Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments ist es, die Demyelinisierung im Sehnerv in vivo zu überwachen. Dies wird erreicht, indem zunächst Mikroelektroden über der Sehrinde implantiert werden. In einem zweiten Schritt wird Lyin in den Sehnerv mikroinjiziert, was zu einer fokalen Demyelinisierung führt.

Anschließend können visuell evozierte Potenzialaufnahmen gemacht werden. Letztendlich zeigt die Regressionsanalyse eine starke lineare Korrelation zwischen der visuell evozierten potenziellen Latenzverzögerung und der Lautstärke. Dieses Video zeigt unsere Technik zur Aufzeichnung visuell evozierter Potentiale von Ratten.

Mit implantierten Schädelelektroden demonstrieren wir auch eine Technik zur fokalen Demyelinisierung des Sehnervs mittels Mikroinjektionstechnik. Alle Experimente werden hier in unserem Labor an der Medizinischen Fakultät der Macquarie University durchgeführt. Die Technik wird von Nitin Chichi, unserem Doktoranden, demonstriert: Um eine erwachsene Ratte, die älter als 12 Wochen ist, vor Beginn der Operation mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin und Meine zu betäuben.

Überprüfen Sie, ob keine Entzugsreflexe vorhanden sind. Seien Sie darauf vorbereitet, je nach Bedarf 10%ige Dosen Ketamin zu verabreichen, um alle Reflexe zu behandeln, die während der Operation zum Tier zurückkehren sollten. Rasieren Sie anschließend die Haut an der Operationsstelle und legen Sie das Tier dann auf ein Wärmekissen, um die Vorbereitungen abzuschließen.

Schrubben Sie die Haut mit Povidon-Jod, drapieren Sie das Tier und tragen Sie eine Augensalbe auf. Achten Sie auch darauf, die Asepsis mit sterilen Instrumenten aufrechtzuerhalten. Um die Operation zu beginnen, machen Sie einen Längsschnitt der Haut an der Mittellinie des Kopfes.

Befreien Sie dann das Bindegewebe, um eine gute Freilegung des Schädels zu erhalten. Anschließend setzen Sie mit einer Mikro-Handbohrmaschine vorsichtig kleine Bohrlöcher sieben Millimeter hinter dem bgma und drei Millimeter lateral zur Mittellinie in die Löcher. Implantieren Sie Elektroden durch den Schädel und etwa 0,5 Millimeter in die Hirnrinde.

Implantieren Sie dann eine Referenzschraubenelektrode auf der Mittellinie, je nach Bedarf drei Millimeter rostral zum bgma. Tragen Sie Zahnzement auf, um die Schraubenelektroden zu umhüllen und zu fixieren. Zum Schluss die Haut zunähen.

Die Elektroden können freigelegt werden, so dass die Haut nicht bei jeder Aufnahme neu geöffnet werden muss. Verabreichen Sie nun schnell ein nichtsteroidales entzündungshemmendes Medikament oder NSAID oder ein Opioid-Analgetikum, bevor sich das Tier von der Narkose erholt. Zum Schluss die Haut mit einer antibiotischen Salbe behandeln.

Setzen Sie das Tier in einen Auffangkäfig mit einem Wärmekissen und überwachen Sie es ständig, bis es vollständig gehfähig ist. Lassen Sie es dann mindestens eine Woche lang genesen. Bevor Sie VEP-Aufnahmen machen, bereiten Sie das Tier wie zuvor beschrieben auf die Operation vor und machen Sie mit einer feinen Irisschere einen ein bis 1,5 Zentimeter großen Hautschnitt über der Augenhöhle des Auges.

Öffnen Sie das Unterhautgewebe und greifen Sie auf die Augenhöhle zu. Öffnen Sie dann unter einem Stereoskop die Kapsel der Bindehaut und der vorderen Sehnen. Als nächstes ziehen Sie die extraokulären Muskeln und die intraorbitalen Tränendrüsen zurück.

Um etwa drei Millimeter des Sehnervs um den Sehnerv herum freizulegen, öffnen Sie mit einer Augenklinge die Dura- und Arachnoidal-Substanzschichten in Längsrichtung. Führen Sie dann eine Mikropipette aus Glas, die an einer Hamilton-Spritze befestigt ist, zwei Millimeter hinter dem Globus in den Nerv ein. Injizieren Sie über einen Zeitraum von 30 Sekunden einen Bolus Lyin mit Farbstoff, um den Vorgang abzuschließen.

Nähen Sie den Hautschnitt. Tragen Sie eine antibiotische Salbe auf, um Infektionen vorzubeugen. Bringen Sie das Tier auf ein Wärmekissen und überwachen Sie es, bis es sich erholt hat.

Nachdem Sie das Tier wie zuvor betäubt und die Haut vorbereitet haben, bringen Sie es dort in einen dunklen Raum. Halten Sie die Körpertemperatur innerhalb eines halben Grades von 37 Grad Celsius mit einem homöo-thematischen Deckensystem und einem Temperaturfühler, während Sie dunkel überwacht werden. Passen Sie das Tier für fünf bis 30 Minuten an.

Nach einer halben Stunde die Pupillen mit 1%tropic IDE Augentropfen erweitern. Dann mit Schere und Pinzette. Öffnen Sie die Haut über dem Schädel und greifen Sie auf die vorplatzierten NC-Elektroden mit zwei Schrauben zu.

Verbinden Sie die Schrauben mit dem Impedanzmessgerät. Messen und halten Sie dann die Elektrodenimpedanz unter fünf Kiloohm. Verbinden Sie nun die Schraube über der kontralateralen Sehrinde des stimulierten Auges.

Führen Sie als Nächstes eine Nadelelektrode in den Schwanz ein, um den Boden zu bedecken. Lege nun einen kalibrierten Mini-Ganzfeld-Stimulator auf die Haut um die Augenlider, um die Isolierung der Augen zu verbessern. Dann liefern Sie eine phototische Stimulation mit 100 Blitzen bei einem Hertz mit einem Tiefpassfilter bei einem Hertz und dem Hochbandpass.

Filtern Sie bei 100 Hertz. Wenn Sie fertig sind, nähen Sie die Haut zu und halten Sie das Tier auf einem Wärmekissen, damit es sich von der Narkose erholen kann. Wiederholte Aufnahmen von einigen wenigen pro Woche bis zu einer alle paar Wochen sind machbar.

Intercession, VEP-Spuren zeigen, dass es eine signifikante Verzögerung in der N eins-Latenz gibt. Nach der Sehnerveninjektion wurden täglich Aufzeichnungen gemacht, um die Reproduzierbarkeit nachzuweisen. Partielle Demyelinisierungsläsionen des Sehnervs konnten in Gewebeschnitten beobachtet werden, die mit Luxal Fast Blue gefärbt waren.

Nach der Messung des Läsionsvolumens wurde ein Zusammenhang zwischen der Latenzverzögerung und der Größe der Läsion deutlich. Diese Technik kann verwendet werden, um Läsionen im Sehnerv zu induzieren und diese Läsionen mit Veränderungen der VP zu korrelieren, sie kann als Modell für die fokale Demyelinisierung verwendet werden. Da die induzierte Läsionsgröße sehr variabel ist, ist es wichtig, die Veränderungen histologisch zu korrelieren.