N. Right versus left ventricular failure: differences, similarities, and interactions. Circulation. 129 (9), 1033-1044 (2014).
- Haraldsen, P., Lindstedt, S., Metzsch, C., Algotsson, L., Ingemansson, R. A porcine model for acute ischaemic right ventricular dysfunction. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (1), 43-48 (2014).
- Ren, L., Colafella, K. M. M., Bovée, D. M., Uijl, E., Danser, A. H. J. Targeting angiotensinogen with RNA-based therapeutics. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 29 (2), 180-189 (2020).
- Hacker, T. A. Animal models and cardiac extracellular matrix research. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1098, 45-58 (2018).
- Chien, T. M., et al. Double right coronary artery and its clinical implications. Cardiology in the Young. 24 (1), 5-12 (2014).
- Zhu, Y., et al. Characterizing a long-term chronic heart failure model by transcriptomic alterations and monitoring of cardiac remodeling. Aging (Albany NY). 13 (10), 13585-13614 (2021).
- Cui, M., et al. Nrf1 promotes heart regeneration and repair by regulating proteostasis and redox balance. Nature Communications. 12 (1), 5270 (2021).
- Meyer, P., et al. Effects of right ventricular ejection fraction on outcomes in chronic systolic heart failure. Circulation. 121 (2), 252-258 (2010).
- Dunmore-Buyze, P. J., et al. Three-dimensional imaging of the mouse heart and vasculature using micro-CT and whole-body perfusion of iodine or phosphotungstic acid. Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (5), 383-390 (2014).
- Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2+ bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
