Name: Cardiac Druck-Volumen-Loop-Analyse mit Conductance-Katheter bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Lernen Sie die Druck-Volumen-Loop-Analyse mit Conductance-Kathetern bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Bewertung lastabhängiger und unabhängiger Herzfunktionsparameter für kardiologische Forschung.

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Diese Arbeit wird von der American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) und NIH T32 HL007101-35 (DMA) unterstützt.

1. Conductance-Katheter Vorbereitungen und Druckkalibrierung <ol><li> Verbinden Konduktanz Katheters zum hämodynamischen Katheter Moduls. Elektronisch kalibriert werden Druck und Volumenmessungen durch Aufnahme voreingestellten Druck und Volumen auf dem Katheter-Modul eingestellt. Nehmen Sie eine Rückverfolgung von 0 mm Hg und 25 mm Hg (Abbildung 1A) und weisen Spannungen auf beide Druck Kurven (Abbildung 1B und 1C). Ebenso nehmen Sie eine Volumenverfolgung von 5 RVU und 25 RVU (1D) und weisen Spannungen auf beide Volumendurchzeichnungen (1E und 1F). </li><li> Bestätigen Sie die elektronische Druckkalibrierung mit einer manuellen Druckkalibrierung, mit einer Quecksilbersäule Blutdruckmessgerät. Montieren Sie die Blutdruckmanschette Port mit einem 3-Wege-Hahn. Füllen Sie ein 3-Port-Hämostase-Ventil-System, die oft für Koronarangioplastie verwendet, mit RT Wasser unter Verwendung der Seitenöffnung. <ol><li> Setzen Sie die Spitze eines Leitwert Katheter in die Flüssigkeit gefüllt Hämostaseventil und sanft zu sichern without Knicken Katheter. Schließen Sie das Hämostase-Ventil, um dem Blutdruckmesser und pumpen bis 200 mmHg und verriegeln 3-Wegehahn. Prüfen, ob der gemessene Druck entspricht dem Druck auf das Blutdruckmessgerät aufgeblasen. </li></ol></li><li> Ort Katheter in Kochsalzlösung auf 37 ° C, die auf der Ebene des Operationsfeldes und messen Druck erhitzt. Passen Druckregelung, bis die aufgezeichneten Druck auf Null steht. </li></ol> 2. Anästhesie / Intubation <ol><li> Verwalten Ketamin / Xylazin (80-100 / 10 mg kg -1) als intraperitoneale Injektion. Hinweis: Alternative Anästhetika verwendet werden. Eine umfangreiche Liste von Anästhetika in vorherigen Bewertungen dieser Technik 11,12 vorgesehen. Proper Betäubung kann durch schonende Schwanz Prise bestätigt werden. </li><li> Einmal betäubt, rasieren den Hals und Brust mit Haarschneidemaschinen und auf ein Heizkissen. Pflegen Sie die Maus rektale Temperatur bei 36,5 bis 37,5 ° C. Niedrige Körpertemperaturenwird bei depressiven Herzfrequenz führen. Bewerben Salbe auf die Augen, um Trockenheit zu verhindern </li><li> Machen Sie einen Mittellinienschnitt in den Nacken und sezieren die tracheale Muskeln weg, um die Luftröhre freizulegen. Platzieren eines Endotrachealtubus durch den Mund, während die Visualisierung der Luftröhre zu Intubation zu gewährleisten, und eine Verbindung mit dem Beatmungsgerät. </li><li> Aufrechterhaltung der Maus an dem Beatmungsgerät während des Verfahrens. Set Beatmungseinstellungen basierend auf Tiergewicht, wie zuvor beschrieben 11. Atemzugvolumen (ml) = 6,2 x (Tiergewicht in Kilogramm) 1.01 und Atemfrequenz = 53,5 x (Tiergewicht in Kilogramm) -0,26. </li></ol> 3. Platzierung von Conductance-Katheter in LV Kammer <ol><li> Karotis-Ansatz <ol><li> Um die Sterilität zu gewährleisten, sind zwei Sätze von sterilen chirurgischen Instrumenten Verwendet man für die erste Hautschnitt und eine an der Thorakotomie arbeiten. Instrumente sollten während eines einzelnen chirurgischen Sitzung ein mit einem trockenen Sterilisator zwischen Tieren dekontaminiert werdennd am Ende jedes Tages chirurgischen autoklaviert. </li><li> Nachdem die Haut wurde mit drei Zyklen einer Chlorhexidin + Alkohol Hautpeeling (0,5% Chlorhexidin / 70% Alkohollösung) dekontaminiert worden ist, einen Einschnitt über die rechte Halsschlag vom Unterkiefer bis Brustbeins. Sezieren umgebende Gewebe, um die rechte Halsfreizulegen, und schneiden den Vagusnerv, die benachbart zu der Halsschlag verläuft. </li><li> Legen Sie eine sterile 6-0 Seidennaht um das distale Ende (weg von der Brust) der Halsschlagader, binden und sicher. Stellen zwei zusätzliche Nähte unterhalb der Arteria carotis proximalen (näher an die Brust) mit dem ersten Naht lose Kopplung der Mittelnaht. Ziehen Sie das proximale Naht und sichern Sie durch Klemmung auf die Haut. Sicherzustellen, dass der Halsschlagader wurde sowohl proximal als auch distal bevor geklemmt. </li><li> Einen kleinen Einschnitt in der R. A. carotis proximal zur ersten Naht und erstrecken sich in Längsrichtung der Brust. </li><li> Legen Sie die Leitfähigkeit Katheterspitze,zuvor in warmer Kochsalzlösung für 30 Minuten durch den Einschnitt eingeweicht, in den Behälter zu sichern, den Katheter mit der mittleren Naht. </li><li> Den Katheter vorsichtig voran in der linken Herzkammer durch die Halsschlagader, während Sie den Druck-Volumen-Schleife Tracing korrekte Platzierung zu gewährleisten. Anmerkung: Die optimale Platzierung des Katheters sollte Druck-Volumen-Schleifen, die rechteckig erscheinen zu ergeben (siehe Abbildung 2). Wenn ein Widerstand für den Durchgang des Katheters auftritt, ziehen Sie sich zurück und wieder voranzubringen mit sanftem Druck. Sanfte Drehung der Katheter kann mit der Platzierung in den linken Ventrikel zu helfen. Zwingt die Leitfähigkeit Katheters kann zu schweren kardiovaskulären Komplikationen oder zur Beschädigung des Katheters zu führen. </li><li> Record Basis Druck-Volumen-Schleifen ~ 10 min nach Platzierung des Katheters und der Erzielung eines stabilen Zustand (Figur 2). </li></ol></li><li> Apical Ansatz <ol><li> In einer narkotisierten und belüftet Maus, einen Einschnitt from den Schwertfortsatz und durch die Brustwand seitlich, bis die Membran sichtbar ist geschnitten. </li><li> Geschlitzt, aber der Membran und visualisieren die Herzspitze. </li><li> Legen Sie die Leitfähigkeit Katheter in die Spitze des linken Ventrikels durch ein Nadelstichverletzung (unter Verwendung eines 25-30 G-Nadel), bis die proximale Elektrode ist nur innerhalb der Herzkammer. </li><li> Nehmen Sie Grundlinie Druck-Volumen-Schleifen ~ 10 min nach Katheterplatzierung und der Erzielung eines steady state. </li></ol></li></ol> 4. Unterschiedlich Nachlast Mit Transient Aortenokklusionsvorrichtung <ol><li> Um transiente Aortenokklusionsvorrichtung durchführen, stellen einen kleinen horizontaler Schnitt in der oberen Brust und umgebendes Gewebe zu sezieren, um die Quer Aorta freizulegen. </li><li> Legen Sie eine 6-0 Seidenligatur unterhalb des Quer Aorta. Nach dem Druck-Volumen-Schleifen wurden auf die Grundlinie zurückkehrte, umklammern die beiden Enden des Nahtmaterials mit einem Nadelhalter, vorsichtig und langsam die Naht über 1-2 sec zu erhöhen, und die Spannung langsam freisetzen. </li&gt; <li> Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis drei separate optimale Aufnahmen sind aus dem gleichen Tier gemacht. Anmerkung: Optimale Aufnahmen sollte mindestens 5 Druckvolumen Schleifenzyklen und einen stetigen Anstieg der endsystolischen Drücke während der Anwendung der Spannung auf das Nahtmaterial (3A und 3C) haben. </li></ol> 5. Unterschiedlich Preload Mit Transient Untere Hohlvene Occlusion (IVC) <ol><li> Um transiente unteren Hohlvene Okklusion durchführen, stellen einen horizontalen Schnitt unterhalb des Schwertfortsatz unterhalb der Membran, um den IVC aussetzen. </li><li> Legen Sie eine 6-0 Seidenligatur unterhalb des IVC. Nach dem Druck-Volumen-Schleifen wurden auf die Grundlinie zurückkehrte, umklammern die beiden Enden des Nahtmaterials mit einer Nadelklemme; langsam und vorsichtig anheben Naht über 1-2 sec, und die Spannung langsam loslassen. IVC Okklusion kann auch durch die sanfte Anwendung von Druck mit einem Wattetupfer durchgeführt werden. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis drei separate optimale Aufnahmen made von demselben Tier. Anmerkung: Optimale Aufnahmen sollte mindestens 5 Druckvolumen Schleifenzyklen und einen stetigen Rückgang der linksventrikulären enddiastolischen Druck während des Anlegens der Spannung auf das Nahtmaterial haben (4A und 4B). </li></ol> 6. Saline Kalibrierung <ol><li> Am Ende der Studie kann eine Parallelleitfähigkeit (V p) Wert erhalten durch Injektion von 10 &amp; mgr; l Bolus von hypertonen Salzlösung (15%) in das Tier über die Jugularvene (5A und 5B). Anmerkung: Diese Bolus eine scheinbare Volumenzunahme ohne Druckänderung zu bewirken. Diese scheinbare Volumenänderung die Folge einer Änderung in der Blutpool Leitfähigkeit statt aufgrund einer tatsächlichen Volumenzunahme. Ein vorübergehender Rückgang der dP / dt max kann beobachtet werden, wie hypertoner Saline hat eine negative inotrope Wirkung 13. Der errechnete V p entlang in Druck Volumen-Schleife-Analyse-Software eingegeben werdenmit den Küvetten-Kalibrierungsparameter zu und konvertieren von RVUs in Mikroliter. </li></ol> 7. Küvetten-Kalibrierung <ol><li> Um eine Küvetten-Kalibrierung durchzuführen, setzen Sie eine Küvette mit Vertiefungen von bekannten Durchmesser des Herstellers auf einem Heizkissen oder ein Wasserbad gestellt auf 37 ºC. Füllen Sie die ersten 4-5 Löcher mit frischem warmem heparinisiertem Blut von Mäusen unterziehen hämodynamischen Einschätzungen. Hinweis: Eine Küvette Kalibrierung ermöglicht die genaue Beurteilung der linksventrikulären Blut-Pool mit der Maus Blut und ermöglicht die Umwandlung von Volumendaten aus RVUs auf Mikroliter. </li><li> Legen Sie die Leitfähigkeit Katheter in die erste Bohrung, bis alle Elektroden eingetaucht sind. Den Katheter zu bewegen vorsichtig in den Brunnen, die unterschiedlichen RVUs generieren. </li><li> Notieren Sie die Leitfähigkeit Änderungen im Volumen Kanal in RVUs. Wählen Sie die höchste RVU für die Kalibrierung. Hinweis: Das Volumen der Vertiefungen können entweder durch 1 unter Verwendung der Gleichung für das Volum berechnet)e eines Zylinders, wobei der Radius der des Küvettenvertiefung und die Länge ist von der Länge zwischen den inneren zwei Sensorelektroden oder 2) die Überprüfung in den Anweisungen des Herstellers berechnet. Der Leitwert Ausgang kann mit den bekannten Volumina korreliert werden, um eine Kalibrierungsgleichung, die die Daten in RVUs Mikroliter 11 wandelt entwickeln. </li></ol> 8. Euthanasie <ol><li> Beim Abschluß des Protokolls werden die Mäuse mit zervikale Dislokation während der Narkose eingeschläfert. </li><li> Um zu gewährleisten, Tod, Mäuse unterzogen wurden Genickbruch muss eine sekundäre Methode der Euthanasie unterzogen werden. Wir verwenden Ausbluten unter Narkose, mit Ernten von Herzgewebe für Experimente oder bilaterale Thorakotomie unter Narkose. </li></ol> 9. Datenanalyse unter Verwendung von Druck Volumen Loop-Analyse-Software <ol><li> Berechnen V p von Saline Kalibrierung <ol><li> Wählen Sie Druck und volume Schleifen während der Ausstoß von hypertonen Kochsalzlösung erhalten (5A und 5B) </li><li> Export-Schleifen, um Druckvolumen-Analyse-Software. Option für Saline-Kalibrierung wählen (5C) </li><li> Tragen Sie die berechnete V p-Wert (5D). Hinweis: Die V p-Wert wird durch die Ermittlung der Schnittpunkt der 1) enddiastolische Volumen vs. endsystolische Volumen aus der Kochsalzlösung Kalibrierung und 2) enddiastolische Volumen = End-systolischen Volumen Linie berechnet. Der Schnittpunkt dieser Linien stellt die V p, die durch die Druck-Volumen-Schleife Analysesoftware berechnet wird. </li></ol></li><li> Geben Leitfähigkeit, um die Lautstärke (RVU) Verhältnis des Volumens Kanaloptionen (1F) </li><li> Messen Sie Baseline-Druck-Volumen-Loop-Verhältnis <ol><li> Wählen 8-10 Herzzyklen aus Druck und Volumen-Kanäle einmal stabilen Zustand erreicht worden ist (2A) und der Ausfuhr nach Analyse weichenware. Identifizieren 5-6 endexspiratorischen Schleifen (2B) </li><li> Benutzen Sie die V p-Wert für die Parallelleitfähigkeit zu korrigieren. Wählen Sie die Option &quot;Steady State&quot; und erzeugen eine hämodynamische Übersichtstabelle (2C) </li></ol></li><li> Maßnahme Druck-Volumen-Schleife von Beziehungen während Aortakonstriktion <ol><li> Wählen 8-10 Herzzyklen aus Druck und Volumen Kanäle, die Aortakonstriktion vor der Erhöhung des enddiastolischen Druck (3A) und den Export an die Analysesoftware übereinstimmen. Identifizieren Sie 5-6 endexspiratorischen Schleifen (3C) </li><li> Wählen Sie &quot;Kontraktilität&quot; Analyse (3B), die die End-systolischen Druck Mengenverhältnis berechnet wird (ESPVR) </li></ol></li><li> Maßnahme Druck-Volumen-Schleife von Beziehungen während des IVC Verengung <ol><li> Wählen 8-10 Herzzyklen aus Druck und Volumen Kanäle, die IVC Verengung entsprechen (Figure 4A) und den Export in Analyse-Software. Identifizieren 5-6 endexspiratorischen Schlaufen (4B) </li><li> Wählen Sie &quot;Kontraktilität&quot; Analyse (3B), die Preload rekrutierbar Schlagarbeit berechnet werden (PRSW) (4C), Maximum dP / dt vs EDV (4D), sowie die ESPVR und End-diastolische Druck Volumen Beziehung (Abbildung 4E) </li></ol></li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Wir beschreiben ein Verfahren zur perfoming Druck-Volumen-Schleife Analyse unter Verwendung einer Leitfähigkeits Katheter in Mäusen, umfassende Analysen sowohl kardialen Kontraktilität und Relaxation abzuleiten. Suga, Sagawa und Kollegen verwendete Druck-Volumen-Schleifen, um Maßnahmen der kardialen Kontraktilität, insbesondere die Steigung der ESPVR oder das endsystolische Elastanz (E n) und E max definieren. Elastanz, die durch das Verhältnis von Druck zu Volumen (P / V) definiert ist, variiert ü...

Herzdruckvolumen Schleife Analyse liefert detaillierte Informationen über die Herzfunktion und sind der Goldstandard für die funktionelle Beurteilung 1. Während bildgebende Verfahren wie Echokardiographie oder Kardio-MRT liefern funktionelle Maßnahmen Diese Maßnahmen sind in hohem Maße von Lastbedingungen. Lastunabhängige Maßnahmen der kardialen Kontraktilität und Entspannung erfordern dynamische Messungen des ventrikulären Druck und Volumen Verhältnis über einen Bereich von Vor- und Nachlast. Das Verständnis für die Druck-Volumen-Verhältnis ergibt sich aus der bahnbrechenden Arbeiten von Sagawa und Kollegen 2,3. Sie zeigten in ex vivo perfundierten Hundeherzen, dass die Druck-Volumen-Schleife abgeleitet Kontraktilität Maßnahmen waren unabhängig von Belastungsbedingungen 4. In vivo Anwendung dieser Analysen wurde mit der Entwicklung der Leitfähigkeit Katheter in den 1980er Jahren möglich. Dieser technische Fortschritt erlaubt Kass und Kollegen, um Druck-Volumen-Schleife Analyse beim Menschen 5,6 durchzuführen. Miniaturisierung Konduktanz Katheter und Verbesserungen der chirurgischen Techniken in den späten 1990er Jahren 7 hergestellt Analyse Nagetier Herzfunktion durchführbar ist, so dass für genetische und pharmakologische Studien durchgeführt werden. Dieser Fortschritt hat seitdem führen zu dem weit verbreiteten Einsatz von Druck-Volumen-Loop-Analyse und hat ein hohes Maß an Einblick in Säugerherzphysiologie generiert. Ein Schlüsselkonzept bei der Verwendung der Leitfähigkeit Katheter und der Interpretation der Daten daraus zu erhalten ist das Verhältnis zwischen Volumen und Leitfähigkeit besitzen. Leitfähigkeit umgekehrt proportional zur Spannung, die mit einem Katheter mit Elektroden proximal angeordnet, in der Regel unterhalb der Aortenklappe angeordnet und distal im LV-Apex 8 gemessen wird, verwandt. Änderungen in der Spannung oder Konduktanz durch Stromänderungen von proximal nach distal Elektrode fließt, gemessen. Obwohl die Blut-Pool beitragens wesentlich zur Leitfähigkeit der Beitrag der Ventrikelwand, bezeichnet als Parallelleitfähigkeit (V p), gemessen Leitfähigkeit muss abgezogen werden, um absolute LV Volumenmessungen zu erhalten. Die Verfahren, um diese Korrektur durchzuführen, eine sogenannte Salz Kalibrierung sind in der nachstehenden Protokolls erörtert. Die mathematische Beziehung zwischen der Leitfähigkeit und des Volumens durch Baan und Mitarbeitern beschrieben ist, dass Volumen = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), wobei α = einheitliches Feld Korrekturfaktors, ρ = Blutwiderstand, L = Abstand zwischen den Elektroden, G = Leitfähigkeit und G p = Nichtblutleitfähigkeit 9. Zu beachten ist, das gleichmäßige Feldkorrekturfaktor bei Mäusen 1,0 nähert aufgrund kleiner Kammervolumen 10. Mit Druckwandler gekoppelt ist, stellt die Leitfähigkeit Katheter in Echtzeit gleichzeitige Druck- und Volumendaten. Cardiac pressure-Volumenanalyse zeigt besondere Vorteile gegenüber anderen Maßnahmen der Herzfunktion, da sie die für die Messung der Herzfunktion unabhängig von Belastungsbedingungen und der Herzfrequenz. Spezifische lastunabhängigen Herzindizes Kontraktilität sind: End-systolischen Druck Volumen Beziehung (ESPVR), d P / d t max -Ende-diastolische Volumen bezogen, maximal Elastance (E max) und Vorspannung rekrutierbar Schlagarbeit (PRSW). Eine Last-unabhängiges Maß für diastolischen Funktion ist die enddiastolischen Druck-Volumen-Beziehung (EDPVR) 11. Das folgende Protokoll beschreibt das Verhalten der Herzdruckvolumen Schleifenanalyse, unter Verwendung sowohl einer Karotis und eine apikale Ansatz. Während die Methodik, diese Studien durchzuführen sind im Detail zuvor 8,11 beschrieben worden ist, werden wir wichtige Schritte zu überprüfen, um genaue Druck-Volumen-Messung, einschließlich Kochsalzlösung und Küvetten-Kalibrierungskorrektur zu erhalten, und eine visuelle Demonstration von these Verfahren. Forschung mit Tieren aus für diese Studie durchgeführt wurde nach anerkannten Protokollen und Tierschutzvorschriften der Duke University Medical Center Institutional Animal Care und Verwenden Committee behandelt.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (Xylazin)&nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA Nr. 139-236</td><td>Anästhetikum</td></tr><tr><td>Ketaset (Ketamin)</td><td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anästhetikum</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Anästhesiegerät</td></tr><tr><td>Beatmungsgerät</td><td>Harvard Gerät</td><td>Modell 683</td><td>Chirurgisches Gerät</td></tr><tr><td>Schlauchsatz</td><td>Harvard Gerät</td><td>72-1049</td><td>Chirurgisches Gerät</td></tr><tr><td>Homötherme Decke&nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td> Stereomikroskop <td>für chirurgische Geräte</td></tr><tr><td></td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td>Surgical</td></tr><tr><td>Equipment Illuminator</td><td>Cole&ndash; Parmer</td><td>41720</td><td>Chirurgische Geräte</td></tr><tr><td>Dumont Nr. 55 Dumostar Pinzetten&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Graefe Pinzette, gebogen&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Moria MC31 Pinzette&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Mayo Schere&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Irisschere&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Halsey Nadelhalter&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Olsen Hegar Nadelhalter&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Federschere für chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Einweg-Unterlagen</td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Chirurgisches Zubehör</td></tr><tr><td>Sterile Mullschwämme, steril&nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Chirurgischer Bedarf</td></tr><tr><td>Applikatoren mit Wattespitze, steril&nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Chirurgisches Zubehör</td></tr><tr><td>Chirurgisches Nahtmaterial,&nbsp; Seide, 6-0&nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Chirurgischer Bedarf</td></tr><tr><td>1 cc Insulinspritzen</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Chirurgisches Zubehör</td></tr><tr><td>Zugang zu 9 Hämostase-Ventil</td><td>Merit Medical&nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Hämodynamisches Gerät</td></tr><tr><td>Blutdruckmessgerät</td><td>Baumanometer</td><td>320</td><td>Hämodynamisches</td></tr><tr><td>Gerät Millar PV-System MPVS-300/400 oder MPVS Ultra (einschließlich Kalibrinküvette)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Hämodynamisches Gerät</td></tr><tr><td>1,4F Leitwertkatheter</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Hämodynamische Geräte</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 mit Chart Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Hämodynamische Software</td></tr><tr><td>Tierschermaschine</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td>Sonstige</td></tr><tr><td>intradermische Schläuche PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Sonstige</td></tr><tr><td>intradermische Schläuche PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td>Sonstige</td></tr><tr><td>Nadelsortiment (18, 25 und 30 Gauge; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Sonstiges</td></tr><tr><td>0,9% (wt/vol) Natriumchlorid-Injektion, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC Nr. 0409-4888-50</td><td>Verschiedenes</td></tr><tr><td>Chirurgisches Klebeband</td><td></td><td></td><td>Verschiedenes</td></tr><tr><td>Alconox (Alconox Inc.) für die Katheterreinigung</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>Verschiedenes</td></tr></tbody></table>

cardiac druck-volumen-loop-analyse mit conductance-katheter bei mäusen

Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Die kardiale Druck-Volumen-Schleifenanalyse ist der "Goldstandard" bei der Beurteilung von belastungsabhängigen und belastungsunabhängigen Messungen der ventrikulären systolischen und diastolischen Funktion. Messungen der ventrikulären Kontraktilität und Compliance werden durch die Untersuchung der kardialen Reaktion auf Veränderungen der Nach- und Vorlast erhalten. Diese Techniken wurden ursprünglich vor fast drei Jahrzehnten entwickelt, um die Herzfunktion bei großen Säugetieren und Menschen zu messen. Die Anwendung dieser Analysen auf kleine Säugetiere, wie z. B. Mäuse, wurde durch die Optimierung mikrochirurgischer Techniken und die Entwicklung von Leitfähigkeitskathetern erreicht. Leitfähigkeitskatheter ermöglichen die Abschätzung des Blutpools, indem sie die Beziehung zwischen elektrischer Leitfähigkeit und Volumen ausnutzen. Wenn diese Techniken richtig durchgeführt werden, ermöglichen sie die Prüfung der Herzfunktion in genetischen mutierten Mausmodellen oder in Studien zur medikamentösen Behandlung. Die Genauigkeit und Präzision dieser Studien hängt von der sorgfältigen Kalibrierung der Instrumente, der systematischen Durchführung hämodynamischer Messungen und Datenanalysen ab. Wir werden die Methoden zur Durchführung von Druck-Volumen-Schleifen-Experimenten mit einem Leitwertkatheter bei Mäusen überprüfen.

Druck-Volumen-Loop-Analyse kann verwendet werden, um die Herzfunktion in gentechnisch veränderten Mäusen, 14,15 oder Mäusen unterziehen Arzneimittelstudien 16 zu messen. Repräsentative Druckvolumen Schlaufen sind aus früher veröffentlichten Arbeit 16 Untersuchung der Wirkung von ß-Arrestin voreingenommen AT1R Liganden, TRV120023. Um zu testen, ob TRV120023 wirkt sich die Herzfunktion in vivo, wurde Druck-Volumen-Loop-Analysen zu Wildtyp-Mäusen, die herkömmliche und neuartige Ang...

Die kardiale Druck-Volumen-Schleifenanalyse ist die umfassendste Methode zur Messung der Herzfunktion im intakten Herzen. Wir beschreiben eine Technik zur Durchführung und Analyse von Herzdruck-Volumenschleifen unter Verwendung von Leitwertkathetern.

Cardiac Druck-Volumen-Loop-Analyse mit Conductance-Katheter bei Mäusen

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, belastungsabhängige und belastungsunabhängige Parameter der ventrikulären systolischen und diastolischen Funktion zu bewerten. Dies wird zunächst durch die Platzierung eines Leitfähigkeitskatheters in das linke Ventrikel eines Mausherzens erreicht. Im zweiten Schritt wird die Aorta eingeengt, um die Nachlast zu verändern, gefolgt von einer Modifikation der Vorspannung durch die Einengung der Vena cava inferior.Im letzten Schritt wird der Leitfähigkeitskatheter sorgfältig kalibriert, um die Änderungen des Herzkammervolumens genau beurteilen zu können. Abschließend wird eine kardiale Druck-Volumen-Analyse durchgeführt, um lastabhängige und lastunabhängige Parameter der Herzfunktion zu ermitteln. Die Bedeutung dieser Technik reicht bis zur Therapie kardialer Dysfunktionen, da sie sowohl eine strenge Beurteilung der Herzfunktion als auch das Potenzial ermöglicht, funktionelle Phänotypen zu erkennen, die bei nicht-invasiven Untersuchungen übersehen werden könnten.Dr. Lan Mao, eine Maus-Neurochirurgin aus unserem Labor, wird dieses Verfahren demonstrieren, 30 Minuten bevor ein Leitfähigkeitskatheter in die linke Ventrikelkammer eingebracht wird. Tauchen Sie die Katheterspitze in warmes Salinlösung, während die Spitze einweicht. Rasieren Sie den Hals und die Brust einer anästhesierten erwachsenen Maus und legen Sie das Tier auf eine beheizte Unterlage.Nachdem die Salbe auf die Augen des Tieres aufgetragen wurde, führen Sie einen medianen Schnitt im Halsbereich durch und dissezieren die Trachealmuskulatur, um die Luftröhre freizulegen. Anschließend wird ein endotracheales Tubus über den Mund eingeführt, wobei die Luftröhre zur korrekten Platzierung des Tubus sichtbar gemacht wird, und das Tubus an den Beatmungsapparat angeschlossen. Stellen Sie die Beatmungseinstellungen entsprechend dem Gewicht des Tieres gemäß der Angaben ein.Danach, um den Katheter über einen Karotiszugang zu platzieren, einen Schnitt über der rechten A. carotis vom Unterkiefer bis zum Sternum vornehmen und das umgebende Gewebe dissezieren, um die rechte A. carotis freizulegen. Anschließend den Nebennerv, der neben der A. carotis verläuft, durchtrennen und eine Seidennaht mit sechs Unzen Stärke um das distale Ende der A. carotis legen. Zwei weitere Nähte unterhalb der A. carotis proximal zur ersten Naht platzieren und die mittlere Naht locker verknoten.Ziehen Sie dann vorsichtig an der proximalen Naht und befestigen Sie die Naht mit einer Klemme an der Haut. Wenn die A. carotis geklemmt wurde, sowohl proximal als auch distal, führen Sie einen kleinen Einschnitt in der rechten A. carotis proximal zur ersten Naht durch, der sich längs in Richtung des Brustkorbs erstreckt. Führen Sie nun die mit Kochsalzlösung getränkte Spitze des Leitungskatheters über den Einschnitt in das Gefäß ein und sichern Sie den Katheter mit der mittleren Naht.Dann führen Sie den Katheter vorsichtig über die Arteria carotis in das linke Ventrikel ein. Überwachen Sie die Druck-Volumen-Kurven-Aufzeichnung, um eine korrekte Platzierung sicherzustellen; eine optimale Position des Katheters ergibt rechteckig erscheinende Druck-Volumen-Kurven, die fünf bis zehn Minuten nach der Platzierung anhalten. Nehmen Sie Druck-Volumen-Kurven unter Basisbedingungen auf, bis ein stationärer Zustand erreicht ist, um den Katheter über einen apikalen Zugang zu platzieren. Führen Sie den initialen Schnitt vom Schwertfortsatz lateraldurch die Brustwand bis zur Sichtbarmachung des Zwerchfells durch.Schneiden Sie durch das Zwerchfell, um die Herzspitze sichtbar zu machen, und verwenden Sie eine Nadel mit einer Größe von 25 bis 30 Gauge, um eine Einstichwunde in der Spitze des linken Ventrikels zu erzeugen. Führen Sie dann den Konduktanzkatheter durch die Einstichwunde so ein, bis die proximale Elektrode gerade innerhalb des Ventrikels liegt. Nehmen Sie anschließend die Basisdruck-Volumen-Kurven wie zuvor gezeigt auf, um die Nachlast durch vorübergehende Aortenokklusion zu variieren.Beginnen Sie mit einem kleinen horizontalen Schnitt in der oberen Brustregion und dissezieren Sie das umgebende Gewebe, um die Aorta transversa freizulegen. Legen Sie eine Ligatur aus 6,0er Seidenfaden unter die Aorta transversa. Sobald die Druck-Volumen-Kurven wieder den Ausgangswert erreicht haben, führen Sie beide Enden der Ligatur in ein kurzes Stück PE-50-Schlauch ein, fixieren beide Fadenenden mit einer Nadelhalterklemme und heben den Faden langsam und vorsichtig über einen Zeitraum von ein bis zwei Sekunden an, gefolgt von einer langsamen Entspannung der Spannung am Gefäß.Optimale Ableitungen sollten mindestens fünf Druck-Volumen-Loop-Zyklen aufweisen und einen gleichmäßigen Anstieg der end-systolischen Drücke während der Applikation der Zugspannung am Nahtmaterial zeigen. Um die Vorlast durch vorübergehende Okklusion der unteren Hohlvene (Vena cava inferior) zu variieren, führen Sie einen vertikalen Schnitt unterhalb des Xiphoidprozesses und unterhalb des Zwerchfells durch, um die untere Hohlvene freizulegen.Legen Sie eine Sechser-Nylon-Ligatur unter die untere Hohlvene. Sobald sich die Druck-Volumen-Kurven wieder auf den Ausgangswert eingependelt haben, fassen Sie beide Enden des Fadens mit einer Nadelhalterzange und heben den Faden langsam und vorsichtig über einen Zeitraum von ein bis zwei Sekunden an, gefolgt von einer langsamen Entspannung der Spannung am Gefäß. Optimale Aufnahmen sollten mindestens fünf Druck-Volumen-Kreislaufzyklen umfassen und während der Anwendung der Fadenzugspannung einen gleichmäßigen Abfall des linksventrikulären und diastolischen Drucks zeigen, um eine Kalibrierung mit Kochsalzlösung durchzuführen.Am Ende der Studie eine 10-Mikroliter-Bolus-Injektion von hypertonischer Kochsalzlösung über die Vena jugularis in das Tier verabreichen, um einen Parallelleitwert zu erhalten. Ein scheinbarer Anstieg des Volumens wird beobachtet, ohne dass sich der Druck aufgrund der Änderung der Leitfähigkeit des Blutpools verändert. Um eine Vete-Kalibrierung durchzuführen, eine Vete mit Vertiefungen bekannter Durchmesser auf 37 Grad Celsius erwärmen und die ersten drei Löcher mit frischem, warmem, heparinisiertem [Spannendaten] füllen.Blut von Mäusen, die hämodynamischen Untersuchungen unterzogen werden, wird in einen vom Hersteller mitgelieferten Kunststoffadapter für das Vete gefüllt. Dieser hält den Leitfähigkeitskatheter während der Kalibrierung stationär. Anschließend wird der Leitfähigkeitskatheter in das erste Bohrloch eingeführt, bis alle Elektroden untergetaucht sind.Notieren Sie abschließend die Leitfähigkeit im Volumenkanal, um zu überprüfen, ob der beta-Arrestin-vermittelte Angiotensin-II-Rezeptor-Typ-1-Ligand TR RV 1 2 0 0 2 3 die Herzfunktion beeinflusst. Eine in-vivo-Druck-Volumen-Kurven-Analyse wurde an Wildtyp-Mäusen durchgeführt, die konventionelle oder neuartige Angiotensin-Rezeptorblocker erhielten. Tatsächlich erhöhte in diesem Experiment die intravenöse Infusion von TR RV 1 2 0 0 2 3 die kardiale Kontraktilität signifikant im Vergleich zu konventionellen und Kontrollbehandlungen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine Druck-Volumen-Kurven-Analyse unter Verwendung sowohl der Aorten- als auch der unteren Hohlvenenverengung durchführt, um lastabhängige und lastunabhängige Parameter der Herzfunktion zu erhalten.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieser Artikel beschreibt die Messung der linksventrikulären Funktion von Mäusen mittels Druck-/Volumenanalyse bei verschiedenen Herzfrequenzen.

Herzkatheter in Mäuse, um den Druck Volumen Relationship Maßnahme: Untersuchung der Bowditch Effect

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Mess Druck Volumen Loops in der Maus

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Cardiac Druck-Volumen-Loop-Analyse mit Conductance-Katheter bei Mäusen

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