Name: Experimentelle Endokarditis Modell von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) in Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-04T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 46 s
Description: Lernen Sie die Etablierung eines experimentellen Endokarditis-Modells bei Ratten mit MRSA. Diese Methode nutzt chirurgische Katheter und Schwanzveneninjektion zur Infektion. Sie ermöglicht die Untersuchung von Virulenzfaktoren und antimikrobieller Wirksamkeit in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde von der US National Institutes of Health [Zuschuss R01AI-39108 zu ASB] und der American Heart Association [Zuschüsse SDG 0630219N und AID 09GRNT2180065 zu YQX].

1. Vorbereiten der MRSA-Stämme für Infektionsforschung <ol><li> Impfen eine Öse MRSA Kultur aus einem Vorrat Rohr bei -80 ° C zu einer Schafblut Trypticase Soy Agar (TSA) Platte (siehe Tabelle der spezifischen Reagenzien und Ausrüstung), und inkubieren Sie bei 37 ° C über Nacht. </li><li> Überprüfen Sie die Reinheit der Kultur auf das Blut-Agar-Platte (ähnlich Kolonie Phänotypen), um sicherzustellen, gibt es keine Kontamination. </li><li> Wählen Sie eine Kolonie aus dem Schafblut TSA-Platte und beimpfen die Kolonie in 5 ml Trypton-Soja-Bouillon (TSB) in einem 15 ml-Snap-Röhrchen. </li><li> Bei 37 ° C über Nacht unter Schütteln bei 200 UpM. </li></ol> 2. Vorbereiten Chirurgie Katheter Schneiden Sie Polyethylenschlauch (PE10;. Becton Dickinson, Best.-Nr. 427401) bis 10 cm Länge, und schmelzen Sie ein Ende, indem Sie die Spitze mit einer sterilen Pinzette. Der Zweck Abdichten eines Endes des Katheters ist, um eine Blutung während der Katheterisierung zu vermeiden. 3. Pre-enurgery Vorbereitung und Anästhesie <ol><li> Ort Sprague-Dawley Ratten (Harlan, Indianapolis, Ind. weiblich, 250-300 Gramm) in einer Kammer mit Isofluran-Sauerstoff-Gasgemisch (50%: 50%), bis die Betäubung wirksam wird (z. B. Muskeln sind entspannt und Pedal Reflexe fehlen ) und verwalten Tiere in einer anästhesierten Zustand während der Operation mit dem Gasgemisch. </li><li> Reinigen Sie die Hals-Bereich von Kinn bis knapp unterhalb des Brustbeins mit Betadin und 70% Ethanol. </li></ol> 4. Chirurgisches Vorgehen <ol><li> Verwenden steriler Technik in der Chirurgie. Einen Einschnitt (1-1,5 cm) vertikal nur durch die Hautschicht des Halses über dem Brustbein. </li><li> Mit einem stumpfen Instrument trennen die Faszie an der rechten Halsschlagader mit 2 Paar gebogene Hakenpinzette aussetzen. </li><li> Ziehen Sie die Arterie nach oben aus Hals Hohlraum, und Platz zwei 10 cm Länge der Seidenfaden unter der Arterie und bindet von der Arterie an der exponierten Kopfende, platzieren Sie einen Clip auf der artery, um eine Blutung zu verhindern. </li><li> Machen Sie ein kleines Loch in der Spitze der Arterie mit einem Katheter Einführhilfe (Becton Dickinson, Bestell-Nr. 406999), legen Sie einen Katheter mit einer Pinzette durch das Loch in der Arterie, entfernen Sie den Clip und drücken Sie den Katheter zum Herzen hin, bis ein Widerstand erfüllt ist. </li><li> Binden Sie die losen Fäden rund um den kaudalen Ende der Arterie und sichern Sie den Katheter an Ort und Stelle mit dem seidenen Faden, wenn der Katheter ist an Ort und Stelle, wie bestimmt durch: i) die Länge der Katheter eingeführt (4-5 cm), ii) Widerstand gegen eine weitere Förderung und iii) Pulsation des Katheters mit dem Herzschlag. Lassen Sie den Katheter an Ort für den Rest des Experiments. </li><li> Schneiden Sie überschüssige Faden und Katheter Enden, und stellen Sie sicher, dass es keine Blutung aus dem Katheter. Stecken Sie die losen Enden unter die Haut des Halses und schließen Sie die Haut mit Haut-Clips. </li><li> Legen Sie die Ratte im Käfig an einem warmen Ort, bis von der Narkose erholt und bieten Nahrung und Wasser. Überprüfen Sie die Ratte häufig während undnach dem Erwachen aus der Narkose. </li><li> Diese Operation ist eine &quot;Kategorie E&quot;-Verfahren. Die Verfahren produziert Schmerz ist unrelieved von Analgetika seit MRSA-Infektionen begleitende Leiden für die Tiere. </li></ol> 5. MRSA-Infektion <ol><li> Eine Infektion kann zwischen 1 und 7 Tagen nach der Operation durchgeführt werden, aber halten Sie innerhalb von Experimenten konsistent. </li><li> Sauberkeit Rattenschwanz mit 70% Ethanol und 0,5 ml Injektion MRSA an einer gewünschten Zellen (Oktober 4 - Oktober 6 cfu / Tier für den S.-aureus-Stämme). Mit 27 G 1/2 Zoll Nadel intravenös aus der Schwanzvene Achtung : MRSA-Kultur gehört zu Biosicherheitsstufe 2 (BSL2) und hat eine mäßige potenzielle Gefahr für Mensch und Umwelt. </li><li> Halten Sie Druck auf der Baustelle, bis eine Blutstillung vor der Rückkehr der Ratte in den Käfig. </li></ol> 6. Sacrifice Ratten und Kultur Zielgewebe <ol><li> Opfer Ratten durch ip-Injektion von Natriumpentobarbital (200 mg/ Kg) nach 1 bis 6 Tage nach der Infektion. </li><li> Legen Sie die Ratte auf den Rücken und wischen Sie die Brust mit 70% Ethanol. </li><li> Machen Sie einen V-förmigen Schnitt im Brustkorb unterhalb Brustbein, und schneiden Sie die Knorpel der Rippen auf beiden Seiten des Brustbeins, um das Herz freizulegen. </li><li> Ziehen Sie das Herz sanft und Clip durch das Herzgewebe nahe an der Aorta und sezieren bis das Herz zu befreien. </li><li> Legen Sie die Innenstadt, in einer sterilen Petrischale mit 4x4 Zoll Gaze innen, machen Sie einen Schnitt durch die linksventrikuläre Innenwand und öffnen Sie den linksseitigen Kammer. </li><li> Überprüfen Sie visuell auf Katheterplatzierung. Untersuchen und entfernen Vegetationen aus dem Ventil mit Schere und Pinzette. </li><li> Wiegen und Homogenisierung der Vegetation und machen serielle Verdünnungen mit PBS für quantitative Kultur. </li></ol> 7. Repräsentative Ergebnisse Unmittelbar nach dem Einsetzen des Katheters in die Arterie und schiebt den Katheter etwa 4-5 cm in Richtung des Herzens, wird ein Widerstand sein ErfahCED. Wenn kein Widerstand gemessen wird, kann der Katheter nicht erfolgreich in die linke Seite des Herzens Kammer eingeführt worden sind, wozu auch der Platzierung des Katheters zu beeinträchtigen. Eine korrekte Platzierung des Katheters zuvor veröffentlicht 9 ist in Abbildung 1 dargestellt. Ein Teil der MRSA-Infektion Proben müssen quantitative kultivierten die sicherstellen, dass die genaue lebensfähige Keimzahl für die Infektion und die Reinheit der Probe Infektion. Darüber hinaus sollten die Organismen gewonnen aus Vegetationen die gleichen wie die in dem Inokulum verwendet werden. Tabelle 1 zeigt ein Beispiel für die Virulenz eines S. aureus-Stamm in der Ratte Endokarditis-Modell die bisher 9 veröffentlicht wurde. Alle Tiere mit Inokula von 10 5 und 10 6 cfu herausgefordert und geopfert zwischen 3 bis 6 Tage nach der Infektion entwickelt endocardits mit hoher S. aureus Dichten der kardialen Vegetationen sowie Niere und Milz ( <strong&gt; Tabelle 1). Ratten, die mit sterilen Ventil Kulturen gelten als nicht infizierte. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3863/3863fig1.jpg" /> Abbildung 1. Der Katheter ist in einem richtigen Stelle (linke Seite der Herzkammer), und zahlreiche Vegetationen sichtbar sind rund um die Aortenklappen 9. <table border="1"><tbody><tr><td> Inokulum (Anzahl der Animas) </td><td colspan="3"> Mittleren log 10 KBE / g Gewebe ± SD ein in: </td></tr><tr><td></td><td> Vegetation </td><td> Niere </td><td> Milz </td></tr><tr><td> 10 6 KBE / Tier (9) </td><td> 10,36 ± 0,85 </td><td> 7,30 ± 0,64 </td><td> 6,70 ± 0,57 </td></tr><tr><td> 10 5 CFU / Tier (8) </td><td> 9,93 ± 0,53 </td><td> 7,14 ± 0,53 </td><td> 6,44 ± 0,63</td></tr><tr><td> 10 4 KBE / Tier (7) </td><td> 3,46 ± 0,50 * </td><td> 1,81 ± 0,74 * </td><td> 1,58 ± 0,59 * </td></tr></tbody></table> eine SD, Standardabweichung. P &lt;0,001 in Bezug auf 10 5 oder 10 6 CFU-Challenge Tieren. Tabelle 1. S. aureus Dichte der kardialen Vegetationen mit verschiedenen Inokula in der Ratte Endokarditis Modell 9.

<ol><li>Petti, C. A., Fowler, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staphylococcus+aureus+bacteremia+and+endocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiol.+Clin%22%5BJournal%5D)">Staphylococcus aureus bacteremia and endocarditis.</a> Cardiol. Clin. 21, 219-233 (2003).</li>
<li>Bashore, T. M., Cabell, C., Fowler, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Update+on+infective+endocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Probl.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Update on infective endocarditis.</a> Curr. Probl. Cardiol. 31, 274-352 (2006).</li>
<li>Fowler, V. G. Jr, Justice, A., Moore, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+hematogenous+complications+of+intravascular+catheter-associated+Staphylococcus+aureus+bacteremia%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Risk factors for hematogenous complications of intravascular catheter-associated Staphylococcus aureus bacteremia.</a> Clin. Infect. Dis. 17, 313-320 (1993).</li>
<li>Wisplinghoff, H., Bischoff, T., Tallent, S. M., Seifert, H., Wenzel, R. P., Edmond, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nosocomial+bloodstream+infections+in+US+hospitals%3A+analysis+of+24%2C179+cases+from+a+prospective+nationwide+surveillance+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study.</a> Clin. Infect. Dis. 39, 309-317 (2004).</li>
<li>Hoen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Special+issues+in+the+management+of+infective+endocarditis+caused+by+gram-positive+cocci%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Dis.+Clin.+North+Am%22%5BJournal%5D)">Special issues in the management of infective endocarditis caused by gram-positive cocci.</a> Infect Dis. Clin. North Am. 16, 437-452 (2002).</li>
<li>Moise, P. A., Hershberger, E., Amodio-Groton, M. I., Lamp, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+clinical+outcomes+when+utilizing+high-dose+%28%3E+or+%3D8+mg%2Fkg%29+daptomycin+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Pharmacother%22%5BJournal%5D)">Safety and clinical outcomes when utilizing high-dose (> or =8 mg/kg) daptomycin therapy.</a> Ann. Pharmacother. 43, 1211-1219 (2009).</li>
<li>Sakoulas, G., Brown, J., Lamp, K. C., Friedrich, L. V., Lindfield, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+outcomes+of+patients+receiving+daptomycin+for+the+treatment+of+Staphylococcus+aureus+infections+and+assessment+of+clinical+factors+for+daptomycin+failure%3A+a+retrospective+cohort+study+utilizing+the+Cubicin+Outcomes+Registry+and+Experience%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Ther%22%5BJournal%5D)">Clinical outcomes of patients receiving daptomycin for the treatment of Staphylococcus aureus infections and assessment of clinical factors for daptomycin failure: a retrospective cohort study utilizing the Cubicin Outcomes Registry and Experience.</a> Clin. Ther. 31, 1936-1945 (2009).</li>
<li>Xiong, Y. Q., Willard, J., Kadurugamuwa, J. L., Yu, J., Francis, K. P., Bayer, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+in+vivo+bioluminescent+imaging+for+evaluating+the+efficacy+of+antibiotics+in+a+rat+Staphylococcus+aureus+endocarditis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrob.+Agents+Chemother%22%5BJournal%5D)">Real-time in vivo bioluminescent imaging for evaluating the efficacy of antibiotics in a rat Staphylococcus aureus endocarditis model.</a> Antimicrob. Agents Chemother. 49, 380-387 (2005).</li>
<li>Peerschke, E. I., Bayer, A. S., Ghebrehiwet, B., Xiong, Y. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((gC1qR%2Fp33+blockade+reduces+Staphylococcus+aureus+colonization+of+target+tissues+in+an+animal+model+of+infective+endocarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Immun%22%5BJournal%5D)">gC1qR/p33 blockade reduces Staphylococcus aureus colonization of target tissues in an animal model of infective endocarditis.</a> Infect. Immun. 74, 4418-4423 (2006).</li>
<li>Ganesh, V. K., Rivera, J. J., Smeds, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+structural+model+of+the+Staphylococcus+aureus+ClfA-fibrinogen+interaction+opens+new+avenues+for+the+design+of+anti-staphylococcal+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathog%22%5BJournal%5D)">A structural model of the Staphylococcus aureus ClfA-fibrinogen interaction opens new avenues for the design of anti-staphylococcal therapeutics.</a> PLoS Pathog. 4, e1000226(2008).</li>
<li>Boles, B. R., Horswill, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staphylococcal+biofilm+disassembly%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Staphylococcal biofilm disassembly.</a> Trends Microbiol. , (2011).</li>
<li>Tseng, C. W., Sanchez-Martinez, M., Arruda, A., Liu, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+Infection+of+Methicillin+Resistant+Staphylococcus+Aureus+%28MRSA%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous Infection of Methicillin Resistant Staphylococcus Aureus (MRSA).</a> J. Vis. Exp. (48), e2528(2011).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die Ratte Endokarditis ist eine wichtige und gut charakterisierten Tiermodell für in vivo-Studien in der Pathogenese und Antibiotika in der Behandlung von bakteriellen Infektionen 9-11. Darüber hinaus stellt Ratte Endokarditis Modell eines Verbundes von akuter und sub-akute Infektionen, und ahmt menschlichen Gegenüber und menschlichen nativen Klappe Endokarditis. Darüber hinaus begleitet von einer in Dauerkatheter, stellt sie eine klassische Biofilm-assoziierte Infektionen, eine gemeinsame und schwie...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Blutagarplatte, 5% Schafblut in Trypticase Soy Agar (TSA) </td><td> Hardy Diagnostics </td><td> A10BX </td><td></td></tr><tr><td> Trypticase Soy Broth (TSB) </td><td> Becton Dickinson </td><td> 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Schüttelinkubator </td><td> Labnet </td><td> I5311-DS </td><td></td></tr><tr><td> Polyethylen-Rohr </td><td> Becton Dickinson </td><td> 427401 </td><td></td></tr><tr><td> Kathetereinführvorrichtung </td><td> Becton Dickinson </td><td> 6999 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isofluorance </td><td> Western Medical Suppy, Inc. </td><td> 2147 </td><td> Folgen Sie Sicherheit und Handhabung Informationen </td></tr><tr><td> Chirurgische Instrumente </td><td> Fine Science Tools und Biomedical Research Instruments, Inc. </td><td></td><td> Finden Sie die Instrumente aus den beiden Unternehmen für Ihre Bedürfnisse </td></tr></tbody></table>

experimentelle endokarditis modell von methicillin-resistenten<em&gt; staphylococcus aureus</em&gt; (mrsa) in ratten

Experimental Endocarditis Model of Methicillin Resistant Staphylococcus aureus (MRSA) in Rat

Endovaskuläre Infektionen, einschließlich Endokarditis, sind lebensbedrohliche Infektionskrankheiten Syndrome 3.1. Staphylococcus aureus ist der häufigste weltweit Ursache solcher Syndrome mit inakzeptabel hohen Morbidität und Mortalität sogar mit geeigneten antimikrobiellen Wirkstoff Behandlungen 4-6. Der Anstieg der Infektionen durch Methicillin-resistente S. aureus (MRSA), haben die hohen Raten von Vancomycin klinischen Therapieversagen und wachsenden Probleme von Linezolid und Daptomycin Widerstand alle weiter kompliziert die Behandlung von Patienten mit solchen Infektionen, und führte zu hohen Kosten im Gesundheitswesen 7, 8. Darüber hinaus ist zu betonen, dass die meisten bisherigen Studien mit Antibiotika Ergebnisse in klinischen Umgebungen zugrunde gelegt wurden, so dass sie möglicherweise auch durch den Host Faktoren variiert von Patient zu Patient beeinflusst werden. Daher ist ein Tiermodell der endovaskulären Infektion in dem Host-Faktoren sind ähnlich von Tier zu Tier mehrentscheidend für mikrobielle Pathogenese als auch die Wirksamkeit neuer antimikrobieller Substanzen zu erforschen. Endokarditis bei Ratte ist ein etabliertes Tiermodell, der nahe menschlichen nativen Klappe Endokarditis. Dieses Modell wurde genutzt, um die Rolle von bestimmten Staphylokokken-Virulenzfaktoren und die Wirksamkeit von Antibiotika-Behandlungsregime für Staphylokokken-Endokarditis zu untersuchen. In diesem Bericht beschreiben wir die experimentellen Modell Endokarditis durch MRSA, die verwendet werden, um bakterielle Pathogenese und Reaktion auf Antibiotika-Behandlung untersucht werden konnte.

Experimentelle Ratte Endokarditis Modell durch Methicillin-resistente<em&gt; S. aureus</em&gt;.

Experimentelle Endokarditis Modell von Methicillin-resistenten<em&gt; Staphylococcus aureus</em&gt; (MRSA) in Ratten

Endovaskuläre Infektionen, einschließlich Endokarditis, sind lebensbedrohliche Infektionssyndrome1-3. Staphylococcus aureus ist weltweit die häufigste Ursache ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein experimentelles Modell der infektiösen Endokarditis bei Ratten zu etablieren. Dies wird erreicht, indem zunächst aureus kultiviert und Operationskatheter zur Infektion vorbereitet werden. Anschließend wird der Operationsbereich präpariert und das Tier anästhesiert.Nachdem das Tier anästhesiert wurde, wird ein Katheter über die rechte Arteria carotis in Richtung Herz vorgeschoben. Im letzten Schritt erfolgt die Infektion der Tiere mittels Injektion von aureus in die Schwanzvene. Abschließend werden die Zielgewebe disseziert und zur quantitativen Kultur vorbereitet.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, wie beispielsweise einem schnellen Endokarditis-Modell, liegt darin, dass das rote Endokarditis-Modell mit dem In-vivo-Bildgebungssystem Ivus verwendet werden kann. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der oralen Pathogenese zu beantworten, beispielsweise bezüglich der Virulenz und der Wirksamkeit antimikrobieller Wirkstoffe. Im Allgemeinen werden Personen, die neu in dieser Technik sind, Schwierigkeiten haben, da der chirurgische Eingriff anspruchsvoll ist.Inokulieren Sie zunächst mit einem Schleifer eine volle Menge der M SSA-Kultur aus einer gefrorenen Aufzucht auf eine Schafblut-Triptikase-Soja-Agarplatte. Inkubieren Sie die Kultur über Nacht bei 37 Grad Celsius, nachdem Sie sichergestellt haben, dass keine Kontamination vorliegt. Wählen Sie eine Kolonie von der Platte aus und verwenden Sie diese, um fünf Milliliter Trypsoy-Bouillon in einem 15-Milliliter-Schraubkappenröhrchen zu beimpfen.Inkubieren Sie das Inokulum über Nacht bei 37 Grad Celsius in einem schüttelnden Inkubator. Stellen Sie 200 U/min ein, um zunächst die Katheter vorzubereiten. Schneiden Sie Polyethylenrohre in 10 cm lange Stücke und sterilisieren Sie die Katheter 30 Minuten lang in einer Cex-Desinfektionslösung.Als Nächstes wird ein Ende eines sterilisierten Schlauchs erhitzt, indem die Spitze mit einer erhitzten, sterilen Pinzette zusammengedrückt wird, um einen Katheter zu formen, der vom rechten Arteria-carotis-Kanal in das linke Ventrikelinnere vordringt und beim Herzschlag das Endokard beschädigt. Anschließend wird die Ratte betäubt, indem sie in eine Kammer mit einem Gemisch aus Isofluran und Sauerstoff im Verhältnis 1:1 gebracht wird, bis die Narkose wirkt. Die Narkose wird bestätigt, indem überprüft wird, ob die Muskeln entspannt sind und keine Fußreflexe auslösbar sind.Und halten Sie einen anästhetisierten Zustand während der Operation mittels einer Nasenkonne, die mit der Gasmischung verbunden ist, aufrecht. Reinigen Sie den Operationsbereich während der gesamten Operation unter sterilen Bedingungen mit Betadine und 70 %igem Ethanol. Legen Sie die Ratte in Rückenlage und führen Sie einen vertikalen Schnitt durch die Hautschicht des Halses oberhalb des Brustbeins mittels stumpfer Dissektion.L&ouml;sen Sie die Faszie, um die rechte Arteria carotis zu freilegen. Die rechte Arteria carotis befindet sich knapp rechts der Mittellinie &uuml;ber den Schl&uuml;sselbeinen. Heben Sie die Arterie vorsichtig aus der Halsgegend heraus und legen Sie zwei 10 Zentimeter lange Seidenlitzen unter die Arterie, um ihr exponiertes zephalad gerichtetes Ende abzubinden.Bringen Sie dann eine Klemme an der Arterie an, um Blutungen zu verhindern. Erzeugen Sie mit einer Kathetereinführhilfe unter Verwendung einer Pinzette ein kleines Loch an der Spitze der Arterie. Führen Sie das offene Ende des Katheters durch das Loch in der Arterie ein.Entfernen Sie die Klammer und schieben Sie den Katheter in Richtung Herz. Bis ein Widerstand spürbar ist, sollte der Katheter korrekt eingeführt werden und vier bis fünf Zentimeter in die Arterie hineinragen, wobei er im Rhythmus des Herzschlags des Rattens pulsieren muss. Sobald der Katheter richtig sitzt, binden Sie eine lose Naht um das distale Ende der Arterie und fixieren Sie den Katheter an seiner Position.Den überschüssigen Faden und die Katheterenden mit der Seidennaht abschneiden und anschließend die Enden unter der Haut des Halses verstauen. Die Haut mit Hautclips verschließen. Die Ratte in einen sauberen Käfig stellen und an einem warmen Ort belassen, bis sie sich von der Narkose erholt hat.Stellen Sie Futter und Wasser bereit und kontrollieren Sie die Ratte sowohl während als auch nach der Erholungsphase regelmäßig. Die Infektion kann zwischen einem und sieben Tagen nach der Operation durchgeführt werden, wobei der Zeitpunkt innerhalb von Experimenten konsistent bleiben sollte. Reinigen Sie den Schwanz der Ratte mit 70 % Ethanol und injizieren Sie 0,5 Milliliter der MRSA-Kultur in die gewünschte Zelle.In die Schwanzvene injizieren. Mit einer 27-Gauge-Halbzoll-Nadel Druck auf die Injektionsstelle ausüben, bis jede Blutung gestoppt ist, bevor die Ratte in ihren Käfig zurückgebracht wird. Nach der Tötung der Ratte die Brust mit 70 %igem Ethanol abwischen und dann einen V-förmigen Schnitt unterhalb des Brustbeins in die Brust vornehmen.Schneiden Sie den Knorpel der Rippen auf jeder Seite des Brustbeins durch. Um das Herz freizulegen, heben Sie es vorsichtig an und durchtrennen Sie das Gewebe nahe der Aorta, indem Sie nach oben präparieren, um das Herz zu lösen. Legen Sie das Herz auf eine sterile Petrischale, die mit einem 10 cm × 10 cm großen Gazetuch ausgelegt ist, und schneiden Sie anschließend durch die innere Wand des linken Ventrikels, um die linke Herzkammer zu öffnen.Überprüfen Sie die korrekte Katheterplatzierung und entfernen Sie diesen anschließend. Untersuchen und entfernen Sie Vegetationen von der Herzklappe mit Schere und Pinzette. Entfernen Sie außerdem die Nieren und die Milz, und nachdem Sie das Gewebe und die Vegetationen gewogen und homogenisiert haben, stellen Sie serielle Verdünnungen in PBS für die quantitative Kultur her.Hier ist ein korrekt positionierter Katheter dargestellt, wie durch den linken Pfeil angezeigt. Er erstreckt sich über die Aortenklappe und in die linke Herzkammer hinein, und zahlreiche Vegetationen sind um die Aortenklappe herum sichtbar, wie durch die mittleren und rechten Pfeile angezeigt. Diese Tabelle liefert ein Beispiel für die Virulenz eines ssus-Stamms im Ratten-Endokarditis-Modell.Alle Tiere, die mit einem Inokulum von 10 hoch 5 und 10 hoch 6 KBE herausgefordert wurden, entwickelten eine Endokarditis mit hohen Ssus-Dichten in den Herzvegetationen sowie in den Nieren und der Milz. Sobald der chirurgische Eingriff beherrscht ist, kann er innerhalb von 10 Minuten durchgeführt werden, wenn er ordnungsgemäß ausgeführt wird.Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, das Tier während der Operation und danach in einem überwachten Zustand zu halten. Nach diesem Verfahren können weitere Methoden wie IVUS angewendet werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise die Echtzeitüberwachung der Wirksamkeit antimikrobieller Wirkstoffe sowie die in-vivo-Genexpression nach deren Entwicklung. Diese Technik ebnet Forschern auf dem Gebiet von *Staphylococcus aureus* und Infektionen den Weg, um dessen pathogene Virulenzfaktoren bei endovaskulären Infektionen zu untersuchen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man ein experimentelles Endokarditis-Modell bei Ratten etabliert. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit MRA äußerst gefährlich sein kann und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen eines Laborkittels und von Handschuhen zu beachten sind, während Sie dieses Verfahren durchführen.

experimental-endocarditis-model-methicillin-resistant-staphylococcus

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Das Rattenmodell der akuten Myokardinfarkt (AMI) ist nützlich, um die Folge eines MI auf die kardiale pathophysiologischen und physiologischen Funktion zu untersuchen.

Akuter Myokardinfarkt bei Ratten

Murine Haut-und Weichteilinfektionen Infektionen Modell ist für die Beurteilung der Virulenz Funktion von Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) und dem Host-Immunreaktionen eingesetzt. Hier präsentierten wir eine subkutane Infektion Modell für Haut-und Weichteilinfektionen.

Subkutane Infektion von Methicillin-resistenten Staphylococcus Aureus (MRSA)

Streptococcus pneumoniae bildet diskrete, nicht eitrige mikroskopische Läsionen im Herzen. Dargestellt ist das Protokoll für ein Mausmodell der kardialen Mikroläsionsbildung. Es werden Anweisungen zur Visualisierung von Mikroläsionen mittels Mikroskopie, zur Unterscheidung zwischen frühen und späten Mikroläsionen und Methoden zum Nachweis des kardialen Umbaus im Herzen von Rekonvaleszenten gegeben.

Visualisierung<em&gt; Streptococcus pneumoniae</em&gt; Innerhalb Cardiac Mikroläsionen und anschließende Herz Remodeling

Ein Ansatz ist für Echtzeit-Erkennung der angeborenen Immunantwort zu kutanen Verwundung und Staphylococcus Aureus Infektion der Mäuse beschrieben. Durch Vergleich LysM EGFP Mäuse (die fluoreszierenden Neutrophile besitzen) mit einem LysM EGFP immungeschwächte Maus Sorte gekreuzt, wir vorab unser Verständnis der Infektion und der Entwicklung von Ansätzen zur Bekämpfung der Infektion.

Ein Mausmodell zu beurteilen, angeborene Immunantwort auf Staphylococcus Aureus -Infektion

Das Protokoll beschreibt ein neuartiges In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen, bei dem ein K-Draht-Implantat aus Edelstahl mit biolumineszierendem Staphylococcus aureus Xen36 infiziert ist. Die bakterielle Belastung wird longitudinal mit biolumineszierender Bildgebung überwacht und mit koloniebildenden Einheitenzählungen nach Euthanasie bestätigt.

In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen

Wir beschreiben die Erstellung eines Rattenmodells von drucküberlastinduzierter moderater Umgestaltung und frühsystolischer Dysfunktion, bei der Signaltransduktionswege aktiviert werden, die an der Einleitung des Umbauprozesses beteiligt sind. Dieses Tiermodell wird bei der Identifizierung molekularer Ziele für die Anwendung von frühtherapeutischen Anti-Remodeling-Strategien für Herzinsuffizienz helfen.

Ein Rattenmodell von Drucküberlastung induziert moderate Remodeling und systolische Dysfunktion im Gegensatz zu overt systolische Herzinsuffizienz

Hier stellen wir ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell an Ratten vor.

Ein reproduzierbares intensivstationsorientiertes Endotoxinmodell bei Ratten

Das Myokardischämie-Reperfusionsmodell des Rattenherzens wird durch die Verwendung eines selbst hergestellten Retraktors, einer Polyvinylchloridröhre und einer einzigartigen Knotenmethode verbessert. Die Ergebnisse der Elektrokardiogramm-, Triphenyltetrazoliumchlorid- und histologischen Färbung sowie die Ergebnisse der prozentualen Überlebensanalyse zeigten, dass die verbesserte Modellgruppe höhere Erfolgs- und Überlebensraten aufweist als die bereits bestehende Modellgruppe.

Verbessertes Nagetiermodell der Myokardischämie und Reperfusionsverletzung

In dieser Arbeit wird ein Tiermodell der endothelial-mesenchymalen Transitions-induzierten Fibrose vorgestellt, wie sie bei angeborenen Herzfehlern wie der kritischen Aortenstenose oder dem hypoplastischen Linksherzsyndrom auftritt, das eine detaillierte histologische Gewebebewertung, die Identifizierung regulatorischer Signalwege und die Erprobung von Behandlungsoptionen ermöglicht.

Ein neonatales heterotopes Rattenherztransplantationsmodell zur Untersuchung des Übergangs von Endothel zu Mesenchym

Staphylococcus aureus (S. aureus) hat die Fähigkeit, sich im ganzen Körper zu verbreiten und anhaltende und wiederkehrende Infektionen zu verursachen. Um diese Prozesse besser zu verstehen, wird in dieser Studie ein intrazelluläres Infektionsmodell für S. aureus etabliert. Dieses Modell wird eine entscheidende Grundlage für die Untersuchung der Mechanismen hinter intrazellulären Infektionen liefern.

Entwicklung und Bewertung von intrazellulären Infektionsmodellen für Staphylococcus aureus

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Mausmodell, das mittels subkutaner dorsaler Implantation implantatassoziierte Infektionen untersucht, was eine umfassende Untersuchung pathophysiologischer Mechanismen ermöglicht und die Entwicklung diagnostischer Kriterien mit gezielten therapeutischen Strategien unterstützt.

Tiermodell für implantatassoziierte Infektionen bei Mäusen

Lernen Sie die Etablierung eines experimentellen Endokarditis-Modells bei Ratten mit MRSA. Diese Methode nutzt chirurgische Katheter und Schwanzveneninjektion zur Infektion. Sie ermöglicht die Untersuchung von Virulenzfaktoren und antimikrobieller Wirksamkeit in vivo.

Experimentelle Endokarditis Modell von Methicillin-resistenten

Weitere Videos entdecken