Name: Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Erfahren Sie die Aufzeichnung visuell evozierter Potentiale bei Ratten zur Untersuchung von Demyelinisierung im Sehnerv. Diese Methode ermöglicht die Langzeitbeobachtung funktioneller Veränderungen und die Bewertung potenzieller Therapien.

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Diese Studie wurde von der Ophthalmic Research Institute of Australia (Oria) unterstützt. Wir danken Prof. Algis Vingrys und Dr. Bang Bui, University of Melbourne, für zunächst uns helfen, die VEP Aufnahmetechnik zu entwickeln.

Ethics Hinweise: Alle Verfahren, die Tiere wurden in Übereinstimmung mit dem australischen Code of Practice für die Pflege und Verwendung von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken und den Richtlinien der ARVO Erklärung für die Nutzung von Tieren in Ophthalmic und Vision Research durchgeführt und wurden durch die genehmigte Tierethikkommission der Macquarie University. 1. VEP Elektrodenimplantation <ol><li> Betäuben das Tier mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin (75 mg / kg) und Medetomidin (0,5 mg / kg). Hinweis: Nach der Einleitung der Narkose, beachten Sie die Entzugs Reflexe (Pinch-Test, der Hornhaut und der Augenlidreflex, etc.) und ihre Abwesenheit als Indikation zur Operation zu beginnen. Tiere ständig in der gesamten Operation zu überwachen und zu verwalten zusätzliche Anästhetika (10% vom Ausgangs Ketamin Dosis pro top-up), wenn die Reflexe vorhanden sind. Adulte Ratten (&gt; 12 Wochen) werden in den Experimenten verwendet. </li><li> Rasur die Haut des OP-Bereich.Legen Sie das Tier auf eine wärmende Unterlage (37 ° C), um die Körpertemperatur während der Operation aufrecht zu erhalten. Bereiten Sie die Haut durch topische Anwendung von PVP-Jod. Bewerben Chirurgisches Tuch. Gelten topische Augensalbe zur Hornhaut Trockenheit unter Vollnarkose zu vermeiden. Pflegen Keimfreiheit, indem sie sterile Instrumente. </li><li> Einen Längshautschnitt auf der Mittellinie der Kopfhaut. Deaktivieren Sie das Bindegewebe um gute Belichtung des Schädels zu erreichen. </li><li> Vorsichtig bohren kleine Bohrlöcher manuell mit einem Mikrohandbohrmaschine auf 7 mm hinter dem Bregma und 3 mm lateral der Mittellinie. </li><li> Implantatschraube Elektroden durch den Schädel in die Rinde (Bereich 17), Durchdringen der Kortikalis zu einer Tiefe von etwa 0,5 mm. Implantat eine Referenzelektrode Schraube auf der Mittellinie 3 mm rostral des Bregma. Bewerben Zahnzement zu umhüllen und fixieren Sie die Schrauben (nicht immer erforderlich). </li><li> Naht der Haut des Kopfes, zu verwalten antibiotische Salbe auf die Haut und lassen Sie das Tier recover aus der Narkose auf einer Erwärmung pad. Hinweis: Alternativ können Elektroden können dem Tageslicht ausgesetzt werden, so dass die Haut muss nicht in jeder Aufzeichnungs wieder geöffnet werden. Unmittelbar nach Beendigung der Operation, aber vor dem Aufwachraum, verwalten ein nicht-steroidale Entzündungshemmer (NSAID) (wenn nicht vor der Operation verabreicht wird) oder ein Opioid-Analgetikum. Überwachen Sie die Tiere ständig bis zur vollständigen Wiederherstellung nach Betäubung und ambulant voll. </li><li> Lassen Sie mindestens 1 Woche für die Tiere von der Operation vor der VEP Aufnahme erholen. </li></ol> 2. Optic Nerve Injection <ol><li> Betäuben das Tier, bereiten die Haut und wenden drapieren wie oben beschrieben (1.1 und 1.2). </li><li> Einen 1- bis 1,5-cm-Einschnitt in der Haut oberhalb der Umlaufbahn von einer zufällig ausgewählten Auge. Öffnen Sie das Unterhautgewebe, um die Augenhöhle mit feinen Iris Schere zu erreichen. Öffnen Sie die Bindehaut und vorderen Tenon-Kapsel unter dem Operationsmikroskop. </li><li> Ziehen Sie die äußeren AugenMuskeln und intraobital Tränendrüsen auf ca. 3 mm Länge des Sehnervs freizulegen. Öffnen Sie die Dura und Arachnoidea Angelegenheit Schichten um den Sehnerv in Längsrichtung mit einer ophthalmischen Klinge. </li><li> Legen Sie die Glaspipette in den Sehnerv in einem Abstand von 2 mm hinter der ganzen Welt. Die Glas-Mikropipette wird in eine Hamilton-Spritze befestigt ist. </li><li> Injizieren 1% Lysolecithin (0,4-1,0 ul, mit 0,02% Evans Blau, das keine Auswirkungen auf die Myelinisierung) langsam in das Nerven ungefähr über einen Zeitraum von 30 sec. </li><li> Naht der Hautschnitt. Gelten antibiotische Salbe um Infektionen zu vermeiden. Partneraugen können als interne Kontrollen für die Elektrophysiologie Aufnahmen serviert. </li><li> Legen Sie die Tiere auf einer Erwärmung pad sich von der Anästhesie zu erholen. </li></ol> 3. VEP Recording <ol><li> Betäuben das Tier und bereiten die Haut wie 1.1 und 1.2. Hinweis: Niederdosis Narkosemittel kann für elektrophysiologische reco verwendet werdenrding (Ketamin 40 mg / kg und Medetomidin 0,25 mg / kg). </li><li> Legen Sie die Ratte in einem dunklen Raum und lassen Sie ihn in die Dunkelheit für 5 anzupassen - 30 min. In einigen Fällen können Ratten jeweils dunkel angepasst O / N für scotopic oder Licht zur photopischen VEP Aufnahmen 8 angepasst werden. </li><li> Aufrechterhaltung der Körpertemperatur auf 37 ± 0,5 ° C durch die homoeothermic Tuchsystem mit einer rektalen Temperaturfühler. </li><li> Erweitern die Schüler mit 1,0% Tropicamid Augentropfen. Öffnen Sie die Haut über den Schädel, um auf die vorge platziert in situ Schraube Elektroden. </li><li> Schließen Sie die Schraube über der kontralateralen visuellen Kortex des stimulierten Auge und dem Referenzschraube an den Verstärker. Legen Sie eine Nadelelektrode in den Schwanz als die Erde. Messen Sie und pflegen die Elektrodenimpedanz unter 5 kOhm. </li><li> Legen Sie eine Mini-Ganzfeld-Stimulator direkt auf der Haut um die Augenlider, um überlegene Augen Isolierung 7 bereitzustellen. Die Beleuchtung der Stimulator muss vorher kalibriert werdenmit einem Photometer. </li><li> Liefern Fotostimulation durch Lichtblitze 100 mal mit einer Frequenz von 1 Hz, bei niedrigen und hohen Bandpassfiltereinstellungen von 1 bis 100 Hz. Das Signal Abtastrate bei 5 kHz. Gilt: Signale sollte mindestens bei ca. 250 abgetastet werden - 300 Hz, um sicherzustellen, dass mehr als zwei Proben werden während eines jeden Zyklus gesammelt. </li><li> Naht der Haut zurück und die Tiere zu halten auf einer Erwärmung pad sich von der Anästhesie zu erholen. Aufzeichnungs kann wiederholt auf einzelne Tiere aufgezeichnet werden, um funktionelle Veränderungen über einen Zeitraum zu überwachen. </li><li> Am Endpunkt, eine Überdosis zu verabreichen Injektion von Natrium-Pentobarbital (100 mg / kg, ip), um das Tier einschläfern. Bestätigen Sie die Euthanasie durch Herzstillstand, Atemstillstand und eine Abnahme der Körpertemperatur. </li></ol> 4. Gewebepräparation und Histologie <ol><li> Entfernen Sie die Sehnerven von eingeschläfert Tiere unter dem Mikroskop und befestigen Sie das Gewebe in 1% Paraformaldehyd O / N. </li> &lt;li&gt; gründlich waschen das Gewebe mit Kochsalzlösung. Behandeln Sie das Gewebe in einem automatischen Gewebeprozessor und betten in Paraffin. Geschnittenen Abschnitte (5-10 &amp; mgr; m) unter Verwendung eines Rotationsmikrotom. Hinweis: Für die Immunhistochemie Studie beheben Gewebe in 1% Paraformaldehyd, wasche mit Kochsalzlösung und Inkubation mit 30% Saccharose O / N. Betten Sie Gewebe in OCT Einbettmedium und machen Gefrierschnitten unter Verwendung eines Kryostaten. </li><li> Abschnitte in 0,1% fast blue Lösung wie Luxol (in 95% Ethanol) O / N Inkubieren bei 56 ° C. Differenzieren Sie die Abschnitte in 0,05% Lithiumcarbonat für 30 Sekunden und dann 70% Ethanol für weitere 30 sec. Schließlich in 0,1% Cresylviolett Lösung Gegenfärbung 30 Sekunden vor der Montage der Teile. Nutzen Sie die schnelle Blau-Färbung, um Myelin in den Sehnerv 5 zu identifizieren. </li></ol>

<ol><li>Balcer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+practice.+Optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical practice. Optic neuritis.</a> N Engl J Med. 354 (12), 1273-1280 (2006).</li>
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<li>Lachapelle, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+remyelination+in+the+nonhuman+primate+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Pathol%22%5BJournal%5D)">Failure of remyelination in the nonhuman primate optic nerve.</a> Brain Pathol. 15 (3), 198-207 (2005).</li>
</ol>

Keiner der Autoren hat konkurrierende oder widersprüchliche Interessen.

Der Sehnerv ist sehr anfällig für mechanische Beschädigungen. Eine Quetschverletzung des Sehnervs über eine Dauer von 1 s kann über einen Zeitraum von 2 Wochen zu einem RGC-Verlust von etwa 75 % führen10. Daher ist bei der Durchführung der chirurgischen Eingriffe äußerste Vorsicht geboten. Nach den Erfahrungen der Autoren ist es viel besser, einen stumpfen Dissektionsansatz zu adaptieren, um das Gewebe um den Sehnerv herum entlang der Ausrichtung des Nervs freizulegen und zu durchdringen, als in einer senkrech...

Optikusneuritis ist eine der häufigsten Formen der Optikusneuropathie, die zum vollständigen oder teilweisen Verlust des Sehvermögens führt1. Histologisch ist sie gekennzeichnet durch entzündliche Demyelinisierung, axonalen Verlust von retinalen Ganglienzellen und unterschiedlich starke Remyelinisierung im Sehnerv2. Die Optikusneuritis ist in der Regel der manifeste Beginn der Multiplen Sklerose. Das visuell evozierte Potential (VEP) ist ein nicht-invasives Werkzeug zur Untersuchung der Funktion des visuellen Systems. Sie spiegelt die postretinale Funktion von der Netzhaut bis zum primären visuellen Kortex wider und ist bei vielen Erkrankungen des Sehnervs betroffen3. Der VEP wurde überwiegend bei Patienten mit Optikusneuritis eingesetzt, um die Integrität der Sehbahnzu beurteilen 4. 
Die Latenz von VEP, die die Geschwindigkeit der Signalleitung entlang der Sehbahn widerspiegelt, wird als genaues Maß für das Ausmaß der myelinassoziierten Veränderungen im Sehnerv angesehen5; während angenommen wird, dass die Amplitude von VEP eng mit der axonalen Schädigung der retinalen Ganglienzellen (RGC) korreliert6. Diese Hypothese wurde unter Verwendung des Rattenmodells der Lysolecithin-induzierten Demyelinisierung des Sehnervs ziemlich gut etabliert5. 
Hier erläutern wir ein umfassendes Protokoll der Mikroinjektionstechnik des Sehnervs bei Nagetieren, das die durch chirurgische Manipulation verursachte Schädigung des Nervs an sich sowie an den angrenzenden Geweben wie extraokulären Muskeln und Blutgefäßen minimieren kann. Auch die Schädelelektrodenimplantation wurde für die VEP-Aufzeichnung bei Tieren beschrieben7. Die VEP-Aufzeichnungen können über einen längeren Zeitraum wiederholt an Tieren durchgeführt werden, um Veränderungen im Zusammenhang mit Demyelinisierung/Remyelinisierung sowie Auswirkungen auf die axonale Integrität des Sehnervs zu beurteilen.

<table><tbody><tr><td>Ketamin 100 mg/ml (Ketamil)</td><td>Troy Laboratories</td><td>AC 116</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidin 1 mg/ml (Domitor)</td><td>Pfizer</td><td>sc-204073</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamid 1,0% (Mydriacyl)</td><td>Alcon</td><td>sc-202371</td><td></td></tr><tr><td>Homöothermes Blanket-System</td><td>Harvard Apparat</td><td>NC9203819</td><td></td></tr><tr><td>Impedanzmessgerät&nbsp;</td><td>Grass</td><td>F-EZM5</td><td></td></tr><tr><td>Schraub-Elektroden&nbsp;</td><td>Mikro-Befestigungselemente</td><td>M1.0 & mal; 3mm Csk Schlitz M/T 304 S/S</td><td></td></tr><tr><td>Subdermale Nadelelektroden&nbsp;</td><td>Grass</td><td>F-E3M-72</td><td></td></tr><tr><td>Schnelle Reparatur&nbsp;</td><td>DeguDent GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leuchtdiode &nbsp;</td><td>Nichia</td><td>NSPG300A</td><td></td></tr><tr><td>Bioverstärker</td><td>CWE, Inc.</td><td>BMA-400</td><td></td></tr><tr><td>CED-System</td><td>Cambridge Electronic Design, Ltd.</td><td>Power1401</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton Spritze&nbsp;</td><td>Hamilton</td><td>87930</td><td></td></tr><tr><td>Lysolecithin</td><td>Sigma</td><td>L4129</td><td></td></tr><tr><td>Evan' s blau&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr></tbody></table>

visuell evozierten potential-aufnahme in einem rattenmodell für experimentelle optic nerve demyelinisierung

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

Die Aufzeichnung des visuell evozierten Potentials (VEP) wird in der klinischen Praxis häufig verwendet, um den Schweregrad einer Optikusneuritis in ihrer akuten Phase zu beurteilen und den Krankheitsverlauf in der Nachbeobachtungszeit zu überwachen. Veränderungen der VEP-Parameter korrelieren eng mit einer pathologischen Schädigung des Sehnervs. Dieses Protokoll bietet eine detaillierte Beschreibung des Nagetiermodells der Mikroinjektion des Sehnervs, bei dem eine partielle Demyelinisierungsläsion im Sehnerv erzeugt wird. VEP-Aufzeichnungstechniken werden ebenfalls diskutiert. Mit Hilfe von schädelimplantierten Elektroden sind wir in der Lage, reproduzierbare VEP-Spuren innerhalb und zwischen den Sitzungen zu erfassen. VEPs können an einzelnen Tieren über einen längeren Zeitraum aufgezeichnet werden, um die funktionellen Veränderungen des Sehnervs in Längsrichtung zu beurteilen. Das Demyelinisierungsmodell des Sehnervs bietet in Verbindung mit dem VEP-Aufzeichnungsprotokoll ein Werkzeug zur Untersuchung der Krankheitsprozesse, die mit Demyelinisierung und Remyelinisierung verbunden sind, und kann möglicherweise zur Bewertung der Auswirkungen neuer remyelinisierender Medikamente oder neuroprotektiver Therapien eingesetzt werden.

Reproduzierbare inner sessional VEP Spuren sind in Abbildung 1 dargestellt und eine signifikante Verzögerung in N1 Latenzzeit kann nach dem Sehnerv Injektion zu sehen. Teil Sehnerv Läsionen der Demyelinisierung auf histologischen Schnitten mit Luxol schnelle Blau-Färbung 5 beobachtet werden. Abbildung 2 zeigt einen repräsentativen Querschnitt mit einer kleinen Brenn demyelinisierten Läsion in der Mitte des Sehnerven. Beachten Sie, dass Querschnitt repräsentieren nicht Gesamtv...

Fokale Demyelinisierung wird im Sehnerv durch Lysolecithin-Mikroinjektion induziert. Visuell evozierte Potentiale werden über Schädelelektroden aufgezeichnet, die über den visuellen Kortex implantiert werden, um die Signalleitung entlang der Sehbahn in vivo zu untersuchen. Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen Verfahren, die der Elektrodenimplantation und der Mikroinjektion des Sehnervs zugrunde liegen.

Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, die Demyelinisierung im Sehnerv in vivo zu überwachen. Dies wird erreicht, indem zuerst Mikroelektroden über dem visuellen Kortex implantiert werden. Im zweiten Schritt wird Lyin in den Sehnerv mikroinjiziert, was eine fokale Läsion mit Demyelinisierung hervorruft.Danach können visuell evozierte Potenzialaufnahmen durchgeführt werden. Abschließend zeigt die Regressionsanalyse eine starke lineare Korrelation zwischen der Latenzverzögerung des visuell evozierten Potenzials und dem Volumen. Dieses Video wird unsere Technik zur Ableitung visuell evozierter Potenziale von Ratten demonstrieren.Mithilfe implantierten Schädelelektroden werden wir außerdem eine Technik zur fokalen Demyelinisierung des Sehnervs mittels Mikroinjektion demonstrieren. Alle Experimente werden hier in unserem Labor an der Fakultät für Medizin der Macquarie University durchgeführt. Die Technik wird von Nitin Chichi, unserem Doktoranden, vorgeführt. Beginnen Sie damit, eine erwachsene Ratte, die älter als 12 Wochen ist, vor der Operation durch eine intraperitoneale Injektion von Ketamin und Xylazin zu anästhesieren.Überprüfen Sie das Fehlen von Withdrawal-Reflexen. Seien Sie bereit, bei Bedarf 10%-Dosen Ketamin zu verabreichen, um eventuelle Reflexe zu behandeln, die während der Operation zum Tier zurückkehren könnten. Rasieren Sie anschließend die Haut an der Operationsstelle und legen Sie das Tier zur Vervollständigung der Vorbereitungen auf eine Wärmeunterlage.Reinigen Sie die Haut mit Povidon-Iod, legen Sie das Tier ab und tragen Sie einen Augensalbe auf. Achten Sie außerdem darauf, die Asepsis durch die Verwendung steriler Instrumente aufrechtzuerhalten. Um die Operation zu beginnen, führen Sie einen longitudinalen Hautschnitt entlang der Mittellinie des Kopfes durch.Danach das Bindegewebe entfernen, um eine gute Sicht auf den Schädel zu erhalten. Anschließend mit einem mikrochirurgischen Handbohrer vorsichtig kleine Bohrlöcher setzen, sieben Millimeter hinter dem bgma und drei Millimeter seitlich zur Mittellinie. Schraubelektroden durch den Schädel und etwa 0,5 Millimeter in die Hirnrinde einsetzen.Dann implantieren Sie eine Referenzschraubenelektrode auf der Mittellinie, drei Millimeter rostral zum bgma, wie erforderlich. Tragen Sie Zement auf, um die Schraubenelektroden einzukapseln und zu fixieren. Schließen Sie zuletzt die Haut mit einer Naht.Die Elektroden können freiliegen gelassen werden, sodass die Haut bei jeder Ableitung nicht erneut geöffnet werden muss. Verabreichen Sie nun schnell ein nicht-steroidales entzündungshemmendes Medikament oder NSAR beziehungsweise ein opioides Analgetikum, bevor sich das Tier von der Anästhesie erholt. Behandeln Sie abschließend die Haut mit einer antibiotischen Salbe.Stellen Sie das Tier in einen Wiederaufnahmekäfig mit einer Wärmematte und überwachen Sie es kontinuierlich, bis es vollständig bewegungsfähig ist. Anschließend sollte es mindestens eine Woche lang zur Erholung Zeit erhalten. Vor der Ableitung von VEP bereiten Sie das Tier wie zuvor beschrieben für die Operation vor und führen einen ein bis 1,5 cm langen Hautschnitt über dem Orbita des Auges durch, indem Sie mit feinen Iris-Scheren arbeiten.Öffnen Sie das subkutane Gewebe und gelangen Sie zur Augenhöhle. Öffnen Sie dann unter dem Stereomikroskop die Bindehaut und die vordere Sehnenscheide. Danach ziehen Sie die Augenmuskeln und die intraorbitalen Tränendrüsen zurück.Um etwa drei Millimeter des Sehnervs um den Sehnerv freizulegen, öffnen Sie mit einem Augenchirurgie-Messer die Dura- und Arachnoidea-Schichten longitudinal. Führen Sie dann eine mit einer Hamilton-Spritze verbundene Glas-Mikropipette zwei Millimeter hinter der Bulbusgegend in den Nerv ein. Injizieren Sie über einen Zeitraum von 30 Sekunden einen Bolus aus Lyin mit Farbstoff, um den Vorgang abzuschließen.Nähen Sie den Hautschnitt. Tragen Sie antibiotische Salbe auf, um eine Infektion zu verhindern. Bringen Sie das Tier auf eine Wärmematte und überwachen Sie es, bis es sich erholt hat.Nach der Anästhesie des Tieres und der Vorbereitung der Haut wie zuvor beschrieben, bringen Sie es in einen dunklen Raum. Halten Sie die Körpertemperatur innerhalb eines halben Grades von 37 Grad Celsius mithilfe eines homöothermen Deckensystems und einer Temperatursonde aufrecht, während das Tier im Dunkeln überwacht wird. Akklimatisieren Sie das Tier fünf bis 30 Minuten lang.Nach einer halben Stunde weiten Sie die Pupillen mit 1 % Tropicamid-Augentropfen. Anschließend öffnen Sie mit einer Schere und einer Pinzette die Haut über dem Schädel und greifen auf die vorab platzierten NC-Zwei-Schrauben-Elektroden zu.Verbinden Sie die Schrauben mit dem Impedanzmessgerät. Messen und halten Sie die Elektrodenimpedanz dann unter fünf Kilohm. Verbinden Sie nun die Schraube über dem kontralateralen visuellen Kortex des stimulierten Auges.Als Nächstes führen Sie eine Nadelelektrode in den Schwanz ein, um die Erdung herzustellen. Platzieren Sie nun einen kalibrierten Mini-Ganzfeld-Stimulator auf der Haut um die Augenlider, um die Augenisolation zu verbessern. Anschließend führen Sie eine photische Stimulation mit 100 Lichtblitzen bei einem Hertz durch, wobei ein Tiefpassfilter bei einem Hertz und der Hochpass verwendet wird.Bei 100 Hertz filtern. Nach Abschluss die Haut vernähen und das Tier zur Erholung von der Anästhesie auf einer Wärmematte liegen lassen. Wiederholte Ableitungen, von mehreren pro Woche bis zu einer alle paar Wochen, sind durchführbar.Bei Interposition zeigen VEP-Ableitungen eine signifikante Verzögerung der N1-Latenz. Nach der Injektion in den Sehnerv wurden täglich Ableitungen durchgeführt, um die Reproduzierbarkeit zu belegen. Teilweise konnten im Sehnerv durch Demyelinisierung bedingte Läsionen in Gewebeschnitten, die mit Luxol Fast Blue gefärbt wurden, beobachtet werden.Nach der Messung des Läsionsvolumens zeigte sich eine Korrelation zwischen der Latenzverzögerung und der Größe der Läsion. Diese Technik kann verwendet werden, um Läsionen im Sehnerv zu erzeugen und diese mit Veränderungen im VP zu korrelieren; sie kann als Modell einer fokalen Demyelinisierung dienen. Da die induzierte Läsionsgröße recht variabel ist, ist es wichtig, die Veränderungen histologisch zu korrelieren.

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Retinalen Ganglienzellen übertragen visuelle Informationen vom Auge an das Gehirn mit Sequenzen der Aktionspotentiale. Hier zeigen wir, wie man die Aktionspotentiale einzelner Ganglienzellen...

Single-Einheit In-vivo- Aufnahmen aus dem Chiasma der Rat

Dieses Video zeigt die Vorbereitung eines Rattenmodells zur Untersuchung der Netzhautgesundheit und der Integrität der Sehbahn. Visuell evozierte Potential- und Elektroretinographie-Referenz- und aktive Elektroden werden mit der Ratte verbunden, gefolgt von der Ausrichtung der Plattform mit der Ratte vor der Ganzfeld-Schale für eine gleichmäßige Netzhautbeleuchtung und dem Schließen des Faradayschen Käfigs, um externe Störungen zu vermeiden.

Vorbereitung eines Rattenmodells zur Beurteilung der Integrität der Sehbahn unter Verwendung eines elektrophysiologischen Aufbaus

Dieses Video zeigt den Prozess der Messung visuell evozierter Potentiale oder VEPs bei einer dunkeladaptierten, anästhesierten Ratte mit präimplantierten Schädelelektroden, die die elektrischen Signale vom visuellen Kortex des Gehirns als Reaktion auf Lichtreize aufzeichnen.

Aufzeichnung visuell evozierter Potentiale über die Schädelelektroden in einem Rattenmodell

Dieses Video zeigt, wie man das Elektroretinogramm (ERG) und das visuell evozierte Potenzial (VEP) bei einer bewussten Ratte aufzeichnet. Die Ratte wird zunächst mit chirurgisch implantierten Elektroden dunkeladaptiert. Nach dem Auftragen von dilatierenden Tropfen wird das Tier in eine Fesselung gelegt und in eine Ganzfeld-Schüssel gelegt. Anschließend werden die ERG- und VEP-Signale aufgezeichnet.

Aufnahme des Elektroretinogramms und des visuell evozierten Potentials bei einer Ratte

Dieses Video zeigt die Prozedur des chirurgischen Zugangs zum Sehnerv bei einem anästhesierten Tier und die präzise Abgabe von Lysolecithin, um eine fokale Demyelinisierung zu induzieren und neuropathologische Zustände für weitere Studien zu schaffen.

Induktion der lokalen Demyelinisierung im Sehnerv mit Lysolecithin

Dieses Protokoll beschreibt die gleichzeitige Messung von Elektroretinogramm und visuell evozierten Potentialen bei anästhesierten Ratten.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

Wir zeigen eine chirurgische Implantation und Aufnahmeverfahren visuelle elektro Signale aus dem Auge (ERG) und Gehirn (visuell evozierte Potentiale) zu messen in der bewussten Ratten, die mehr analog zum menschlichen Zustand ist, wo Aufnahmen ohne Narkose verwechselt durchgeführt werden.

Implantations- und Aufzeichnung von Wireless-Elektroretinogramm und visuell evozierten Potenziale in wachen Ratten

Wir entwarfen einen trocken-Typ 16-Kanal EEG Sensor, der nicht-invasiven, verformbar und wiederverwendbar ist. Dieses Whitepaper beschreibt den gesamten Prozess von der Herstellung der geplante EEG-Elektrode zur Signalverarbeitung von visuell evozierten Potentiale (VEP) Signale auf eine Maus Kopfhaut mit einem trockenen nichtinvasive Multi-Kanal EEG Sensor gemessen.

Visuelle evozierte möglichen Aufnahmen bei Mäusen mit einer trockenen nichtinvasive Mehrkanal Scalp EEG Sensor

Hier demonstrieren wir mehrere In-vivo-Tests (Flash Visual Evoked Potential, Muster-Elektroretinogramm und optische Kohärenztomographie) an Ziegen- und Rhesusaffen, um die Struktur und Funktion des Sehnervs und seiner Neuronen zu verstehen.

Im lebenden Organismus Methoden zur Beurteilung der Funktion und Struktur retinaler Ganglienzellen und Sehnerven bei Großtieren

In diesem Artikel werden detaillierte Anweisungen zur Durchführung einer Sehnervenquetschung in einem Kaninchenmodell unter Verwendung von Standard-ophthalmochirurgischen Techniken vorgestellt.

Ein chirurgischer Ansatz zur Quetschung des Sehnervs in einem Kaninchenmodell

Erfahren Sie die Aufzeichnung visuell evozierter Potentiale bei Ratten zur Untersuchung von Demyelinisierung im Sehnerv. Diese Methode ermöglicht die Langzeitbeobachtung funktioneller Veränderungen und die Bewertung potenzieller Therapien.

Visuell evozierten Potential-Aufnahme in einem Rattenmodell für Experimentelle Optic Nerve Demyelinisierung

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