Wirkstoffverabreichung I

Die Verabreichung von Wirkstoffen ist oft ein integraler Bestandteil einer Tierstudie, und viele Faktoren müssen bewertet werden, um sicherzustellen, dass die Verbindung korrekt und auf humane Weise verabreicht wird. Die beiden Hauptverabreichungswege sind enteral - über den Verdauungstrakt und parenteral - außerhalb des Verdauungstrakts. Der Hauptunterschied besteht darin, dass die Verbindung, wenn sie über den enteralen Weg verabreicht wird, einen Leberstoffwechsel durchläuft, BEVOR sie in den Blutkreislauf gelangt. Während die Substanz auf jedem parenteralen Weg, wie intravenös oder intramuskulär, diesen ersten Durchgang durch die Leber überspringt, führt dies in der Regel zu einer höheren Bioverfügbarkeit.

In diesem ersten Video der Serie über die Verabreichung von Verbindungen beginnen wir mit der Erörterung der Faktoren, die die Wahl des Verabreichungswegs im Allgemeinen beeinflussen. Und dann werden wir die gebräuchlichsten parenteralen Injektionsmethoden überprüfen, einschließlich subkutaner Injektionen, abgekürzt als SC oder SubQ, intraperitoneal oder IP, intramuskulär oder IM und intravenös, auch bekannt als IV.

Beginnen wir mit der Überprüfung einiger Dinge, die man beachten sollte, bevor man irgendeine Art von Verabreichungsverfahren durchführt. Der erste Schritt besteht darin, die zu injizierende Lösung oder Suspension vorzubereiten, und die erste grundlegende Überlegung bei der Stoffherstellung ist die Sterilität. Um eine Einschleppung von Krankheitserregern in das Tier zu verhindern, ist es wichtig, dass das Injektionsmaterial sowie die zu verwendenden Nadeln und Spritzen steril sind.

Die zweite Überlegung ist die physiologische Verträglichkeit. Eine Dosierlösung, unabhängig davon, ob sie enteral oder parenteral verabreicht wird, muss physiologisch auf einen geeigneten pH-Wert gepuffert werden, damit die Verbindung richtig absorbiert wird und Gewebeverletzungen vermieden werden. Der dritte Faktor ist die Viskosität des Injektionsartikels, die bei der Auswahl der Nadel eine entscheidende Rolle spielt. In der Regel werden 20- bis 30-Gauge-Nadeln bei parenteralen Verabreichungsverfahren für Mäuse und Ratten verwendet. Die Naben dieser Nadeln sind zur leichteren Identifizierung in der Regel farbcodiert.

Die Lösung sollte flüssig genug sein, um mindestens eine dieser Nadeln zu passieren. Wenn die Lösung durch mehr als eine Lösung hindurchgehen kann, dann ist die Wahl im Allgemeinen die kleinste mögliche Stärke. Der nächste Faktor ist das Verabreichungsvolumen, das sich auf die Auswahl der Spritze auswirkt. Ähnlich wie bei Nadeln sollte die kleinstmögliche Spritze gewählt werden, die für eine genaue Dosierung mit korrekter Graduierung benötigt wird. Die Nadelstärke und das Verabreichungsvolumen sind auch abhängig von der Verabreichungsroute sowie von der Art, Größe und dem Alter des zu verabreichenden Tieres. In Tabelle 1 unten finden Sie eine Übersicht über die Werte im Zusammenhang mit den in diesem Video beschriebenen Routen. Die letzte wichtige Überlegung ist die Absorptionsrate, die mit jedem Verabreichungsweg erheblich variiert und bei der Auswahl der am besten geeigneten Methode eine Rolle spielen kann.

Lassen Sie uns nun über die besonderen Eigenschaften der routinemäßig verwendeten Injektionsmethoden sprechen.

Bei der SC- oder SubQ-Injektion wird das Material zwischen den Hautschichten und dem Muskel in einem virtuellen Raum platziert, der durch Anheben der Haut entsteht. Dies ermöglicht eine sichere Injektion größerer Volumina, aber die Absorptionsrate ist langsamer als bei anderen Wegen, was zu einer nachhaltigeren Wirkung führt. Bei der IP-Verabreichung wird die Substanz direkt in die Bauchhöhle injiziert. Dies ist eine weitere gängige Methode, um große Mengen an Lösung zu liefern. Obwohl eine IP-Injektion als parenterale Verabreichung angesehen wird, ähnelt der Absorptionsmechanismus tatsächlich eher der oralen Dosierung.

Bei einer IM-Injektion wird eine Verbindung direkt in den Gesäßmuskel oder den Gastrocnemius-Muskel abgegeben. Eine Substanz, die IM injiziert wird, wird aufgrund der großen Anzahl von Gefäßen im Muskelgewebe schnell resorbiert, was sie in einigen Fällen zu einem bevorzugten Weg machen könnte. Eine unsachgemäße oder wiederholte Injektion in den Muskel kann zu Nervenschäden führen, die zu Lähmungen oder Muskelnekrosen führen. Schließlich ist eine intravenöse Injektion in die Schwanzvene des Tieres der effektivste Verabreichungsweg, da die Substanz direkt in den Kreislauf eingeführt wird. Beachten Sie, dass die Verbindung in eine der lateralen kaudalen Schwanzvenen injiziert werden sollte, die sich an den Seiten des Schwanzes befinden. Es gibt ein Gefäß, das entlang der ventralen Mittellinie des Schwanzes verläuft und nicht für Injektionszwecke geeignet ist.

Nachdem wir nun den Hintergrund besprochen haben, lernen wir die Verfahren kennen, beginnend mit SC-Injektionen. Bei Mäusen packen Sie das Tier am Schwanz und lassen Sie es auf einer anderen sicheren Oberfläche, wie z. B. einem Drahtstangendeckel, ruhen. Halten Sie das Tier dann manuell fest, indem Sie die Haut um den Hals anheben und ein Zelt bilden. Stellen Sie das Tier dann mit den Hinterfüßen auf die Oberfläche auf den Tisch und legen Sie den Handballen auf den Tisch, um ein übermäßiges Gewicht auf dem Tier zu vermeiden, das die Atmung beeinträchtigen könnte.

Nehmen Sie zum Injizieren die Spritze mit der zu injizierenden Lösung auf und richten Sie die Nadel parallel zur Wirbelsäule und vom Kopf weg, um die Möglichkeit von Einstichen in den Schädel zu vermeiden. Führen Sie dann die Nadel mit der Fase nach oben ein, was ein sanftes Gleiten in die Haut ermöglicht. Ziehen Sie den Kolben zurück, um die richtige Platzierung der Nadel zu überprüfen. Kommt es beim Zurückziehen des Kolbens zu einem Gegendruck, befindet sich die Nadel in der richtigen Position. Wenn Luft in den Kolben gesaugt wird, muss die Nadel neu positioniert werden.

Nachdem Sie sich vergewissert haben, dass die Nadel richtig positioniert ist, injizieren Sie langsam mit einer gleichmäßigen Bewegung. Halten Sie nach der Injektion inne und drehen Sie die Nadel leicht unter der Haut, um einen Verlust des Injektionsartikels zu verhindern. Kneifen Sie dann die Haut an der Injektionsstelle zusammen und ziehen Sie die Nadel zurück. Die gleiche Methode kann bei der Entwöhnung von Ratten angewendet werden.

Bei erwachsenen Ratten muss das Tier zunächst mit einem Gerät fixiert werden, dessen Verfahren im Video "Grundlagen der Handhabung und Fixierung" dieser Sammlung erläutert wird. Dann kann man die SC-Injektion auf die gleiche Weise wie bei Mäusen durchführen.

Als nächstes lernen wir, wie man eine IP-Injektion durchführt. Verwenden Sie bei Mäusen die beidhändige Fesseltechnik, um das Tier manuell zurückzuhalten, wie es auch im Video "Grundlagen der Handhabung und Fixierung" beschrieben wird. Stellen Sie sicher, dass Ihre nicht dominante Hand hoch genug am Hals positioniert ist, um zu verhindern, dass sich das Tier dreht. Stabilisieren Sie die Hinterhand, indem Sie den Schwanz zwischen den dritten und vierten Finger legen oder die Haut fest zwischen den restlichen Fingern und dem Daumenansatz feststecken.

Positionieren Sie als Nächstes das Tier so, dass es seinen Bauch freilegt. Neigen Sie das Tier mit dem Kopf nach unten bei einer 30? Winkel, damit der Darm nach vorne fallen kann. Der Injektions-Orientierungspunkt kann wie folgt umrissen werden: Zeichnen Sie eine imaginäre Linie, die sich horizontal über den Körper, am oberen Ende der Hüfte, von Flanke zu Flanke erstreckt. Zeichnen Sie dann den medialen Rand oder die Mittellinie entlang der Linie, an der sich die in entgegengesetzten Richtungen wachsenden Haare treffen. Stellen Sie sich zum Schluss den lateralen Rand vor, der bei Rüden eine Linie von der Oberseite der Hüften bis zur Vorhaut ist und bei Hündinnen den Zitzen folgt. Dies bietet den dreieckigen Bereich für eine sichere IP-Injektion.

Die nächste Methode, die wir besprechen werden, ist die IM-Injektion. Die Fixierung bei dieser Technik sowohl für Mäuse als auch für Ratten erfordert entweder zwei Personen oder die Verwendung eines Fixierungsschlauchs. Hier beschreiben wir die Ein-Personen-Methode, bei der ein Rückhaltegerät verwendet wird.

Legen Sie zuerst das Tier in die Röhre und ziehen Sie mit den Hinterbeinen nach außen am Schwanz, um das Tier zu positionieren. Fassen Sie als Nächstes die Haut der Flanke am kranialen Teil des Oberschenkelknochens, um das Bein zu strecken und zu verhindern, dass sich das Knie verbiegt. Positionieren Sie dann die Rückhaltevorrichtung, um die Visualisierung der Injektionsstelle zu ermöglichen.

Um den Gesäß-Orientierungspunkt zu identifizieren, lokalisieren Sie die Gesäßmuskelmasse hinter dem Oberschenkelknochen. Der Knochen kann abgetastet werden und der große Muskel ist gut zu spüren. Beachten Sie die Mittellinie, die von der Spitze des Sprunggelenks bis zum Schwanz verläuft. Man kann oft sehen, wie der Kamm, an dem die Haare von der Seiten- und Innenfläche zusammenkommen, in entgegengesetzte Richtungen wächst. Typischerweise werden Injektionen in Richtung des lateralen Aspekts von der Mittellinie aus durchgeführt. Der Gastrocnemius ist der Wadenmuskel und die Injektion in diesen Muskel erfolgt auch am besten von der hinteren Seite.

Für den Gesäßmuskel führen Sie die Nadel an der befindlichen Landmarke bis zu einer maximalen Tiefe von ca. 5 mm ein. Vermeiden Sie es, die Spritze während der Injektion neu zu positionieren, um Muskelschäden zu vermeiden. Aspirieren Sie als nächstes, um sicherzustellen, dass sich die Platzierung innerhalb des Muskels und nicht in einem Blutgefäß befindet. Und schließlich injizieren Sie das Material langsam und gleichmäßig, da eine schnelle Injektion ein Gewebetrauma verursacht. Entfernen Sie die Nadel senkrecht auf dem gleichen Weg wie beim Einstechen. Bei Musculus gastrocnemius die Nadel bis zu einer maximalen Tiefe von 3 mm einführen und die Injektion auf die gleiche Weise wie beim Gesäßmuskel durchführen.

Lassen Sie uns zum Schluss lernen, wie man eine IV-Injektion in die Schwanzvenen von Nagetieren durchführt. Die gleiche Methode ist sowohl für Mäuse als auch für Ratten anwendbar.

Legen Sie das Tier in ein zylindrisches Rückhalterohr und erwärmen Sie den gesamten Körper des Tieres mit einem elektrischen Heizkissen auf MEDIUM für ca. 2-5 Minuten. Erwärmen Sie das Tier weiter, bis sich die Blutgefäße erweitern, d.h. merklich größer werden. Denken Sie daran, dass sich die lateralen kaudalen Schwanzvenen an den Seiten des Schwanzes befinden. Die Arterie, die sich in der ventralen Mittellinie befindet, ist nicht für Injektionszwecke geeignet. Drehen Sie die Rückhaltevorrichtung und positionieren Sie den Schwanz so, dass die seitlichen Schwanzvenen nach oben zeigen und unter Spannung gehalten werden. Üben Sie keine übermäßige Spannung aus, da sonst das Gefäß gedehnt und die Durchblutung vermindert werden kann.

Platzieren Sie die Nadel mit der Abschrägung direkt über dem Blutgefäß so distal wie möglich und üben Sie leichten Druck aus, um die Nadel parallel zur Wirbelsäule in den Schwanz zu schieben. Injizieren Sie das Material in einer langsamen, fließenden Bewegung und beachten Sie, dass das Gefäß blanchiert, wenn das Blut durch das Injektionsmaterial herausgedrückt wird. Wenn die Nadel nicht richtig im Gefäß positioniert ist, entsteht beim Injizieren ein starker Widerstand, und wenn Sie mit Kraft injizieren, füllt das Material den subkutanen Raum aus und der Schwanz bläht sich auf. Stoppen Sie sofort, da das Material, das für die intravenöse Injektion bestimmt ist, für das umgebende Gewebe ätzend sein kann. Ziehen Sie die Nadel zurück und versuchen Sie eine weitere Injektion kranialer am Schwanz. Ziehen Sie nach erfolgreicher Injektion die Nadel zurück und üben Sie Druck auf die Injektionsstelle aus, um eine gute Blutstillung zu gewährleisten, bevor Sie das Tier in den Käfig zurückbringen.

Nachdem Sie nun mit den gängigen Injektionsmethoden vertraut sind, schauen wir uns einige Anwendungen dieser Verabreichungswege an, die über die Verabreichung von Medikamenten hinausgehen.

In mehreren Experimenten wird Mäusen ein bestimmter Erreger injiziert, um eine Infektion zu untersuchen. Hier nutzten die Forscher den subkutanen Weg, um antibiotikaresistente Bakterien einzuführen, die Läsionen verursachen, und die Größe dieser Läsionen diente als Auslese für die Virulenz des Erregers. Verschiedene Wissenschaftler interessieren sich für die Erforschung der Verteilung und des Überlebens von Stammzellen nach systemischer Verabreichung. In dieser Studie führten die Forscher eine Schwanzveneninjektion von genetisch markierten neuralen Stammzellen in einem Multiple-Sklerose-Tiermodell durch und lokalisierten die Verteilung der injizierten Zellen auf das Rückenmark und die Gehirnregionen.

In einem anderen Experiment injizierten Forscher fluoreszenzmarkierte Myoblasten intramuskulär in ein Tiermodell für Muskeldystrophie. Anschließend wurde eine Biolumineszenz durchgeführt, um die erfolgreiche Implantation der Stammzellen zu analysieren. Schließlich können Injektionen auch zur Generierung von Tiermodellen verwendet werden. Diese Wissenschaftler führten eine intraperitoneale Injektion von Dimethylnitrosamin - einem starken Lebertoxin - in männliche Wistar-Ratten durch, um ein Tiermodell der Leberfibrose zu erzeugen, das dann zur Untersuchung der Entwicklung der Lebererkrankung verwendet wurde.

Sie haben gerade den ersten Teil von JoVE über die Verabreichung von Verbindungen gesehen, in dem die häufig verwendeten parenteralen Injektionen besprochen werden. Denken Sie daran, dass der optimale Verabreichungsweg von mehreren Faktoren abhängt, darunter der pH-Wert, das Volumen und die Viskosität der injizierten Lösung. Und jede Technik hat Vor- und Nachteile, die in Bezug auf die experimentellen Bedürfnisse berücksichtigt werden müssen. Wie immer vielen Dank fürs Zuschauen!