Summary
Vi beskriver en tilgang til måling af ændringer i fotosyntetisk effektivitet i planter efter behandling med lavt CO2 -indhold ved hjælp af klorofylfluorescens.
Abstract
Fotosyntese og fotorespiration repræsenterer de største kulstofstrømme i plantens primære metabolisme og er nødvendige for plantens overlevelse. Mange af de enzymer og gener, der er vigtige for fotosyntese og fotorespiration, er blevet godt undersøgt i årtier, men nogle aspekter af disse biokemiske veje og deres krydstale med flere subcellulære processer er endnu ikke fuldt ud forstået. Meget af det arbejde, der har identificeret de gener og proteiner, der er vigtige i plantemetabolisme, er blevet udført under stærkt kontrollerede miljøer, der måske ikke bedst repræsenterer, hvordan fotosyntese og fotorespiration fungerer under naturlige og landbrugsmiljøer. I betragtning af at abiotisk stress resulterer i nedsat fotosyntetisk effektivitet, er det nødvendigt at udvikle en skærm med høj kapacitet, der kan overvåge både abiotisk stress og dens indvirkning på fotosyntese.
Derfor har vi udviklet en relativt hurtig metode til at screene for abiotiske stressinducerede ændringer i fotosyntetisk effektivitet, der kan identificere ukarakteriserede gener med roller i fotorespiration ved hjælp af klorofylfluorescensanalyse og lav CO2 -screening. Dette papir beskriver en metode til at studere ændringer i fotosyntetisk effektivitet i overført DNA (T-DNA) knockout-mutanter i Arabidopsis thaliana. Den samme metode kan anvendes til screening af ethylmethanesulfonat (EMS)-inducerede mutanter eller suppressorscreening. Brug af denne metode kan identificere genkandidater til yderligere undersøgelse i plantens primære metabolisme og abiotiske stressresponser. Data fra denne metode kan give indsigt i genfunktion, der måske ikke genkendes, før den udsættes for øgede stressmiljøer.
Introduction
Abiotiske stressforhold, der almindeligvis ses på landmandens marker, kan påvirke afgrødeudbyttet negativt ved at reducere fotosyntetisk effektivitet. Skadelige miljøforhold som hedebølger, klimaændringer, tørke og jordens saltholdighed kan forårsage abiotiske belastninger, der ændrer CO2 -tilgængeligheden og reducerer et anlægs reaktion på høj lysstress. De to største terrestriske kulstofstrømme er fotosyntese og fotorespiration, som er afgørende for plantevækst og afgrødeudbytte. Mange af de vigtige proteiner og enzymer, der er involveret i disse processer, er blevet karakteriseret under laboratorieforhold og identificeret på det genetiske niveau1. Selvom der er gjort store fremskridt med hensyn til at forstå fotosyntese og fotorespiration, forbliver mange trin, herunder transport mellem planteorganeller, ukarakteriserede 2,3.
Fotorespiration, den næststørste kulstofflux i planter efter fotosyntese, begynder, når enzymet Rubisco fikserer ilt i stedet for kuldioxid til ribulose 1,5 bisphosphat (RuBP), hvilket genererer den hæmmende forbindelse 2-phosphoglycolat (2PG)1. For at minimere de hæmmende virkninger af 2PG og for at genbruge det tidligere faste kulstof har C3-planter udviklet den multiorganellare proces med fotorespiration. Fotorespiration omdanner to molekyler af 2PG til et molekyle 3-phosphoglycerat (3PGA), som kan komme ind i C3-kulstoffikseringscyklussen1 igen. Således konverterer fotorespiration kun 75% af det tidligere faste kulstof fra dannelsen af 2PG og forbruger ATP i processen. Som følge heraf er processen med fotorespiration en betydelig 10% -50% træk på den fotosyntetiske proces afhængigt af vandtilgængelighed og vækstsæsontemperaturer4.
Enzymerne involveret i fotorespiration har været et forskningsområde i årtier, men kun et lille antal transportproteiner er blevet karakteriseret på det genetiske niveau, selvom mindst 25 transporttrin er involveret i processen 5,6,7. De to transportproteiner, der er direkte involveret i bevægelsen af kulstof genereret i fotorespirationsprocessen, er plastidglycolat/glycerattransportøren PLGG1 og galdesyrenatriumsymporteren BASS6, som begge er involveret i eksporten af glycolat fra kloroplasten 5,6.
Under omgivende [CO2] fikserer Rubisco et iltmolekyle til RuBP ca. 20% af tiden1. Når planter udsættes for lav [CO 2], øges fotorespirationshastigheden, hvilket gør lav [CO2] til et ideelt miljø til at teste for mutanter, der kan være vigtige under forhøjet fotorespirationsstress. Test af yderligere formodede kloroplasttransportprotein-T-DNA-linjer under lav CO2 i 24 timer og måling af ændringer i klorofylfluorescens førte til identifikation af bas6-1 plantelinjer, der demonstrerede en fotorespirationsmutant fænotype5. Yderligere karakterisering viste, at BASS6 er en glycolattransportør i kloroplastens indre membran.
Dette papir beskriver detaljeret en protokol svarende til det, der oprindeligt blev brugt til at identificere BASS6 som en fotorespirationstransportør, som kom fra en liste over formodede transportproteiner placeret i kloroplastmembranen8 Denne protokol kan bruges i et forsøg med høj kapacitet, der karakteriserer Arabidopsis T-DNA-mutanter eller EMS-genererede mutantplanter som en måde at identificere gener, der er vigtige for at opretholde fotosyntetisk effektivitet under en række abiotiske belastninger såsom varme, høj lysspænding, tørke og CO2 - tilgængelighed. Screening af plantemutanter ved hjælp af klorofylfluorescens er tidligere blevet brugt til hurtigt at identificere gener, der er vigtige for primær metabolisme9. Med så meget som 30% af Arabidopsis-genomet, der indeholder gener, der koder for proteiner med ukendt eller dårligt karakteriseret funktion, kan stressinduceret analyse af fotosyntetisk effektivitet give indsigt i molekylære funktioner, der ikke observeres under kontrollerede forhold i mutante planter10. Målet med denne metode er at identificere mutanter af den fotorespiratoriske vej ved hjælp af en lav CO2 -screening. Vi præsenterer en metode til at identificere mutanter, der forstyrrer fotorespiration efter udsættelse for lav CO2. En fordel ved denne metode er, at det er en screening med høj kapacitet for frøplanter, der kan udføres på relativt kort tid. Videoprotokolafsnittene indeholder detaljer om frøforberedelse og sterilisering, plantevækst og lav CO2 -behandling, konfigurationen af fluorescensbilleddannelsessystemet, måling af kvanteudbyttet af de behandlede prøver, repræsentative resultater og konklusioner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Forberedelse og sterilisering af frø
BEMÆRK: Frøforberedelse består af frøimbibing og frøsterilisering. Det er vigtigt at bemærke, at alle disse trin skal udføres i en laminær strømningshætte for at opretholde sterile forhold. Alle nødvendige materialer, reagenser og vækstmedier skal autoklaveres (se materialetabellen).
- Frøimbibation og stratificering
BEMÆRK: De anvendte frølinjer er plgg1-1 (salk_053463), abcb26 (salk_085232) og vildtype (WT, Col-0).- Dispenser frøene i 1,5 ml mikrocentrifugerør. Smør frøene i sterilt vand i en laminær strømningshætte og stratificer ved 4 ° C i mørke i 2 dage.
- Sterilisering af frø
- Under sterile forhold fremstilles 10 ml 50% (v/v) blegemiddelopløsning og tilsættes ca. 20 μL Tween 20. Til frøsterilisering fjernes vand fra de indsmurte frø, tilsættes 1 ml blegemiddelopløsning i mikrocentrifugerørene og inkuberes ved stuetemperatur i 5 min.
- Fjern blegemiddelopløsningen med en pipette.
- Skyl frøene i 1 ml sterilt vand for at genbruge. Fjern vandet, når frøene har lagt sig til bunden. Gentag trin 1.6 og trin 1.7 syv gange.
- Resuspender frøene i steril 0,1% agaroseopløsning.
- Frø plettering
- Lav et 1 L volumen Murashige & Skoog Basal Medium med vitaminer og 1,0 g / L 2-(N-morphonio) ethanesulfonsyre (MS) ved at tilsætte 5,43 g pulver til 500 ml destilleret vand. Juster pH mellem 5,6 og 5,8 ved hjælp af kaliumhydroxid (KOH). Fyld til 1 liter med destilleret vand.
- Den flydende opløsning opdeles i 500 ml og anbringes hver halvdel i en 1 L kolbe indeholdende en magnetisk rørestang. Der tilsættes 5 g agarpulver for at opnå en 1% agar m/v-opløsning for hver kolbe.
- Autoklave ved 121 °C og 15 psi i 30 min; Placer derefter ved stuetemperatur under langsom omrøring. Når det er afkølet, hæld 25 ml MS agar i en firkantet petriskål. Lad det størkne.
BEMÆRK: Disse Murashige & Skoog Basal Medium plader indeholder 1% MS medium med vitaminer og 1% agar til dyrkning af testmutanterne.
- Skær en 200 μL pipettespids med et barberblad. Et frø anbringes i midten af det udpegede kvadratiske gitter for hver testmutant eller genotype (1 cm2 kvadrat) af en kvadratisk MS-plade (figur 1) ved hjælp af en mikropipette på 200 μL.
BEMÆRK: Det firkantede gitter på 1 cm x 1 cm hjælper med at holde en ensartet afstand mellem frøplanterne og undgå overlapning, hvilket vil være vigtigt i senere fluorescensbilleddannelse og analyse. - Når frøene er belagt, skal du vikle med kirurgisk tape rundt om låget for at forsegle og placere det i vækstkammeret under forhold som beskrevet nedenfor.
- Lav et 1 L volumen Murashige & Skoog Basal Medium med vitaminer og 1,0 g / L 2-(N-morphonio) ethanesulfonsyre (MS) ved at tilsætte 5,43 g pulver til 500 ml destilleret vand. Juster pH mellem 5,6 og 5,8 ved hjælp af kaliumhydroxid (KOH). Fyld til 1 liter med destilleret vand.
2. Plantevækst og lav CO2 - behandling
- Planterne dyrkes i 7-9 dage ved 20 °C under en 8 timers lyscyklus på 120 μmol·m−2 s-1 og 16 timers mørke ved 18 °C. Kontroller planterne på den 6. dag for at afgøre, om de er store nok til billeddannelse. På den 8. dag efter plettering udsættes planterne for lav CO2.
- Behandling med lavt CO2 -indhold
- Efter de 7-9 dage placeres fire af de otte plader fra de omgivende vækstkammerforhold i fotorespiratoriske tilstande på 20 °C, kontinuerlige lysniveauer på 200 μmol·m−2 s−1 og lav CO2 i 12timer.
- Konstruer den lave CO2 -tilstand ved hjælp af en lufttæt gennemsigtig beholder med 100 g sodavand placeret i bunden af beholderen. Anbring beholderen i samme vækstkammer som kontrolelementet. Hold kontrolplanterne under 120 μmol·m−2 s−1 i omgivende CO2 i 12timer.
3. Konfiguration af fluorescensbilleddannelsessystemet
- Anbring en testplade (forberedt i henhold til afsnit 1 og afsnit 2) centreret under kameraet i en fast afstand i fluorescensbilleddannelsessystemet.
- I instrumentets software skal du navigere til Live Window og markere afkrydsningsfeltet Blinker for at tænde for ikke-aktiniske måleblink.
- Klik på zoom- og fokusværktøjerne, indtil et komplet og skarpt billede er synligt. Til dette formål skal du bruge et trin eller en hylde til at justere afstanden mellem planterne og kameraet. Hold zoom, fokus og afstand til kameraet konstant i hele eksperimentet.
- Indstil værdien af El. Lukker til 0 , og juster følsomheden for at få et fluorescerende signal i området 200-500 digitale enheder.
BEMÆRK: En lavere El. Shutter-værdi (0-1) vil sikre, at måleblinkene er ikke-aktiniske, mens en højere værdi (2) forbedrer billedets opløsning. - Placer en lysmåler i samme position, som bruges til at justere kameraindstillingerne.
- I live-vinduet skal du markere afkrydsningsfeltet Super for at starte en mættende puls, der varer i 800 ms. Husk at markere afkrydsningsfeltet hver gang for en ny puls.
- Brug skyderen til at justere procentdelen af relativ effekt for Superpulsen, indtil lysmåleren læser 6.000-8.000 μmol·m−2s−1.
4. Design kvanteudbytteprogrammet
- Importer standardværktøjer til billedbehandlingssystemet.
Medtag default.inc
Inkluder light.inc
BEMÆRK: Programsyntaksen, der bruges som reference i dette eksperiment, er til et FluorCam-billeddannelsessystem. - Definer følgende globale variabler i henhold til de konfigurerede lysindstillinger:
Lukker = 0
Følsomhed = 40
Super = 65 - Medtag tidstrinnet for logføring af data:
TS = 20 ms - Fo-målingen indsamles ved at tage prøver af fluorescens i en mørk tilpasset tilstand.
F0duration = 2s;
F0period = 200ms;
BEMÆRK: F0duration definerer det tidsinterval, som den mørktilpassede fluorescens registreres over. F0period definerer det tidsinterval, over hvilket den mørktilpassede fluorescensmåling gentages. - Registrer Fo-målingerne i datatabeller.
<0,F0periode.. F0duration>=>mfmsub
<0'erne>->checkpoint,"startFo"=>checkpoint,"endFo";
Hvor < , repræsenterer > det sæt fluorescensværdier, der indekseres efter tid => gemmer målinger i en systemfil; mfmsub repræsenterer hele datasættet for eksperimentet; og checkpoint opretter en delmængde til data om specifikke målinger såsom startFo. - Fm-målingen indsamles og opbevares ved at tage prøver af fluorescens efter en mættende puls.
Pulsvarighed = 960ms; ##
a1=F0duration + 40ms
a2 = a1 + 480ms;=>SatPulse(PulseDuration); =>mfmsub =>mfmsub; =>kontrolpunkt,"startFm" =>checkpoint,"endFm" =>checkpoint,"timeVisual";
Hvor a1 og a2 er variabler til at koordinere prøvetagningstiden med den mættende puls; a1 repræsenterer starttidspunktet for Fm-målingen; og a2 repræsenterer pulsens midtpunktstid.
5. Måling af kvanteudbyttet af de behandlede prøver
- Direkte efter behandling skal du dække pladerne med aluminiumsfolie i 15 minutter for mørk tilpasning. Fjern folien for at måle kvanteudbyttet af fotosystem II med et pulsamplitudemodificeret fluorometer. Placer derefter frøplantepladen direkte under kameraet, og kør kvanteudbytteprotokollen, der findes i GitHub-depotet.
- Download quantum_yield-protokollen fra GitHub (https://github.com/South-lab/fluorescent-screen), eller brug et lignende designet program fra afsnit 4. Brug fluorometerets software til at åbne programfilen ved at klikke på mappeikonet og navigere til filplaceringen.
- Kør kvanteudbytteprogrammet ved at klikke på det røde lynikon.
- Når protokollen er fuldført, skal du navigere til foranalysevinduet . Opdel pladen i individuelle frøplanter ved hjælp af markeringsværktøjerne til at fremhæve alle pixels for hver frøplante på pladebilledet. Klik på Baggrundsekskludering for at fjerne fremhævede baggrundspixels, så kun frøplanteområdet er tilbage.
- Klik på Analyser for at generere fluorescensdata for hver frøplante på pladebilledet. Juster fluorescensværdiområdet manuelt for at vise ensartede minimums- og maksimumværdier blandt alle plader.
- Klik på Numerisk gennemsnit fra fanen Eksperiment | Eksporter | Numerisk. Vælg Alle data og efter kolonne , og klik på Ok for at generere en tekstfil, der indeholder QY-målinger for hver frøplante.
6. Åbning af datafilen
- Åbn tekstfilen i et regneark til analyse. Af overskrifterne, der viser områdenummer, størrelse på pixels, Fm, Ft, Fq og QY, skal du identificere områdenummeret for kernegenotypen (WT eller testmutant) og QYmax. Udfør en parvis t-test med hensyn til vildtype for at bestemme signifikans. Data fortolkes som væsentligt forskellige, når p-værdier er under 0,05.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Resultaterne viser pladebilleder af rå- og fluorescensbilleder fra omgivende og lav CO2 -screening af WT og testmutanter. Hver plantlet er mærket efter områdenummer, med tilsvarende fluorescensaflæsninger angivet som QY. Dataene eksporteres som en tekstfil og kan åbnes i et regneark til analyse (se supplerende tabel S1). Mutante linjer plgg1-1 og abcb26 blev udvalgt for at demonstrere den positive og negative identifikation af gener forbundet med fotorespiratorisk stress. PLGG1-koder for den første transportør i vejen efter iltningen af RuBP6, mens ABCB26 menes at kode for en antigentransportør, der ikke vides at være involveret i fotorespiration11. De mørktilpassede Fv/Fm QY-effektiviteter af WT og mutanter visualiseres af boks- og whisker-plots. For at teste den statistiske forskel mellem WT og testmutanterne blev der anvendt en parvis t-test med en p-værdi < 0,05. Her brugte vi fotorespiratoriske mutantlinjer med reduceret QY Fv/Fm som testmutanter for at kontrollere effektiviteten af screeningsmetoden. Resultaterne viser, at testmutanterne har en signifikant lavere QY-effektivitet end WT. Figur 3B viser en signifikant reduktion i forholdet mellem variabel og maksimal fluorescens (Fv/Fm) for plgg1-1 , men ikke abcb26 ved lav CO2. Dette resultat er i overensstemmelse med PLGG1's rolle som transportør involveret i fotorespiration, mens abcb26 ikke viser en fænotype, der adskiller sig fra WT-kontrollen under lave CO2 -forhold. Således kan denne screeningsmetode identificere fotorespiratoriske mutanter ved hjælp af lav CO2 -screening.
Figur 1: Eksempel på skematisk layout af frøpladelayoutet. To tekniske replikater er vist med seks frø placeret i træk. WT-kontrolfrø placeret over mutante frø. Forkortelse: WT = vildtype. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Mørktilpassede Fv/Fm-billeder af 9 dage gamle frøplanter. Wildtype-kontrollen sammenlignes med T-DNA-mutantlinjer ved omgivende og lav CO2. Farveskalaen repræsenterer den gennemsnitlige Fv / Fm for hver frøplante. Skalastang = 1 cm. Forkortelser: Fv/Fm = forholdet mellem variabel og maksimal fluorescens; WT = vild type; plgg1-1 = plastidal glycolat/glycerattranslokator 1; Abcb26 = ATP-bindende kassette B26. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Fluorescens observationer. Målinger af maksimalt kvanteudbytte (Fv/Fm) på kimplanter ved (A) omgivende og (B) lave CO2 -forhold. Kasserne repræsenterer området mellem de indre kvartiler, linjerne i kasserne repræsenterer medianerne, og whiskers repræsenterer de maksimale og minimale observationer. * Angiver signifikant forskel baseret på en parvis t-test i forhold til WT (n > 44, p < 0,05; Supplerende tabel S2). Forkortelser: Fv/Fm = forholdet mellem variabel og maksimal fluorescens; WT = vild type; plgg1-1 = plastidal glycolat/glycerattranslokator 1; Abcb26 = ATP-bindende kassette B26. Klik her for at se en større version af denne figur.
Supplerende tabel S1: Kompilerede fluorescerende data fra alle frøplanteplader, der blev brugt i eksperimentet. Klik her for at downloade denne fil.
Supplerende tabel S2: Statistik rapporteres fra en t-test mellem vildtype og begge mutante genotyper. Mutanter betragtes som væsentligt forskellige fra vildtype, når p-værdien er lavere end 0,05. Tabel A repræsenterer t-test udført på planter dyrket i omgivende CO 2 , mens tabel B repræsenterer t-test udført på planter dyrket med lavt CO2 -niveau. t-test: to-prøve under forudsætning af lige store afvigelser. Klik her for at downloade denne fil.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De eksperimentelle metoder, der er skitseret i dette papir, har nogle fordele og begrænsninger. En fordel er, at denne metode kan screene mange planteplanter, selvom der skal træffes nogle forholdsregler for at forhindre forurening af plantemediepladen under plettering og vækstproces. Derfor er det vigtigt at forsegle Arabidopsis-pladerne med kirurgisk tape. En anden fordel ved dette eksperiment er, at det har en kortere 12 timers fotorespiratorisk stressperiode sammenlignet med det tidligere offentliggjorte arbejde8. Reduktionen i behandlingstiden var for bedre at skelne forskelle i Fv / Fm mellem WT og udvalgte mutanter. Det kan være nødvendigt at variere behandlingstiden afhængigt af fænotypens sværhedsgrad i mutante stammer og niveauet af CO2 i forsøgsopsætningen. En begrænsning er imidlertid, at denne metode kræver et bladareal, der er stort nok til, at fluorometeret kan måles, og at Fv/Fm-værdier kan beregnes. Justering af den indledende væksttid for testede frøplanter vil sikre, at fluorometerbilledet har tilstrækkeligt bladareal til at måle for hver frøplante, uden at bladene overlapper hinanden under billeddannelse. Frøplanterne skal afbildes ved de første ægte blade for at holde bladstørrelsen og bladvinklerne ensartede. Billedets opløsning kan forbedres ved at øge lukkertiden og kameraets følsomhed. Nærliggende pixels vil blive bedre skelnet; Men at øge følsomheden for meget vil overeksponere kameraet og føre til falske fluorescensmaksimum. Optimering og fejlfinding kan være nødvendig for at afbalancere opløsnings- og fluorescensværdierne.
Evnen til at screene for fotosyntetiske mutanter i en standardiseret procedure er vigtig. Det kan give mulighed for en konsekvent metode med høj kapacitet til at identificere fotorespirationsmutanter med gener af interesse for fotosyntese og fotorespirationsmetabolisme. Samlet set tager screening for Fv / Fm i denne analyse ca. 30 s pr. Plade af planteplanter, hvilket giver mulighed for screening af over 1.000 frøplanter om dagen. Klorofylfluorescensanalyse gør det muligt at identificere fotorespiratoriske mutanter ved hjælp af en lav CO2 -screening, hvilket er vigtigt for at opretholde fotorespiratorisk effektivitet. I betragtning af det store antal ukendte transportører, der er teoretiseret til at være i fotorespirationsvejen3, kan denne metode bruges til hurtigt at evaluere den effekt, genotypen har på fotosyntetisk effektivitet. Derudover kan fluorometre måle andre aspekter af fotosyntetisk effektivitet, såsom ikke-fotokemisk slukning og fotosystem II-driftseffektivitet. Disse yderligere protokoller tager længere tid pr. frøplanteplade, men kan bruges til yderligere og mere følsom analyse i modsætning til denne hurtige high-throughput screen af mutanter. Denne metode er ikke begrænset til Arabidopsis og kan også justeres til at screene for T-DNA-mutanter i en række andre abiotiske stressforhold såsom høje og lave temperaturer, høj lysspænding og tørkeforhold for at identificere gener, der er vigtige for fotosyntese og fotorespiration. Eventuelle yderligere ændringer skal optimeres individuelt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser eller interessekonflikter.
Acknowledgments
Denne forskning blev finansieret af Louisiana Board of Regents (AWD-AM210544).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | VWR | 10810-070 | container for seed sterilization |
| agarose | VWR | 9012-36-6 | chemical used to suspend seeds for ease of plating |
| Arabidopsis thaliana seeds (abcb26) | ABRC, ordered through TAIR www.arabidopsis.org | SALK_085232 | arabidopsis seeds used as experimental group |
| Arabidopsis thaliana seeds (plgg1-1) | ABRC, ordered through TAIR www.arabidopsis.org | SALK_053469C | parental arabidopsis seeds |
| Arabidopsis thaliana seeds (WT) | ABRC, ordered through TAIR www.arabidopsis.org | Col-0 | arabidopsis wild type seeds used as a control group |
| bleach | clorox | generic bleach | chemical used to sterilize seeds |
| Carbolime absorbent | Medline products | S232-104-001 | CO2 absorbent |
| Closed FluorCam | Photon Systems Instruments | FC 800-C | Fluorescence imager |
| FluoroCam FC 800-C | Photon Systems Instruments | Closed FluorCam FC 800-C/1010-S | Fluorescence imager |
| FluoroCam7 | Photon Systems Instruments | Closed FluorCam FC 800-C/1010-S | Fluorescence image analysis software |
| Gelzan (plant agar) | Phytotech labs | 71010-52-1 | chemical used to solidify MS media as plates |
| glass flask 1 L | Fisherbrand | FB5011000 | container for making and autoclaving MS media |
| growth chamber | caron | 7317-50-2 | growth chamber used to grow plants |
| Murashige & Skoog Basal Medium with Vitamins & 1.0 g/L MES (MS) | Phytotech labs | M5531 | growth media for arabidopsis seedlings |
| potassium Hydroxide (KOH) | Phytotech labs | 1310-58-3 | make as 1 M solution for ph adjustment |
| spider lights | Mean Well Enterprises | XLG-100-H-AB | lights used in the light assay |
| Square Petri Dish with Grid, sterile | Simport Scientific | D21016 | used to hold MS media for arabidopsis seedlings |
| surgical tape | 3M | 1530-1 | tape used to seal plates |
| tween 20 | biorad | 9005-64-5 | surfactant used to assist seed sterilization |
References
- Peterhansel, C., et al.
- Bordych, C., Eisenhut, M., Pick, T. R., Kuelahoglu, C., Weber, A. P. Co-expression analysis as tool for the discovery of transport proteins in photorespiration. Plant Biology. 15 (4), 686-693 (2013).
- Eisenhut, M., Pick, T. R., Bordych, C., Weber, A. P. Towards closing the remaining gaps in photorespiration--the essential but unexplored role of transport proteins. Plant Biology. 15 (4), 676-685 (2013).
- Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Annual Review of Plant Biology. 67 (1), 107-129 (2016).
- South, P. F., et al. Bile acid sodium symporter BASS6 can transport glycolate and is involved in photorespiratory metabolism in Arabidopsis thaliana. Plant Cell. 29 (4), 808-823 (2017).
- Pick, T. R., et al. PLGG1, a plastidic glycolate glycerate transporter, is required for photorespiration and defines a unique class of metabolite transporters. Proceedings of the National Academy Sciences of the United States of America. 110 (8), 3185-3190 (2013).
- Kuhnert, F., Schlüter, U., Linka, N., Eisenhut, M. Transport proteins enabling plant photorespiratory metabolism. Plants. 10 (5), 880 (2021).
- Badger, M. R., Fallahi, H., Kaines, S., Takahashi, S. Chlorophyll fluorescence screening of Arabidopsis thaliana for CO2 sensitive photorespiration and photoinhibition mutants. Funct Plant Biology. 36 (11), 867-873 (2009).
- Ogawa, T., Sonoike, K. Screening of mutants using chlorophyll fluorescence. Journal of Plant Research. 134 (4), 653-664 (2021).
- Kleffmann, T., et al. The Arabidopsis thaliana chloroplast proteome reveals pathway abundance and novel protein functions. Current Biology. 14 (5), 354-362 (2004).
- Hempel, J. J. Molecular characterization of the plastid-localized ABC protein TAP1 in Arabidopsis thaliana. , University of Stavanger. Ph.D. thesis (2018).
