Gewinnung von primären Eierstockkrebszellen aus festen Proben: Eine Methode zur Kultivierung von epithelialen Eierstockkrebszellen aus Eierstocktumorproben

0 Ansichten4:35 Min. • April 30th, 2023

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Epithelzellen, die sich auf der äußeren Oberfläche des Eierstocks befinden, können sich bösartig in Krebszellen verwandeln, die zu Eierstocktumoren heranwachsen können.

Um diese epithelialen Eierstockkrebszellen oder EOCs zu isolieren, beginnen Sie damit, eine Eierstocktumorprobe zu entnehmen und sie in kleine Stücke zu zerkleinern. Die zerkleinerten Stücke werden in ein Röhrchen überführt, das einen Verdauungspuffer enthält, der mit dem gewünschten Proteaseenzym ergänzt ist.

Diese Proteasen bauen die extrazellulären Matrixproteine im Gewebe ab und setzen EOC-Zellen, Erythrozyten und einige dissoziierte Fibroblasten in Suspension frei.

Filtrieren Sie den Zellschlamm durch ein Sieb, um die suspendierten Einzelzellen von undissoziierten Gewebestücken zu trennen. Zentrifugieren Sie die Suspension, um die EOC-Zellen, Erythrozyten und Fibroblasten zu pelletieren. Entsorgen Sie den enzymhaltigen Überstand.

Resuspendieren Sie das Zellpellet in ein epitheliales Wachstumsmedium und überführen Sie es in eine Kulturschale. Inkubieren Sie die Kultur, damit sich die EOC-Zellen und Fibroblasten an den Boden der Schale anheften können, während die Erythrozyten im Medium schwimmen.

Entfernen Sie die suspendierten Erythrozyten, indem Sie das Medium auffrischen. Im Laufe der Zeit erleichtert das Medium das selektive Wachstum von EOC-Zellen über Fibroblasten, um eine Monoschicht aus primären Eierstockkrebszellen zu bilden.

Entnehmen Sie die Probe aus dem OP und transportieren Sie sie auf Eis zum Labor. Legen Sie die Probe noch im transportierten Behälter in eine biologische Sicherheitshaube. Übertragen Sie die Probe aus einem konischen 50-Milliliter-Röhrchen in eine 60 Millimeter x 60 Millimeter große Petrischale, in der sich 10 Milliliter frisches, eiskaltes PBS befinden.

Schneiden Sie anschließend die Probe mit einer sterilen Rasierklinge weiter in 2 Millimeter oder kleinere Stücke. Behandeln Sie dann DMEM mit Dispase II in einem konischen 15-Milliliter-Röhrchen. Übertragen Sie das zerkleinerte Gewebe in das DMEM-Dispase-II-Mischröhrchen. Inkubieren Sie die Probe dann 30 Minuten lang bei 5 % Kohlendioxid und 37 Grad Celsius. Rühren Sie die Zellaufschlämmung alle fünf Minuten manuell um, um eine optimale Verdauung zu gewährleisten.

Nach der Inkubation wird die Zellaufschlämmung durch ein 70-Mikrometer-Netzzellensieb geleitet, das auf einem konischen 50-Milliliter-Röhrchen platziert ist. Üben Sie mit einem Spritzenkolben vorsichtig Druck auf das Netz aus. Entsorgen Sie das auf dem Netz verbleibende undissoziierte Gewebe und sammeln Sie die erhaltene Zellsuspension in dem sterilen konischen 50-Milliliter-Röhrchen.

Als nächstes zentrifugieren Sie das konische Röhrchen bei 320 x g sieben Minuten lang bei 4 Grad Celsius. Der Überstand wird verworfen und das Zellpellet in 10 Millilitern DMEM, das 10 % FBS und 1 % PS enthält, resuspendiert. Übertragen Sie dann die Zellsuspension in eine Petrischale und inkubieren Sie die Suspension bei 5 % Kohlendioxid und 37 Grad Celsius. Wechseln Sie das Medium 24 Stunden nach der ersten Beschichtung, um die Zelltrümmer und die Mehrheit der in der Kultur vorhandenen Erythrozyten zu entfernen.

Wechseln Sie schließlich das Medium in den folgenden zwei Wochen alle drei Tage, danach sind die Kulturen der primären EOC-Zellen bereit für nachgelagerte Anwendungen.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026