Name: Eine vergleichende Studie von Drug-Delivery-Methoden Gezielte an die Maus Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanale Injection (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 18 s
Description: Erfahren Sie zwei Mikrochirurgie-Methoden für lokale Medikamentengabe am Innenohr der Maus: Bullostomie und transtympanale Injektion. Beide Techniken ermöglichen minimal-invasive Therapieansätze bei Hörverlust.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren möchten die Genomik und nicht-invasive neuroBewertungsEinrichtungen (IIBM, CSIC-UAM) für ihre technische Unterstützung danken. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse der spanischen &quot;Ministerio de Economia y Competitividad&quot; (FEDER-SAF2014-53979-R) und der Europäischen Union (FP7-AFHELO und FP7-PEOPLE-TARGEAR) zu IVN unterstützt.

Stellen Sie sicher, dass die Behandlung der Tiere Verfahren in Übereinstimmung mit den internationalen und nationalen Vorschriften. Das Protokoll folgt der Europäischen Gemeinschaft 2010/63 / EU und der spanischen RD 53/2013 Leitlinien sind. 1. Allgemeine Tierbehandlung <ol><li> Feed - Mäuse ad libitum mit einer Standarddiät und Trinkwasser. Kontrolle der Gesundheit und Wohlbefinden durch folgende Föderation für Labortierkunde Verbände (FELASA) Empfehlungen. </li></ol> 2. Anhörung Bewertung HINWEIS: Track funktionelle Auswirkungen der mikrochirurgische Eingriffe durch Testen Anhörung vor und oft nach der Operation (in dieser Arbeit 2, 7, 14 und 28 d postmicrosurgery) mit nicht-invasive Verfahren wie ABR 9. <ol><li> Für den Test ABR, betäuben Mäuse mit kurzer Dauer Wirkung Protokolle dh intraperitoneale Injektion von Ketamin (100 mg / kg Körpergewicht (KG) und Xylazin (10mg / kg, BW). Alternativ führen Tests unter Inhalationsanästhesie zu hören. HINWEIS: Da ABR - Parameter durch den Anästhetikum Protokoll 28 beeinflusst werden kann, das gleiche während des gesamten Experiments verwendet werden . </li><li> Schauen Sie sich die Tiefe der Anästhesie durch den Zehen Prise Reflex zu testen. HINWEIS: Wenn der Rückzug Reflex verschwindet, hat das Tier eine angemessene Narkosetiefe erreicht Gehörtests durchzuführen. </li><li> Schützen die Augen von Desikkation und sekundären Keratoconjunctivitis sicca durch topische Verabreichung von Tränenergänzungsmittel, wie Hydroxypropylmethylcellulose basierenden Gelen. </li><li> Halten Sie die Maus bei physiologischer Temperatur (37,5-38 ° C) während des gesamten Verfahrens. Zur Vermeidung von elektrischen Störungen, verwenden Sie eine warme Wasserpumpe und Wärmflaschen. Überwachen Sie die Körpertemperatur mit rektalen Sonden. Immer darauf achten, dass das Tier zu überhitzen. HINWEIS: Wir empfehlen, das Heizkissen mit einem Flächendesinfektionsmittel zwischen Mäusen zu reinigen.0; Zur Anästhesie Ein- und Ausleitung, elektrische Heizkissen, Glühlampen oder Infrarot-Licht verwendet werden. </li><li> ABR Verfahren HINWEIS: Für ABR Registrierung verwenden, um eine Computer-Workstation mit einer nach innen gerichteten Soundkarte Wellenformen zu erzeugen (Digital-Analog-DA-Ausgang, Umwandlung) und elektrische Antwortwellenformen digitalisieren (analog zu digital, AD-Eingang), ein Dämpfungsglied, ein Oszilloskop und ein niederohmigen Verstärker. Moderne auditorischen Workstations (dh Tucker Davis Techonologies) umfassen alle diese Komponenten in einem einzigen kompakten System. <ol><li> Legen Sie die narkotisierten Maus in Bauchlage auf den Heizkissen in einem schalldämpfenden Kammer zu vermeiden , Umgebungsgeräusche Störungen und Nachhall (Abbildung 1). </li><li> Liefern akustische Reize in den äußeren Gehörgang. Verwenden Sie voreingestellte Stimuli oder neue Signale mit der entsprechenden Software entwickelt. Schließen Sie den DA-Workstation auf den ausgewählten Lautsprecher. HINWEIS: FreE-Feld oder geschlossenen Bereich in den äußeren Gehörgang eingeführt Lautsprecher verwendet werden könnten. Die ersteren sind bevorzugt, wenn sie mit Mäusen arbeiten wegen der Schwierigkeit in der Sonde Einsetzen und Schallkalibrierungs in geschlossenen Systemen. Freifeld-Lautsprecher beide Ohren zu stimulieren und eine binaurale Antwort hervorrufen. Zur Erzielung überwiegend Mono - Antworten mit Freifeld - Lautsprecher, hat kontralateralen Aktivität durch Okklusion beseitigt werden (dh mit Ohrstöpsel) oder durch den Lärm maskieren. <ol><li> Platzieren Freifeldlautsprecher in einem festen Abstand (in der Regel 5 bis 20 cm) mit Blick auf den Kopf oder ausgewählte Ohr mit der Mitte des Lautsprechers mit dem äußeren Gehörgang ausgerichtet ist. Stellen Sie sicher, dass keine Hindernisse zwischen dem Lautsprecher und dem Ohr, und dass die Ohrmuschel vollständig geöffnet wird. </li></ol></li><li> Platzieren Edelstahl subdermal Nadelelektroden wie folgt: i) die aktive (positive) Elektrode in die Kopfhaut zwischen den Ohren (über dem Scheitel des Schädels), ii) die Referenz (negative) Elektrode, in der GlandulaBereich unterhalb der Ohrmuschel und iii) die Erdungselektrode in der Rückseite, Schwanz oder Hinterbeinbereich (Abbildung 1). <ol><li> Überprüfen Sie die elektrische Impedanz in den positiven und negativen Elektroden. Stellen Sie sicher, dass die Impedanz weniger als 3 kOhm (idealerweise 1 kOhm). Wenn sie höher ist, neu zu positionieren, mit Alkohol reinigen oder die Elektroden ersetzen. </li></ol></li><li> Für ABR - Aufzeichnung, erzeugen Breitband Klicks und reine Tonfrequenzen und Gegenwart bei Intensitäten 90 bis 10 dB in Bezug auf den Schalldruckpegel (SPL) in 5-10 dB SPL abnehm Schritte 27, 29, 30. <ol><li> Anwesend kurzen Klick oder Ton - Burst Stimuli (1-5 ms) mit hohem Pegel beginnen (dh 80 oder 90 dB SPL) und die Verringerung der Intensität in 5-10 dB SPL Schritten. Registrieren Sie die elektrische Reaktion in den ersten 10 ms nach der Stimulation (evozierte ABR Antworten erscheinen bei 6-8 ms). HINWEIS: Aus diesem Grund Stimulationsratensollte nicht höher als 50 Impulse / s (normal 20-50). </li></ol></li><li> Amplify, aufzeichnen und im Durchschnitt die hervorgerufene elektrische Antwort auf jeden Reiz und Intensität. Verwenden Sie einen Verstärker mit geringem Rauschen und ein gutes Signal-Rausch-Verhältnis, und verbinden Sie es mit dem D-Eingang. HINWEIS: ABRs haben sehr niedrige Amplituden, die typischerweise unter 1 &amp; mgr; V (peak-to-peak) und muss einen Verstärker mit sehr geringem Rauschen aufgezeichnet werden. In normalem Gehör Mäuse entstehen klare ABR Wellen nach durchschnittlich 100 bis 200 Antworten, aber qualitativ hochwertige Aufnahmen, oder in dem Fall zu erhalten , Schwerhörigkeit, werden mehr Wiederholungen empfohlen (750-1.000) 27. </li><li> bestimmen visuell ABR Schwelle während des Tests. HINWEIS: Die ABR Schwelle ist die niedrigste Intensität Schallreize , die eine zuverlässige ABR mit Wellen Aufzeichnungs entlockt I bis IV deutlich sichtbar und mittlere Spitze-zu-Spitze - Spannung 2 SD über dem mittleren Hintergrundaktivität 31. Diese Daten werden bestätigt duRinganalyse off-line, zusammen mit anderen Parametern einschließlich Spitze und Interpeak-Latenz und Amplituden Welle. </li><li> Führen Analysedaten entweder manuell oder automatisch. <ol><li> Für die manuelle Analyse, identifizieren die 4-5 ABR Wellen (I, II, III ... usw.) Und die Spitzen markieren (P1, P2, P3 ...) und Täler (N1, N2, N3 ...) für jede Welle. Sobald die Analyse, Daten in eine Tabelle oder eine Textdatei abgeschlossen. HINWEIS: Spezielle Software für die elektrische Antwort Aufzeichnung der Regel führt die Analyse automatisch. Weitere Messungen können in dem ABR - Aufzeichnung in Reaktion auf eine feste Intensität (dh 70 oder 80 dB SPL) oder bei Intensitäten relativ zu einzelnen Klick Schwellen (dh 15 dB SPL über dem Grenzwert) ermittelt werden. </li></ol></li></ol></li><li> Führen Sie eine statistische Analyse von ABR-Daten die entsprechende Software. In Abhängigkeit von der experimentellen Design, die Verwendung Standard-T-Test oder Varianzanalyse (ANOVA) gepaart Haupt ABR Parame vergleichenters in den verschiedenen Gruppen 26, 30. HINWEIS: In Langzeitstudien werden viele funktionelle Daten von demselben Tier zu verschiedenen Zeitpunkten gesammelt (dh vor und nach der Mikro). In diesem Fall wird ein allgemeines lineares Modell wiederholt Maßnahme Test liefert eine detaillierte Abweichungsanalyse. </li></ol> 3. Fahrzeugvorbereitung <ol><li> Bereiten Sie und Fahrzeug Lösungen unter sterilen Bedingungen. HINWEIS: Flüssige Lösungen sind in der Regel schnell durch die Eustachische Röhre gelöscht. Verschiedene injizierbare Verabreichungssysteme könnte die Verweilzeit des Arzneimittels zu erhöhen , im Mittelohr, einschließlich Hydrogele und Nanoteilchen 32 verwendet werden. <ol><li> CGP-Hydrogel, lösen sich 75% deacetyliertes Chitosan in 0,2 M Essigsäure ergab eine 1,5-2% (wt / wt) Chitosan-Lösung herzustellen. In 9% Glycerophosphat (wt / wt) zu dieser Lösung 7. Bereiten Sie die Lösungunmittelbar vor der Verabreichung und zu speichern, das Hydrogel bei 4 ° C bis zur Verwendung. HINWEIS: Die CGP-Hydrogel ist mäßig viskoses, aber noch injizierbare bei dieser Temperatur. Unter 4 ° C ändert er an eine feste Phase, ihre Anwendung zu blockieren. Nach der Anwendung erfährt CGP einen Phasenübergang zu einem halbfesten Gel in etwa 15 min bei 37 ° C. </li><li> Aliquot (0,5 ml) Handels RL-Puffer und lagern bei 4 ° C bis zur Verwendung. </li></ol></li></ol> 4. mikrochirurgische Eingriffe <ol><li> Induzieren allgemeiner Anästhesie mit Ketamin basierend Kombinationen von Sedativa und Analgetika (dh Ketamin 100 mg / kg, Medetomidin 0,05 mg / kg und phentanile 0,025 mg / kg) durch intraperitoneale Injektion, gefolgt von Inhalationsmitteln (dh Isofluran). <ol><li> Die O 2 -Versorgung zu Isofluran Dampf Nach injizierbare Mittel verabreicht, stellen Sie die Betäubung facemask an die Maus Schnauze und zu verbinden. Pflegen Sie die Inhalationsanästhesie während derMikrochirurgie und Überwachung der Narkose Ebene mit der Zehen Prise Reflex und Atemmuster. Beginnen chirurgische Vorbereitung, wenn der Reflex vollständig aufgehoben und die Maus präsentiert regelmäßige Atmung. </li><li> Aufrechterhaltung der Körpertemperatur mit Heizkissen während des gesamten Verfahrens und zum Schutz der Augen vor der Hornhaut Keratitis mit einem Hydroxypropylmethylcellulose-Gel auf. </li></ol></li><li> Bereiten Sie einen sauberen chirurgischen Bereich von sterilen Tüchern verwendet wird. Sterilisieren die mikrochirurgische Instrumente mit einem Glasperlen Sterilisator vor der Operation. Aufrechterhaltung steriler Bedingungen während des gesamten chirurgischen Eingriffs (sterile Handschuhe, Abdecktücher, chirurgische Instrumente, etc.). </li><li> Mikrochirurgie <ol><li> Bullostomy HINWEIS: Bullostomy ist eine einseitige Verfahren. Betreiben Sie ein Ohr der Maus und verwenden Sie das Gegenohr als Kontrolle. <ol><li> Platzieren Sie die Maus in einem Dekubitus Rückenlage. Bereiten Sie den OP-Bereich an der ventralen Oberfläche des Halses mit KlipperEntfernen Sie das Fell. Reinigen Sie die Haut mit Povidonjodid Basis antiseptische Lösung und decken Sie es mit sterilen Tüchern. </li><li> Mit einem Skalpell, machen Sie eine 2 cm Längsschnitt aus dem Unterkiefer des Schlüsselbeins. </li><li> In der Vergrößerung mit einem Operationsmikroskop, identifizieren die Submandibulardrüse und trennen beide mit einer Pinzette. Fahren Sie die Submandibulardrüse und lokalisieren den Ursprung des M. digastricus und der Gesichtsnerv. </li><li> Einen Einschnitt in den Ursprung des M. digastricus mit einer Schere und einfahren es ventral, Freilegung der darunterliegenden minderwertig medialen Aspekt der Bulla tympanica. </li><li> Machen Sie eine Öffnung in der Bulla hinein durch das Bohren mit einer 27 G - Nadel (2A). Localize die Steigbügel Arterie und die RW - Membran kaudal es (2B). Reinigen Sie das Blut aus dem gebohrten Bereich mit einem resorbierbaren Gelatineschwamm. </li><li> Unter Verwendung einer 34 G-Katheter und eine Glasmikro Spritze injizieren langsam 3-5 μL der Fahrzeuglösung (CGP-Hydrogels oder RL) durch die bullostomy direkt auf die RW Nische, it (2C) zu füllen. Seal die bullostomy mit 1-2 Tropfen Gewebekleber. </li><li> Bringen Sie die Submandibulardrüse in ihre Ausgangsposition und schließen Sie die Hautschnitte mit 5-0 Seide chirurgisches Naht. Tragen Sie eine Chlorhexidin-basierte Antiseptikum um den Einschnitt Wundinfektion zu vermeiden. HINWEIS: Die resorbierbaren und nicht resorbierbaren Nahtmaterialien verwendet werden könnten. Nicht-resorbierbaren Fäden müssen in 2 Wochen entfernt werden. Seide ist nicht für den Hautverschluss empfohlen, da seine Verwendung mit Schnitt Infektion und lokale Gewebereaktionen assoziiert ist. </li></ol></li><li> Bilaterale transtympanale Injektion <ol><li> Platzieren Sie die Maus in der Seitenlage und bereiten einen aseptischen OP - Bereich unterhalb des äußeren Gehörgangs , wie in 4.3.1.1 beschrieben. </li><li> Bilden eine 0,5 cm Längsschnitt im vertikalen Teil des äußeren Gehörgang nahe dem Tragus und sEIL die innere Hautfalte der Ohrmuschel (optional). </li><li> Suchen Sie das Trommelfell am Ende des äußeren Gehörgang mit einem Operationsmikroskop (2E) und identifizieren die oberen pars flaccida und die inferior pars tensa, die in vorderen und hinteren Abschnitten durch den Griff des Hammers unterteilt ist (Figur 2F) . </li><li> Machen Sie eine kleine myringostomy im kaudalen Teil der Pars flaccida. Machen Sie einen zusätzlichen Einschnitt in der Pars tensa des Trommelfells, Luftevakuierung während der Injektion 33 zu ermöglichen. Sanft injizieren 10-15 ul Vehikel (CGP-Hydrogel oder RL) Lösung mit einer Glasmikrospritze mit einem Katheter 34 G verbunden durch die Pars flaccida, in der Nähe der RW Nische , bis das Mittelohr deutlich voll ist. </li><li> Schließen Sie die Hautschnitte mit 5-0 Seide chirurgisches Naht und sauber wie in 4.3.1.7 beschrieben. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf der anderen Seite und operdas Gegenohr aß (Schritte 4.3.2.1-to 4.3.2.5). </li></ol></li></ol></li><li> Halten Sie die Maus auf einem Heizkissen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat. Nicht ein Tier zurück, die Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis sie vollständig erholt. </li><li> Überwachen Sie den Körperzustand, Aktivität und das Vorhandensein von Anzeichen von Schmerzen oder Stress. Analgetika bereitzustellen , wenn erforderlich (dh Buprenorphin 0,05 mg / kg, Carprofen 5-10 mg / kg). Überprüfen Sie die OP-Wunde täglich und Haut entfernen Verschlüsse 7-14 Tage nach der Operation, nachdem geprüft wurde, dass die Wunde verheilt ist. </li></ol> 5. Morphologische Auswertung von Cochlear Cytoarchitektur <ol><li> Euthanize die Maus am Ende des Experiments (in dieser Arbeit 28 Tage postmicrosurgery), mit einer intraperitonealen Pentobarbitalüberdosis (100 mg / kg), um die langfristigen Auswirkungen der Operation zu studieren. </li><li> Führen Sie eine transkardialer Perfusion mit kalter 0,1 M phosphatgepufferterKochsalzlösung (PBS), pH 7,5, gefolgt von 4% (wt / v) Paraformaldehyd (PFA) in 0,1 M PBS, pH 7,5 mit 26 beschrieben. ACHTUNG: Paraformaldehyd ist sehr giftig; Vermeiden Sie den Kontakt mit Haut, Augen oder Schleimhäute. Vermeiden Sie das Pulver während der Messung und die Vorbereitung zu atmen. </li><li> Verwenden Sie ein Stereomikroskop das Innenohr aus dem Schläfenbein zu sezieren, wie 34 beschrieben, 35 , ohne die vestibulären und Cochlea - Komponenten des Innenohrs zu trennen. </li><li> Fixieren den isolierten Innenohr mit 4% (wt / v) PFA in 0,1 M PBS, pH 7,5 bei 4 ° C für 12 h unter leichtem Schütteln. Waschen 3x 5 min mit 0,1 M PBS, pH-Wert 7,5. </li><li> Entkalken die Proben mit 10% Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), hergestellt in 0,1 M PBS, pH 6,5 bei 4 ° C für 10 d unter konstantem Schütteln, die EDTA-Lösung alle 3 d ändert. </li><li> Wenn Cochlea eine weiche Konsistenz erwerben, entfernen EDTA und waschen 3x 5 min mit 0,1 M PBS, pH 7,5, with bei RT schütteln. </li><li> Einbetten der Proben in Paraffinwachs als 34 beschrieben und machen 7 um dicke Cochlea - Abschnitte mit dem modiolus parallel. </li><li> Zur Beurteilung der Cochlea Cytoarchitektur, Fleckenabschnitte mit Hämatoxylin und Eosin (H &amp; E) 30 und einem Lichtmikroskop mit einer Digitalkamera verbunden verwenden , um Bilder mit 4X und 20X - Linsen. </li></ol> 6. Cochlear Genexpression <ol><li> Reinigen Sie die Arbeitsfläche und chirurgische Instrumente mit RNAse Dekontaminationslösung. </li><li> Euthanize die Maus wie unter 5.1 beschrieben und schnell sezieren aus dem Innenohr aus dem Schläfenbein mit einem Mikroskop. Tauchen Sie das Innenohr in einer Glasschale mit Ribonukleinsäure (RNA) Schutz und Stabilisator-Reagenz. </li><li> Entfernen Sie die restlichen Felsenbein mit Juwelier Zange und trennen Sie vorsichtig die Cochlea von der Vorhalle 35 Vanna Auge Schere. </li><li> unmittelbar transfer die Cochlea in ein 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen mit 80 ul RNA Schutz und Stabilisatorlösung und das Gewebe einzufrieren, indem das Röhrchen in Trockeneis platzieren. Erhalten Cochlea Proben bei -70 ° C bis zur Verwendung. </li><li> Isolieren Cochlea - RNA als 35 beschrieben und bestimmen seine Qualität und Quantität spektrophotometrisch. </li><li> Generieren Cochlea-cDNA aus gleichen Mengen an Gesamt-Maus-RNA eine reverse Transkription kommerziellen Kits. </li><li> Führen Sie qRT-PCR komplementäre Desoxyribonukleinsäure (cDNA) in dreifacher Ausfertigung zu verstärken Gen - Transkripte 35, 36 zu messen. HINWEIS: In dieser Arbeit pro- und anti-inflammatorische Gen - Transkripte von IL1B, IL6, Tgfb1, TNFa, Il10 und DUSP1 wurden gemessen. </li><li> Berechnen relativen Expressionsverhältnissen durch Normierung Zieltranskripts cycle threshold (Ct) Ebenen dem arithmetischen Mittel des Referenzgens Ebene und der relativen Quantifizierung durch die NormalisierungProblemgruppe Transkriptniveaus dem arithmetischen Mittel der Kalibrator Gruppe 37. </li></ol>

<ol><li>Dror, A. A., Avraham, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hearing+impairment%3A+a+panoply+of+genes+and+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Hearing impairment: a panoply of genes and functions.</a> Neuron. 68 (2), 293-308 (2010).</li>
<li>Muller, U., Barr-Gillespie, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+treatment+options+for+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">New treatment options for hearing loss.</a> Nat Rev Drug Discov. 14 (5), 346-365 (2015).</li>
<li>Okano, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immune+system+of+the+inner+ear+as+a+novel+therapeutic+target+for+sensorineural+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Immune system of the inner ear as a novel therapeutic target for sensorineural hearing loss.</a> Front Pharmacol. 5, 205(2014).</li>
<li>Rivera, T., Sanz, L., Camarero, G., Varela-Nieto, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+delivery+to+the+inner+ear%3A+strategies+and+their+therapeutic+implications+for+sensorineural+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Drug+Deliv%22%5BJournal%5D)">Drug delivery to the inner ear: strategies and their therapeutic implications for sensorineural hearing loss.</a> Curr Drug Deliv. 9 (3), 231-242 (2012).</li>
<li>Horie, R. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stealth-nanoparticle+strategy+for+enhancing+the+efficacy+of+steroids+in+mice+with+noise-induced+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Nanomedicine+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Stealth-nanoparticle strategy for enhancing the efficacy of steroids in mice with noise-induced hearing loss.</a> Nanomedicine (Lond). 5 (9), 1331-1340 (2010).</li>
<li>Kanzaki, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+in+vivo+imaging+analysis+of+an+inner+ear+drug+delivery+system%3A+Drug+availability+in+inner+ear+following+different+dose+of+systemic+drug+injections%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Novel in vivo imaging analysis of an inner ear drug delivery system: Drug availability in inner ear following different dose of systemic drug injections.</a> Hear Res. 330 (Pt A), 142-146 (2015).</li>
<li>Paulson, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+controlled+local+drug+delivery+system+for+inner+ear+disease%29%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">A novel controlled local drug delivery system for inner ear disease).</a> Laryngoscope. 118 (4), 706-711 (2008).</li>
<li>Fetoni, A. R., Troiani, D., Eramo, S. L., Rolesi, R., Paludetti Troiani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+different+routes+of+administration+for+Coenzyme+Q10+formulation+in+noise-induced+hearing+loss%3A+systemic+versus+transtympanic+modality%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Efficacy of different routes of administration for Coenzyme Q10 formulation in noise-induced hearing loss: systemic versus transtympanic modality.</a> Acta Otolaryngol. 132 (4), 391-399 (2012).</li>
<li>Murillo-Cuesta, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+drug+application+to+the+round+window%3A+a+comparative+study+of+ototoxicity+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Direct drug application to the round window: a comparative study of ototoxicity in rats.</a> Otolaryngol Head Neck Surg. 141 (5), 584-590 (2009).</li>
<li>Pullens, B., van Benthem, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratympanic+gentamicin+for+Meniere%27s+disease+or+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst+Rev%22%5BJournal%5D)">Intratympanic gentamicin for Meniere's disease or syndrome.</a> Cochrane Database Syst Rev. (3), (2011).</li>
<li>Lavigne, P., Lavigne, F., Saliba, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratympanic+corticosteroids+injections%3A+a+systematic+review+of+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Arch+Otorhinolaryngol%22%5BJournal%5D)">Intratympanic corticosteroids injections: a systematic review of literature.</a> Eur Arch Otorhinolaryngol. , (2015).</li>
<li>Park, S. H., Moon, I. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Round+window+membrane+vibration+may+increase+the+effect+of+intratympanic+dexamethasone+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Round window membrane vibration may increase the effect of intratympanic dexamethasone injection.</a> Laryngoscope. 124 (6), 1444-1451 (2014).</li>
<li>Phillips, J. S., Westerberg, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratympanic+steroids+for+Meniere%27s+disease+or+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst+Rev%22%5BJournal%5D)">Intratympanic steroids for Meniere's disease or syndrome.</a> Cochrane Database Syst Rev. (7), (2011).</li>
<li>Trune, D. R., Canlon, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corticosteroid+therapy+for+hearing+and+balance+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec+%28Hoboken%29%22%5BJournal%5D)">Corticosteroid therapy for hearing and balance disorders.</a> Anat Rec (Hoboken). 295 (11), 1928-1943 (2012).</li>
<li>Wei, B. P., Stathopoulos, D., O'Leary, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Steroids+for+idiopathic+sudden+sensorineural+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst+Rev%22%5BJournal%5D)">Steroids for idiopathic sudden sensorineural hearing loss.</a> Cochrane Database Syst Rev. 7, (2013).</li>
<li>Varela-Nieto, I., Silvia, M. -C., Rodriguez-de la Rosa, L. ourdes, Lassaletta, L. uis, Contreras, J. ulio <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IGF-I+deficiency+and+hearing+loss%3A+molecular+clues+and+clinical+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Endocrinol+Rev%22%5BJournal%5D)">IGF-I deficiency and hearing loss: molecular clues and clinical implications.</a> Pediatr Endocrinol Rev. 10 (4), 12(2013).</li>
<li>Nakagawa, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Audiometric+outcomes+of+topical+IGF1+treatment+for+sudden+deafness+refractory+to+systemic+steroids%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Audiometric outcomes of topical IGF1 treatment for sudden deafness refractory to systemic steroids.</a> Otol Neurotol. 33 (6), 941-946 (2012).</li>
<li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+intratympanic+formulations+for+inner+ear+delivery%3A+methodology+and+sustained+release+formulation+testing%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Dev+Ind+Pharm%22%5BJournal%5D)">Evaluation of intratympanic formulations for inner ear delivery: methodology and sustained release formulation testing.</a> Drug Dev Ind Pharm. 40 (7), 896-903 (2014).</li>
<li>Nakagawa, T., Ito, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+drug+delivery+to+the+inner+ear+using+biodegradable+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Ther+Deliv%22%5BJournal%5D)">Local drug delivery to the inner ear using biodegradable materials.</a> Ther Deliv. 2 (6), 807-814 (2011).</li>
<li>Buckiova, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+drug+delivery+to+the+cochlea+through+application+of+nanoparticles+to+the+round+window+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Nanomedicine%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive drug delivery to the cochlea through application of nanoparticles to the round window membrane.</a> Nanomedicine. 7 (9), 1339-1354 (2012).</li>
<li>Stover, T., Yagi, M., Raphael, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+gene+transfer%3A+round+window+versus+cochleostomy+inoculation%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Cochlear gene transfer: round window versus cochleostomy inoculation.</a> Hear Res. 136 (1-2), 124-130 (1999).</li>
<li>Ahmed, T. A., Aljaeid, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation%2C+characterization%2C+and+potential+application+of+chitosan%2C+chitosan+derivatives%2C+and+chitosan+metal+nanoparticles+in+pharmaceutical+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Des+Devel+Ther%22%5BJournal%5D)">Preparation, characterization, and potential application of chitosan, chitosan derivatives, and chitosan metal nanoparticles in pharmaceutical drug delivery.</a> Drug Des Devel Ther. 10, 483-507 (2016).</li>
<li>Bhattarai, N., Gunn, J., Zhang, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chitosan-based+hydrogels+for+controlled%2C+localized+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Chitosan-based hydrogels for controlled, localized drug delivery.</a> Adv Drug Deliv Rev. 62 (1), 83-99 (2010).</li>
<li>Rao, S. B., Sharma, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+chitosan+as+a+biomaterial%3A+studies+on+its+safety+and+hemostatic+potential%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res%22%5BJournal%5D)">Use of chitosan as a biomaterial: studies on its safety and hemostatic potential.</a> J Biomed Mater Res. 34 (1), 21-28 (1997).</li>
<li>Supper, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermosensitive+chitosan%2Fglycerophosphate-based+hydrogel+and+its+derivatives+in+pharmaceutical+and+biomedical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opin+Drug+Deliv%22%5BJournal%5D)">Thermosensitive chitosan/glycerophosphate-based hydrogel and its derivatives in pharmaceutical and biomedical applications.</a> Expert Opin Drug Deliv. 11 (2), 249-267 (2014).</li>
<li>Riquelme, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+of+age-related+hearing+loss+in+wild+type+and+insulin-like+growth+factor+I+deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neuroanat%22%5BJournal%5D)">A comparative study of age-related hearing loss in wild type and insulin-like growth factor I deficient mice.</a> Front Neuroanat. 4, 27(2010).</li>
<li>Willott, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+the+auditory+brainstem+response+%28ABR%29+to+study+auditory+sensitivity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Measurement of the auditory brainstem response (ABR) to study auditory sensitivity in mice.</a> Curr Protoc Neurosci. , Chapter 8 Unit8 21B (2006).</li>
<li>Cederholm, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+actions+of+isoflurane+and+ketamine-based+anaesthetics+on+cochlear+function+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Differential actions of isoflurane and ketamine-based anaesthetics on cochlear function in the mouse.</a> Hear Res. 292 (1-2), 71-79 (2012).</li>
<li>Cediel, R., Riquelme, R., Contreras, J., Diaz, A., Varela-Nieto, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensorineural+hearing+loss+in+insulin-like+growth+factor+I-null+mice%3A+a+new+model+of+human+deafness%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sensorineural hearing loss in insulin-like growth factor I-null mice: a new model of human deafness.</a> Eur J Neurosci. 23 (2), 587-590 (2006).</li>
<li>Murillo-Cuesta, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insulin+receptor+substrate+2+%28IRS2%29-deficient+mice+show+sensorineural+hearing+loss+that+is+delayed+by+concomitant+protein+tyrosine+phosphatase+1B+%28PTP1B%29+loss+of+function%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Insulin receptor substrate 2 (IRS2)-deficient mice show sensorineural hearing loss that is delayed by concomitant protein tyrosine phosphatase 1B (PTP1B) loss of function.</a> Mol Med. 18, 260-269 (2012).</li>
<li>Ngan, E. M., May, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+the+auditory+brainstem+response+and+auditory+nerve+thresholds+in+cats+with+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Relationship between the auditory brainstem response and auditory nerve thresholds in cats with hearing loss.</a> Hear Res. 156 (1-2), 44-52 (2001).</li>
<li>El Kechai, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+local+drug+delivery+to+the+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pharm%22%5BJournal%5D)">Recent advances in local drug delivery to the inner ear.</a> Int J Pharm. 494 (1), 83-101 (2015).</li>
<li>Grewal, A. S., Nedzelski, J. M., Chen, J. M., Lin, V. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dexamethasone+uptake+in+the+murine+organ+of+Corti+with+transtympanic+versus+systemic+administration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Dexamethasone uptake in the murine organ of Corti with transtympanic versus systemic administration.</a> J Otolaryngol Head Neck Surg. 42, 19(2013).</li>
<li>Camarero, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+inner+ear+maturation+and+neuronal+loss+in+postnatal+Igf-1-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Delayed inner ear maturation and neuronal loss in postnatal Igf-1-deficient mice.</a> J Neurosci. 21 (19), 7630-7641 (2001).</li>
<li>Rodriguez-de la Rosa, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+gene+expression+study+of+the+vestibular+organ+of+the+Igf1+deficient+mouse+using+whole-transcript+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Comparative gene expression study of the vestibular organ of the Igf1 deficient mouse using whole-transcript arrays.</a> Hear Res. 330 (Pt A), 62-77 (2015).</li>
<li>Sanchez-Calderon, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+microarray+analysis+in+prenatal+mouse+cochlea+reveals+novel+IGF-I+target+genes%3A+implication+of+MEF2+and+FOXM1+transcription+factors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RNA microarray analysis in prenatal mouse cochlea reveals novel IGF-I target genes: implication of MEF2 and FOXM1 transcription factors.</a> PLoS One. 5 (1), e8699(2010).</li>
<li>Livak, K. J., Schmittgen, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+relative+gene+expression+data+using+real-time+quantitative+PCR+and+the+2%28-Delta+Delta+C%28T%29%29+Method%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method.</a> Methods. 25 (4), 402-408 (2001).</li>
<li>Ruebhausen, M. R., Brozoski, T. J., Bauer, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+the+effects+of+isoflurane+and+ketamine+anesthesia+on+auditory+brainstem+response+%28ABR%29+thresholds+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">A comparison of the effects of isoflurane and ketamine anesthesia on auditory brainstem response (ABR) thresholds in rats.</a> Hear Res. 287 (1-2), 25-29 (2012).</li>
<li>Borkholder, D. A., Zhu, X., Frisina, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Round+window+membrane+intracochlear+drug+delivery+enhanced+by+induced+advection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Round window membrane intracochlear drug delivery enhanced by induced advection.</a> J Control Release. 174, 171-176 (2014).</li>
<li>Astolfi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+implants+and+drug+delivery%3A+In+vitro+evaluation+of+dexamethasone+release%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+B+Appl+Biomater%22%5BJournal%5D)">Cochlear implants and drug delivery: In vitro evaluation of dexamethasone release.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 102 (2), 267-273 (2014).</li>
<li>Roche, J. P., Hansen, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+Horizon%3A+Cochlear+Implant+Technology%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngol+Clin+North+Am%22%5BJournal%5D)">On the Horizon: Cochlear Implant Technology.</a> Otolaryngol Clin North Am. 48 (6), 1097-1116 (2015).</li>
<li>Duan, M. -l, Zhi-qiang, C. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1672293009500062">Permeability of round window membrane and its role for drug delivery: our own findings and literature review.</a> Journal of Otology. 4 (1), 34-43 (2009).</li>
<li>Mikulec, A. A., Plontke, S. K., Hartsock, J. J., Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Entry+of+substances+into+perilymph+through+the+bone+of+the+otic+capsule+after+intratympanic+applications+in+guinea+pigs%3A+implications+for+local+drug+delivery+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Entry of substances into perilymph through the bone of the otic capsule after intratympanic applications in guinea pigs: implications for local drug delivery in humans.</a> Otol Neurotol. 30 (2), 131-138 (2009).</li>
<li>Kang, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracochlear+Drug+Delivery+Through+the+Oval+Window+in+Fresh+Cadaveric+Human+Temporal+Bones%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Intracochlear Drug Delivery Through the Oval Window in Fresh Cadaveric Human Temporal Bones.</a> Otol Neurotol. 37 (3), 218-222 (2016).</li>
<li>Lajud, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+regulated+delivery+system+for+inner+ear+drug+application%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">A regulated delivery system for inner ear drug application.</a> J Control Release. 166 (3), 268-276 (2013).</li>
<li>Jero, J., Tseng, C. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+surgical+approach+appropriate+for+targeted+cochlear+gene+therapy+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">A surgical approach appropriate for targeted cochlear gene therapy in the mouse.</a> Hear Res. 151 (1-2), 106-114 (2001).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Lokale Arzneimittelabgabe an das Innenohr direkt durch intracochleärer Injektion oder indirekt durch intratympanic Verabreichung erfolgen, 4 das Medikament im Mittelohr platziert, 19, 39. Intracochleärer Verwaltung ermöglicht die kontrollierte und präzise Medikamentenabgabe an die Cochlea, die Diffusion durch Membranen Fenster zu vermeiden, basal-to-apikalen Konzentrationsgradienten und Freigabe durch die Eustachische Röhre. Jedoch ist es in der Regel ein sehr invasives Verfahren , die eine komplexe und empfindliche Mikro 7, 39 erfordert. In diesem Zusammenhang ist die Entwicklung der Industrie neue, überzogen, implantierbare Geräte für verzögerte Wirkstofffreisetzung 40, 41. Auf der anderen Seite ist intratympanic Verabreichung eine minimal invasive und einfache Prozedur durchzuführen, die die Injektion von größeren Volumina der d ermöglichtTeppich in das Mittelohr, obwohl die Pharmakokinetik zu steuern, ist nicht einfach. Der Großteil des Arzneimittels wird durch Eustachische Röhre gelöscht , und die verbleibende Fraktion aufweist , durch die Membran zu diffundieren RW 18 der Cochlea zu erreichen. RW ist die Stelle der maximalen Absorption von Substanzen aus dem Mittelohr in die Perilymphe gefüllten Pauken Kanal der Cochlea 7. Es ist eine semipermeable Dreischichtstruktur, obwohl seine Permeabilität für die Arzneimitteleigenschaften abhängt (Größe, Konzentration, Löslichkeit und elektrische Ladung) und Transtransportsysteme (Diffusion, aktiven Transport oder Phagozytose) 42. Das ovale Fenster und otic Kapseln sind alternative , aber weniger effektiv Zugänge zu Cochlea 43, 44. Hier zeigen wir, und vergleichen Sie zwei mikrochirurgisches Verfahren zur gezielten Verabreichung von Medikamenten in die Maus Mittelohr: bullostomy und transtympanic Injektionsverfahren. Gemeinsame kritischen Schritte zu diesen Verfahren sind: i) eine Bewertung der Anhörung vor und nach dem Mikrochirurgie, ii) Herstellung einer homogenen Fahrzeug Lösung unter sterilen Bedingungen, iii) eine sorgfältige Überwachung der Anästhesieverfahren und Überwachung von Tierkörpertemperatur und Konstanten, iv ) langsam Platzierung des geeigneten Volumen Fahrzeug die RW, und iv) unter Cochlea-Proben gezielt molekulare und morphologische Analyse zu vervollständigen. Retroaurikulären und ventralen Ansätze für bullostomy haben 7 beschrieben worden ist , 45. Wir nutzten die ventrale Annäherung , weil in unserer Erfahrung in weniger Morbidität und zur Verfügung gestellt besseren Zugang zum 46 RW geführt hat. Transtympanale Injektionen werden in der Regel durch die pars tensa des Trommelfells durchgeführt wird , vor oder hinter dem Malleus manubrium 12. ImDiese Arbeiten führten wir eine Modifikation der Technik, eine Injektion durch die pars flaccida jenseits des Malleus mit einer früheren zusätzlichen Einstich der Pars tensa Luftevakuierung während der Injektion zu ermöglichen. Die transtympanale Injektion war weniger invasiv als die bullostomy, obwohl beide microsurgeries schnelle waren (20 und 5 min pro Ohr für bullostomy und transtympanale Ansatz beziehungsweise), mit kurzen postoperativen Erholungszeiten und keine Morbidität. Am wichtigsten ist, beibehalten beide Verfahren zu hören und die ABR Parameter waren identisch mit vor dem Mikrochirurgie bestimmt diejenigen. Der transtympanale Ansatz nimmt weniger Zeit als die bullostomy und kann auf beiden Ohren des gleichen Tieres im gleichen Eingriff durchgeführt werden. Vorteile der transtympanale Injektions sind somit, dass sie bilateral durchgeführt werden kann, und wiederholt, falls erforderlich. Auf der anderen Seite stellt bullostomy direkten visuellen Zugang zu den RW-Membran und ermöglicht es dem filling der RW-Nische. Im Gegensatz dazu erlaubt es transtympanale Injektion nicht zur Steuerung von Fahrzeug Platzierung in der RW-Nische. Die Verfahren in dieser Arbeit berichtet wird beschrieben, wie für die präklinische Anwendungen wie Auswertung von Ototoxizität und Bewertung der Wirksamkeit bei Hörverlust eines lokalen Drogenfahrzeugauslieferung an das Mittelohr auszuführen. Zwei Mikro Verfahren beschrieben, die zur Verfügung stellen alternative Methoden mit spezifischen Vor- und Nachteile. Beide erhalten hören und verursachen keine morphologischen Veränderungen. Lokale Entzündung wird als eine mögliche Komplikation der bullostomy beschrieben. Eine Reihe von komplementären Techniken sind auch für die postoperative Verfahren beschrieben, einschließlich der Anhörung, morphologische und Entzündungsmarker Ausdruckauswertungen. Zukünftige Anwendungen für diese Techniken umfassen die präklinische Bewertung neuer Therapien für Hörverlust, einschließlich der genetischen, zellulären und pharmakologische Ansätze, in Tiermodellen. intratympanic administratIonen, welche die Lieferung der Behandlung im Mittelohr, in Kontakt mit der runden Fenstermembran, erleichtert den Durchgang in die Perilymphe ohne evident cochlear Schaden sicherzustellen.

Schwerhörigkeit ist die häufigste menschliche sensorische Defizit und wirkt sich 5,3% der Weltbevölkerung und 30% der Personen im Alter von über 65 ( <a href="http://www.who.int/topics/deafness/en">http://www.who.int/topics/deafness/en</a> , aktualisiert 2016). Hörverlust wirkt sich Spracherwerb bei Kindern und beschleunigt kognitiven Verfall bei älteren Menschen. Daher ist es ein bedeutendes Gesundheitsproblem mit einer enormen sozioökonomischen Auswirkungen. Es kann durch genetische Defekte, Umweltfaktoren oder einer Kombination von beiden 1, die in dem Ende induzieren Schäden und Tod von Haarzellen und Neuronen in der Cochlea verursacht werden. Diese Zellen nicht regenerieren bei Säugetieren, also Zellverlust und damit einhergehende Verlust der Hörfähigkeit kann nicht rückgängig gemacht werden. Klinische Optionen basieren auf Prothesen, einschließlich Hörgeräte und Cochlea, Mittelohr und Knochenleitungsimplantate 2. Leider gibt es keine spezifische medizinische Restaurations treatments für Hörschäden und damit mehrere Forschungslinien werden auf der Entwicklung von präventiven und reparative Therapien konzentriert. Neue Therapieoptionen umfassen Gen- und Zelltherapien sowie die Entwicklung von kleinen Molekülen für die pharmakologische Therapie 2. Eine der wichtigsten Herausforderungen im Bereich der Cochlea pharmakologische Therapie Arzneimittelabgabe. Systemische Behandlungen haben Wirksamkeit in der Cochlea durch die Blut-Labyrinthsperre 3, kontinuierliches Endothel in Kontakt mit Cochlea Blutgefäße beschränkt, die als eine physikalische und biochemische Barriere wirkt Innenohrflüssigkeit Homöostase aufrechtzuerhalten, daher Arzneimitteldurchgang zum Innenohr zu begrenzen. Es ist durchlässig nur für kleine Moleküle liposoluble, obwohl Durchlässigkeit kann mit der Verwendung von Diuretika oder osmotische Mittel während Cochlea Entzündung und auch erhöht werden. Das Volumen der Droge, die schließlich die Cochlea erreicht, nachdem die systemische Verabreichung reduziert wird;daher hohe Dosen, die organische Toxizität verursachen könnten, sind erforderlich. Zusätzlich kann hepatischen Metabolisierung des Arzneimittels produzieren toxische oder inaktiven Metaboliten 4, 5, 6, 7. Im Gegensatz dazu erlauben lokalen Eingriffen die Anordnung einer bekannten beschränkten Menge des Arzneimittels in das Mittel- oder Innenohr ohne unerwünschte Nebenwirkungen , 4, 7, 8, 9. In der gegenwärtigen klinischen Praxis werden intratympanic Verwaltungen auf bestimmte Cochlea Krankheiten beschränkt, wie Gentamicin in 10 Morbus Menière, Kortikosteroiden bei Hörsturz, Morbus Menière, immunvermittelte und Lärm verursachte Schwerhörigkeit, 11, 12, 13, 14, 15 und insulinähnlichen Wachstumsfaktor 1 (IGF1) in Hörsturz 4, 16, 17. Formulierungen für die lokale Verabreichung sollte die empfindliche Homöostase (pH-Wert und Osmolarität) von Cochlea-Flüssigkeiten erhalten. Darüber hinaus ist es sehr wichtig, die Sterilität während des gesamten Prozesses aufrechterhalten bakterielle Kontamination der Cerebrospinalflüssigkeit zu vermeiden. Der Träger für Arzneimittelabgabe verwendet wird, sollte biokompatibel, nonototoxic und der geeigneten Konsistenz sein. Flüssige Lösungen sind für intracochleärer Injektionen empfohlen, sind aber nicht geeignet für die intratympanic Strecke aufgrund der Freigabe durch die Eustachische Röhre. In diesem Fall werden die Medikamente in der Regel durch halbfeste Gele trugen ihre Dauerhaftigkeit im Mittelohr zu erhöhen 4, 18, 19. Alternative Liefer Systems als Träger verwendet , um den Durchgang des Medikaments an das Innenohr zu erhöhen , sind Nanopartikel 20 und Adenoviren 21 Hier verglichen wir zwei Fahrzeuge: CGP und eine RL - Lösung. CGP ein Hydrogel von Chitosan gebildet werden, ein lineares Polysaccharid, bestehend aus D-Glucosamin und N-Acetyl-D-Glucosamin aus Krustentierschalen erhalten werden, und β-Glycerophosphat, einem Polyol, das eine Abschirmung von Wasser um die Chitosanketten bildet und unterhält sie in flüssiger Form. CGP ist thermosensitiv und kann durch Lysozym abgebaut werden, um eine verzögerte Wirkstofffreisetzung im Mittelohr ermöglicht 22, 23, 24, 25. Chitosan-Basis Hydrogele sind geeignete Vehikel für klinische Anwendungen wie Arzneimittelabgabe aufgrund ihrer fehlenden Immunogenität und mangelnde Aktivierung der lokalen Entzündungsreaktionen 23, 24. Auf der other Seits ist RL-Puffer ein nicht-pyrogenes isotonischen Lösung (273 mOsm / l und pH 6,5), die zur intravenösen Verabreichung an Menschen als eine Quelle von Wasser und Elektrolyten, insbesondere in Blutverlust, Trauma oder Brandverletzungen, da die Nebenprodukte der Lactat-Stoffwechsel in der Leber entgegenzuwirken Azidose. Hier beschreiben wir, und zwei Operationsmethoden zu vergleichen, die für die lokale Arzneimittelabgabe an die Maus Innenohr verfeinert wurden. Das Sicherheitsprofil beider Techniken wurde unter Verwendung von funktionellen, morphologischen und molekularen Tests ausgewertet. Mit Hirnstammaudiometrie (ABR) wurde Hearing 26 ausgewertet, 27 vor und nach Mikrochirurgie zu unterschiedlichen Zeiten. End-Punkt-Verfahren wurden verwendet, um die Cochlea und vergleichen Sie die anatomischen, zellulären und molekularen Auswirkungen dieser beiden mikrochirurgische Eingriffe zu sezieren.

<table><tbody><tr><td>Ketamin (Imalgen)</td><td>Merial</td><td># 2529</td><td>VORSICHT: Vermeiden Sie den Kontakt des Arzneimittels mit Haut oder Augen oder versehentliche selbstverschuldete Injektionen</td></tr><tr><td>Xylacin (Xilagesic)&nbsp;</td><td>Calier</td><td># 6200025225</td><td></td></tr><tr><td>Gleitgel für Augen (künstlich)</td><td>Angelini</td><td># 784710</td><td></td></tr><tr><td>Wasserpumpe&nbsp;</td><td>Gaymar</td><td># TP472</td><td></td></tr><tr><td>Flächendesinfektionsmittel</td><td>Jos&eacute; Collado SA</td> <td># CR-36</td><td></td></tr><tr><td>Subdermale Nadelelektroden&nbsp;</td><td>Spes Medica</td><td># MN4013D10SM</td><td></td></tr><tr><td>Niederohmige Kopfbühne&nbsp; (RA4LI)</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lautsprecher (MF1 Multi-Field Magnetic Speaker)</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>System 3 Evoked Potential Workstation</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td></td><td>Das System besteht aus: RP2-Prozessor, RA16-Basisstation, PA5-Abschwächer, SA1-Verstärker, MA3-Mikrofonverstärker, RA4LI-Impedanz-Kopfstufe und RA4A-Medusa-Vorverstärker</td></tr><tr><td>SigGenRP Software</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wärmekissen (TP Pads)</td><td>Gaymar</td><td># TP3E</td><td></td></tr><tr><td>Statistics Software (SPSS)</td><td>IBM</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chitosan (deacetyliert)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td># C3646</td><td></td></tr><tr><td>Essigsäure (eiskalt)</td><td>VWR</td><td># 20103.295</td><td>ACHTUNG: brennbare Flüssigkeit, Korrosion der Haut, Atemwege und Haut Sensibilisator</td></tr><tr><td>Glycerophosphat</td><td>Sigma</td><td># SLBG3671V</td><td></td></tr><tr><td>Ringer&akut; s Laktatpuffer</td><td>Braun</td><td># 1520-ESP</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidin (Domtor)</td><td>Esteve</td><td># 02400190</td><td></td></tr><tr><td>Phentanil (Fentanest)</td><td>Kern Pharma</td><td># 756650.2</td><td>VORSICHT: &nbsp; &nbsp; Vermeiden Sie den Kontakt des Arzneimittels mit offenen Wunden oder versehentliche selbstverschuldete Injektionen</td></tr><tr><td>Isofluran (IsoVet)</td><td>Braun</td><td># 469860</td><td>VORSICHT: Vermeiden Sie eine Exposition bei Höchstkonzentrationen von mehr als 2 ppm eines halogenierten Anästhetikums über einen Probenahmezeitraum von nicht mehr als 1 h.</td></tr><tr><td>Operationsmikroskop (OPMI pico)</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Steriles Abdecktuch (Foliodrape)</td><td>Hartmann</td><td># 277546</td><td></td></tr><tr><td>Sterilisator&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td># 18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Skalpellklinge</td><td>Swann Morton</td><td># 0205</td><td>VORSICHT</td></tr><tr><td>Skalpellgriff</td><td>Fine Science Tools</td><td># 91003-12</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod-basiertes Antiseptikum (Betadine)</td><td>Meda Pharma SAU#</td> <td>M-12207</td><td></td></tr><tr><td>Adventitia Schere (SAS18-R8)</td><td>S& T</td><td># 12075-12</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Schere</td><td>CM Instrumente</td><td># AJ023-18</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>CM Instrumente</td><td># BB019-18</td><td></td></tr><tr><td>Gelatineschwamm (Spongostan)</td><td>ProNaMAc</td><td># MS0001</td><td></td></tr><tr><td>Mikrolanze 27 G</td><td>Becton Dickinson</td><td># 302200</td><td></td></tr><tr><td>Mikroliter Spritze (701 RN SYR)</td><td>Hamilton</td><td># 80330</td><td></td></tr><tr><td>Katheter (Microfil 34 G)</td><td>World Precision Instruments&nbsp;</td><td># MF34G-5</td><td></td></tr><tr><td>Gewebekleber (Vetbond)</td><td>3M</td><td># 1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter (Nadelhalter mit rundem Griff)&nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td># 12075-12</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgisches Seidennaht (Geflochtene Seide 5/0)</td><td>Arago</td><td># 990011</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidin (Cristalmina)</td><td>Salvat</td><td># 787341</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital&nbsp; (Dolethal)</td><td>Ventoquinol</td><td># VET00040</td><td>VORSICHT: &nbsp; &nbsp; Vermeiden Sie den Kontakt des Arzneimittels mit offenen Wunden oder versehentlichen, selbst zugefügten Injektionen</td></tr><tr><td>Stereomikroskop (Leica)</td><td>Meyer Instruments</td><td># MZ75</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Mikrodissektion (Auge) Schere Federmechanik</td><td>Harvard Apparatur</td><td># 28483</td><td></td></tr><tr><td>Jeweller' s Pinzette (Dumont)</td><td>Fine Science Tools</td><td># 11252-00</td><td></td></tr><tr><td>RNase Dekontaminationslösung&nbsp; (RNaseZap)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td># R2020</td><td></td></tr><tr><td>RNA-Stabilisierungslösung&nbsp; (RNAlater)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td># R0901</td><td></td></tr><tr><td>RNA-Aufreinigungskit (RNeasy)</td><td>Qiagen</td><td># 74104</td><td></td></tr><tr><td>cDNA-Reverse-Transkriptionskit</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td># 4368814</td><td></td></tr><tr><td>Genexpressionsassay (TaqMan-Sonden)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Il1b: Mm00446190_m1 Il6: Mm00446190_m1 Tgfb1: Mm01178820_m1 Tnfa: Mm99999068_m1 Il10: Mm00439614_m1 Dusp1: Mm00457274_g1 Hprt1: Mm00446968_m1</td><td></td></tr><tr><td>Real-time PCR System (7900HT)</td><td>Applied Biosystems</td><td># 4329001</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd (PFA)</td><td>Merck</td><td># 1040051000</td><td>TOXISCH: PFA ist ein potenzielles Potenzial&nbsp; krebserregend</td></tr><tr><td>Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)</td><td>Merck</td><td># 405491</td><td>VORSICHT:&nbsp; gesundheitsschädlich beim Einatmen, kann bei längerer oder wiederholter Exposition bei Einatmen die Atemwege schädigen.</td></tr><tr><td>Hämatoxylin-Lösung</td><td>Sigma-Aldrich</td><td># HHS16</td><td></td></tr><tr><td>Eosin Y</td><td>Sigma-Aldrich</td><td># E4382</td><td>Gefahren: verursacht schwere Augenreizungen</td></tr></tbody></table>

eine vergleichende studie von drug-delivery-methoden gezielte an die maus inner ear: bullostomy versus transtympanale injection

A Comparative Study of Drug Delivery Methods Targeted to the Mouse Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanic Injection

Wir präsentieren zwei minimalinvasive mikrochirurgische Techniken in Nagetieren für bestimmte Arzneimittelabgabe in das Mittelohr, so dass sie das Innenohr erreichen kann. Das erste Verfahren besteht aus Perforation des Trommelfells Bulla, bullostomy bezeichnet; die zweite ist eine transtympanale Injektion. Beide emulieren menschliche klinische intratympanic Verfahren. Chitosan-Glycerophosphat (CGP) und Ringers Lactat-Puffer (RL) als biokompatible Vehikel für lokale Arzneimittelabgabe verwendet. CGP ist ein nicht-toxisches bioabbaubaren Polymer weitgehend in pharmazeutischen Anwendungen eingesetzt. Es ist eine viskose Flüssigkeit bei RT aber es erstarrt zu einer halbfesten Phase bei Körpertemperatur. RL ist eine isotonische Lösung zur intravenösen Verabreichungen beim Menschen eingesetzt. Ein kleines Volumen dieses Fahrzeug auf das runde Fenster (RW) Nische mittels eines bullostomy genau platziert. Eine transtympanale Injektion füllt das Mittelohr und ermöglicht es weniger Kontrolle, aber einen breiteren Zugang zum Innenohr. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Die Sicherheitsprofile beider Techniken wurden untersucht und verglichen mit funktionellen und morphologischen Tests. Anhörung wurde durch die Registrierung des Hirnstammaudiometrie (ABR) vor und mehrmals nach Mikrochirurgie ausgewertet. Die Cytoarchitektur und Erhaltung Ebene der Cochlea-Strukturen wurden durch herkömmliche histologische Techniken in Paraformaldehyd-fixierten und entkalkt Cochlea-Proben untersucht. Parallel dazu wurden nicht fixierte Cochlea-Proben entnommen und sofort eingefroren, um Genexpressionsprofile von Entzündungsmarkern durch quantitative Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktion (qRT-PCR) zu analysieren. Beide Verfahren eignen sich als Drug-Delivery-Methoden in die Maus Mittelohr, obwohl transtympanale Injektion erwies sich als weniger invasive im Vergleich zu bullostomy.

Gehör wurde , bevor sie von ABR getestet und zu mehreren Zeitpunkten nach der Mikro die Auswirkungen auf auditory function (1A) zu bewerten. ABR Register wurden unter Narkose durchgeführt Tier Bewegung und Spannung Artefakte zu vermeiden und damit die Verbesserung ihrer Reproduzierbarkeit 27. Intraperitoneal Ketamin basierte Kombinationen oder inhalativen Isofluran wurden in der Regel eingesetzt verabreicht Tiere während der ABR-Tests zu betäuben. Die Ketamin / Xylazin Kombination bietet eine kurzwirkenden (2-3 min) Induktion und eine stabile, sichere Wartungsphase während ABR Register durchführen. Es ist zu beachten , daß Isofluran 38 ABR Messempfindlichkeit beeinflussen können. Für ABR - Register werden subdermal Elektroden in bestimmten Orten (1B) und der elektrischen Impedanz gemessen wird platziert. Wenn die Impedanz 3 kOhm oder höher ist, weist Elektrodenpositionierung überprüft werden alt zu vermeidenrationen in ABR Wellenamplitude. Intratympanic Lieferung wird durch zwei mikrochirurgisches Verfahren (Figur 2) in Mäusen durchgeführt. Die Exposition der Bulla während bullostomy beinhaltet Einziehen der Submandibulardrüse und M. digastricus. Dieses Verfahren wird mit äußerster Sorgfalt durchgeführt , weil die Arteria carotis und Vagusnerv sind ganz in der Nähe (2A). Als nächstes wird die Bulla die Steigbügel Arterie und die RW - Membran (2B) zu lokalisieren gebohrt. Zur Vermeidung von Knochen rissiger, ein kleiner 0,5 mm Öffnung ist mit einer 27 G-Nadel vor dem Bohren hergestellt. Der 34 G Katheter wird durch die bullostomy Richtung RW Membran gerichtet und einem kleinen Volumen Fahrzeug wird auf die Fensternische (2C) geliefert. Die transtympanale Injektion wird flaccida des Trommelfells mit einer 27 G - Nadel in der Pars durch einen Schnitt durchgeführt wird ; ein größeres kann provozierenOhr in der Membran. Vor der Injektion, empfehlen wir , einen zusätzlichen Einschnitt in der Pars tensa das Ausströmen von Luft während der Injektion des Fahrzeugs (2F) zu ermöglichen. Es ist wichtig, eine Beschädigung der Steigbügel Arterie, einem Zweig der Arteria carotis interna zu vermeiden, die zu lebensbedrohlichen Blutungen führen würde. Mäuse mit bullostomy oder transtympanale Operationen erhalten Hörfähigkeit während des gesamten Experiments, ähnlich zu nicht-operierten Kontrollen (Abbildung 3). ABR Schwellen als Reaktion auf Klicks und Ton platzt nicht wesentlich ändern, nachdem Mikrochirurgie im Vergleich zu den Ausgangswerten. Wurden keine signifikanten Unterschiede zwischen bullostomy und transtympanale Ansätze beobachtet. Morphologische Untersuchungen wurden durchgeführt korrekte Fahrzeugauslieferung in das Mittelohr zu bestätigen und die möglichen Veränderungen durch die Verfahren im Bereich der Cochlea Cytoarchitektur verursacht zu beurteilen. Keiner der wichtigsten Cochlea Regionen showed morphologischen Veränderungen und Tiere aus beiden Verfahren stellte eine ähnliche Morphologie aller Cochlea - Strukturen (4A). Darüber hinaus wurden die Cochlea Profile für die Genexpression pro- und anti-inflammatorischen Zytokinen untersucht. Trotz Mangel an funktionellen Unterschiede in ABR - Daten zwischen den beiden Verfahren, verursacht bullostomy eine stärkere entzündliche Reaktion als die transtympanale Ansatz (4B). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54951/54951fig1.jpg"> Abbildung 1. Experimentelle Gestaltung und Anhörung Abschätzung. (A) Schematische Darstellung des experimentellen Verfahrens. Hearing wurde vor mit ABR ausgewertet und nach Mikrochirurgie. Cochlear-Proben wurden 28 Tage nach Mikrochirurgie erhalten. (B) Narkotisierten Maus in Bauchlage über das Heizkissen in einem schalldämpfenden Kammer, mit subdermaler electrodes in die Kopfhaut zwischen den Ohren über den Scheitel des Schädels angeordnet (aktiv, positiv); im Parotisgegend unterhalb der Ohrmuschel (Referenz, negativ) und hinten (Masse). Die Freifeldlautsprecher ist in einem festen Abstand (5 cm) gegenüber dem rechten Ohr platziert. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54951/54951fig2.jpg"> Abbildung 2. Mikro für die Fahrzeuganwendung. (A) Ventralansicht des Trommelfells Bulla. Die bullostomy erfolgt kaudal des Gesichtsnerven mit einer 27 G-Nadel. (B) RWN und Steigbügel Arterie kann durch die Perforation beobachtet werden. (C) Der 34 G - Katheter wird durch die bullostomy in Richtung der RW Nische gerichtet. (D) Einen Monat nach der bullostomy, einen kleinen knöchernenNarbe ist in der Öffnung der Unterkunft (Pfeilspitze). (E) Seitenansicht des Ohres, den Schnitt in den äußeren Gehörgang zeigt und das Trommelfell (Platz). (F) Detail des Trommelfells. Ein Einstich wurde am kaudalen oberen Quadranten des Trommelfells unter Verwendung einer 27 G - Nadel (schwarzer Stern, in der Pars flaccida) gemacht; Die Injektion wurde durch diese Perforation mit einem 34 G-Katheter hergestellt. Ein zusätzliches Loch in der Schädel unteren Quadranten der Membran (weißer Stern, in der pars tensa) vor dem Einspritzen zu balancieren die Pauken Druck hergestellt. (G) Mit Blick auf das 34 G Katheter durch die Einstich des Trommelfells. (H) Mit Blick auf das Cochlea - Bereich 24 h nach dem Mikrochirurgie. RWN gefüllt mit Fahrzeug-Lösung (Stern). Lat, lateral; Ro, rostral; Do, dorsale; Ma, Malleus; Co, Cochlea; OW, Oval-Fenster; RWN, runde Fensternische. Maßstabsbalken = 200 &amp; mgr; m in A, D, F; Maßstabsbalken = 100 &amp; mgr; m in B, C, H; Maßstabsbalken = 1000 &amp; mgr; m in E, G. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54951/54951fig3.jpg"> Abbildung 3. Anhörung Bewertung. Evolution der ABR Schwellen (Mittelwert ± SEM, in dB SPL) als Reaktion auf klicken (A) und Tone Burst (B) Reize, vor und 7, 14 und 28 Tage nach der Mikrochirurgie in der männlichen acht Wochen alte C57BL / 6J Mäusen. Bullostomy (orange; n = 11); transtympanale Injektion (blau; n = 6); nicht-operierten (grau; n = 11), <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig3large.jpg" target="_blank">klicken Sie bitte hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> jpg "/&gt; Abbildung 4. Cochlear Morphologie und Genexpressionsanalyse. (A) Morphologie der Haupt Cochlea Strukturen auf der Basis der Cochlea. Haematoxilin-Eosin-Färbung von Mitte Modiolus Paraffinschnitte (7 &amp; mgr; m), der Ohren von nicht-operierten Mäuse und Mäuse einen Monat nach Mikrochirurgie Intervention durch bullostomy oder transtympanale Injektion. Das scala Medienfach (a, b, c) stellt alle Hauptkomponenten. Spiralganglion (1), Corti-Organ (2), Spiralband (3) und Stria vascularis (4): Details von jeder dieser Strukturen (nummerierten Felder) sind in den nachfolgenden Bildern gezeigt. Inneren Haarzelle (Stern); äußeren Haarzellen (Pfeilspitze). Maßstabsbalken = 100 &amp; mgr; m in a, b, c; Maßstabsbalken = 50 &amp; mgr; m in einem 1,2,3,4. (B) Cochlear Expression von Entzündungsmarkern 28 d nach der Mikrochirurgie. Vergleich zwischen bullostomy (orange) und transtympanale Injektion (blau) und nicht-operierten Mäusen (weiß). *: Nicht operierten vs.betrieben Gruppen; ^: Vergleich zwischen Gruppen betrieben. Genexpressionsniveaus als 2 dargestellt - ΔΔCt, oder die n-fache Differenz in Bezug auf nicht-operierten group.Values präsentiert als Mittelwert ± SEM von dreifacher Ausführung von Poolproben von 3 Mäusen pro Bedingung. Die statistische Signifikanz: ** p ≤0.01; *** P ≤0.001; ^^ P ≤0.01; ^^^ P ≤0.001. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54951/54951fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Zwei mikrochirurgische Ansätze zur lokalen Wirkstoffabgabe an das Innenohr werden hier beschrieben und hinsichtlich ihres Einflusses auf Hörparameter, die Cochlea-Zytoarchitektur und die Expression von Entzündungsmarkern verglichen.

Eine vergleichende Studie von Drug-Delivery-Methoden Gezielte an die Maus Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanale Injection

We present two minimally invasive microsurgical techniques in rodents for specific drug delivery into the middle ear so that it may reach the inner ear. ...

Das übergeordnete Ziel dieser Arbeit ist es, zwei mikrochirurgische Ansätze für die lokale Wirkstoffabgabe an das Innenohr hinsichtlich ihrer Auswirkungen auf Hörparameter und Cochlea-Zytoarchitekturmarker zu beschreiben und zu vergleichen. Diese Verfahren können uns helfen, Schlüsselfragen im auditorischen Bereich zu beantworten, insbesondere bei der Entwicklung von tierexperimentellen prochemischen Studien. Der Hauptvorteil dieser Techniken besteht darin, dass sie minimalinvasiv sind.Und so gelangt die Substanz didaktisch ins Innenohr. Die Anwendung dieser Techniken erstreckt sich auch auf die Therapie von Hörverlust, da ihre mikrochirurgischen Verfahren für die Trockenentbindung im Mittelohr geeignet sind. Eine friedliche Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da Bullostomie und transtympanale Injektion schwer zu erlernen sind und anatomisches Wissen und chirurgische Ausbildung erfordern.Platzieren Sie zunächst einen Ohrstöpsel in das kontralaterale Ohr einer anästhesierten Maus, um überwiegend monoaurale Reaktionen zu erhalten. Platzieren Sie dann die Maus in Bauchlage auf einem Heizkissen in einer schalldämpfenden Kammer. Platzieren Sie die positive subdermale Nadelelektrode aus Edelstahl in der Kopfhaut zwischen den Ohren über dem Scheitel des Schädels.Platzieren Sie die Referenzelektrode im Ohrspeicheldrüsenbereich unterhalb der Ohrmuschel. Platzieren Sie dann die Masseelektrode im Bereich des Rückens, des Schwanzes oder der hinteren Gliedmaßen. Überprüfen Sie die elektrische Impedanz in den positiven und negativen Elektroden.Stellen Sie sicher, dass die Impedanz weniger als drei Kiloohm beträgt. Platzieren Sie den vorgefüllten Lautsprecher in einem festen Abstand zum ausgewählten Ohr, wobei die Mitte des Lautsprechers mit dem äußeren Gehörgang ausgerichtet ist. Stellen Sie sicher, dass sich keine Hindernisse zwischen dem Lautsprecher und dem Ohr befinden und dass die Ohrmuschel vollständig geöffnet ist.Verbinden Sie den Digital-Analog-Workstation-Ausgang mit dem ausgewählten Lautsprecher. Hier kommen Freifeldlautsprecher zum Einsatz. Schließen Sie einen rauscharmen Verstärker mit gutem Signal-Rausch-Verhältnis an den Analog-Digital-Eingang an.Beginnen Sie dann mit dem Prozess, akustische Reize in den äußeren Gehörgang zu übertragen, indem Sie voreingestellte Reize oder neue Signale verwenden, die mit der entsprechenden Software erstellt wurden. Präsentieren Sie die Reize, beginnend mit hoher Intensität und reduzieren Sie die Intensität in Schritten von fünf bis 10 Dezibel Schalldruckpegel. Zeichnen Sie die elektrische Reaktion in den ersten 10 Millisekunden nach der Stimulation auf, da evozierte ABR-Reaktionen bei sechs bis acht Millisekunden auftreten.Verwenden Sie die Software, um den ABR-Schwellenwert zu bestimmen, wie im schriftlichen Teil des Protokolls beschrieben. Überprüfen Sie nach der Verabreichung der Anästhesie gemäß den genehmigten Protokollen, ob die chirurgische Anästhesieebene erreicht wurde, da keine Reaktion auf ein Zehenklemmen vorliegt und eine regelmäßige Atmung vorliegt. Verwenden Sie eine Haarschneidemaschine, um das Fell an der ventralen Oberfläche des Halses zu entfernen und die Augen mit einem Gel auf Hydroxypropylmethylcellulosebasis vor Hornhautkeratitis zu schützen.Platzieren Sie die Maus in Dekubitus-Rückenlage im sterilen Operationsbereich. Reinigen Sie die Haut mit einer antiseptischen Lösung auf Povidon-Jod-Basis und decken Sie sie mit einem sterilen Tuch ab. Nachdem Sie mit einem Skalpell einen zwei Zentimeter langen Schnitt vom Unterkiefer bis zum Schlüsselbein gemacht haben, schauen Sie durch das Operationsmikroskop und identifizieren Sie die Unterkieferdrüsen.Trennen Sie beide Unterkieferdrüsen mit einer Pinzette, ziehen Sie sie ein und lokalisieren Sie den Ursprung des Musculus digastricus im Gesichtsnerv. Als nächstes machen Sie mit einer Schere einen Schnitt in den Ursprung des Musculus digastricus und ziehen ihn ventral zurück, wobei der darunter liegende untere mediale Aspekt der Trommelfellbulla freigelegt wird. Bohren Sie dann mit einer 27-Gauge-Nadel in die Bulla und schaffen Sie eine Öffnung.Reinigen Sie den gebohrten Bereich mit einem resorbierbaren Gelatineschwamm von dem Blut. Lokalisieren Sie die Arteria stapedialis in der runden Fenstermembran, die mit ihr verhätschelt ist. Injizieren Sie mit einem 34-Gauge-Katheter und einer Mikrospritze aus Glas langsam drei bis fünf Mikroliter Fahrzeuglösung durch das Bullostoma und direkt in die runde Fensternische, um sie zu füllen.Versiegeln Sie das Bullostoma mit ein bis zwei Tropfen Gewebekleber. Bringen Sie die submandibulären Drüsen wieder in ihre Ausgangsposition zurück und verschließen Sie die Hautschnitte mit chirurgischem 5-0-Seidennaht. Tragen Sie ein Antiseptikum auf Povidon-Jod- oder Chlorhexidinbasis um den Einschnitt auf, um Wundinfektionen zu vermeiden.Halten Sie die Maus auf einem Heizkissen, bis sie wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um die Brustbeinlage aufrecht zu erhalten. Bringen Sie das Tier erst dann in den Heimkäfig zurück, wenn es vollständig geborgen ist. Platzieren Sie die Maus in der Position des lateralen Dekubitus und bereiten Sie in einem septischen Operationsbereich unterhalb des äußeren Gehörgangs vor, wie zuvor gezeigt.Nach einem 0,5 Zentimeter langen Schnitt im vertikalen Teil des äußeren Gehörgangs lokalisieren Sie das Trommelfell mit Hilfe des Operationsmikroskops. Identifizieren Sie die obere Pars flaccida in der unteren Pars tensa, die durch den Griff des Malleus in einen vorderen und einen hinteren Abschnitt unterteilt ist. Dann wird eine kleine Myringostomie im kaudalen Teil der Pars flaccida und ein zusätzlicher Schnitt in der Pars tensa des Trommelfells vorgenommen, um eine Luftevakuierung während der Injektion zu ermöglichen.Verwenden Sie eine Mikrospritze aus Glas, die mit einem 34-Gauge-Katheter verbunden ist, um 10 bis 15 Mikroliter Vehikel vorsichtig durch die Pars flaccida in der Nähe der runden Fensternische zu injizieren, bis das Mittelohr eindeutig voll ist. Verschließen Sie die Hautschnitte mit einer chirurgischen 5-0-Seidennaht und reinigen Sie sie wie zuvor beschrieben. Dieses Diagramm zeigt die ABR-Schwellenwerte bei männlichen 8 Wochen alten C57BL/6J-Mäusen als Reaktion auf Klick-Reize vor der Operation und sieben, 14 und 28 Tage nach der Mikrochirurgie.Die Daten der Bullostomie sind orange dargestellt, die Daten der transtympanalen Injektion sind blau und die Daten von nicht operierten Tieren sind grau dargestellt. Diese Grafik zeigt die ABR-Schwellenwerte als Reaktion auf Ton-Burst-Stimuli im Bereich von acht bis 40 Kilohertz über den gleichen Zeitraum nach der Mikrochirurgie. Auch hier wurden keine signifikanten Unterschiede zwischen Bullostomie und transtympanischen Ansätzen beobachtet.Morphologische Untersuchungen zeigen, dass die Scala media nach der Fahrzeugverabreichung durch Bullostomie oder transtympanale Injektion keine Veränderungen zeigt, was darauf hindeutet, dass beide Verfahren allein nicht zu Schäden führen. Beim Versuch der Bullostomie ist es wichtig, daran zu denken, die kritische und anatomische Struktur rund um das Mittel- und Innenohr von Nagetieren zu überprüfen. Nach diesen Verfahren können andere Techniken durchgeführt werden.Zum Beispiel Berliner Probenahmen für pharmakokinetische Studien Nach ihrer Entwicklung ebnen diese Techniken Forschern auf dem Gebiet der auditiven Neurowissenschaften den Weg, um potenzielle lokale Therapien in Tiermodellen, hauptsächlich bei Nagetieren, zu erforschen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Medikamente im Mittelohr verabreicht und wie man das Gehör bei Nagetieren beurteilt.

a-comparative-study-drug-delivery-methods-targeted-to-mouse-inner-ear

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieses Video zeigt die intrazerebroventrikuläre Injektion von Ommaya in einem Mausmodell. Die Methode ermöglicht eine lokalisierte Verabreichung potenzieller Wirkstoffkandidaten und umgeht die Blut-Hirn-Schranke.

Intrazerebroventrikuläre Injektion in der Maus: Eine von Ommaya vermittelte Methode zur direkten Verabreichung von Medikamenten an die Hirnventrikel des Mausgehirns

Dieses Video zeigt die Kanalostomie, ein Verfahren, das die lokale Verabreichung von Medikamenten in das Innenohr einer Maus durch den Bogengang mit minimaler Schädigung des Gehörs und der vestibulären Funktion ermöglicht. Diese Methode ermöglicht die Inokulation von viralen Vektoren, Pharmazeutika und kleinen Molekülen in das Innenohr der Maus.

Kanalostomie zur lokalen Verabreichung von Medikamenten in das Innenohr einer erwachsenen Maus

Ein Maus-Modell der menschlichen endoskopische Schädelbasis Wiederaufbau entwickelt worden, das eine halbdurchlässige Schnittstelle zwischen Gehirn und Nase mit Nasenschleimhauttransplantate schafft. Dieses Verfahren ermöglicht es den Forschern, die Lieferung an das zentrale Nervensystem von hohem Molekulargewicht Therapeutika, die sonst durch die Blut-Hirn-Schranke ausgeschlossen sind, wenn sie systemisch verabreicht zu studieren.

Heterotope Mucosal-Transplantationsverfahren für Direkt Drug Delivery zum Gehirn bei Mäusen

Der beschriebene postaurikuläre chirurgische Ansatz ermöglicht eine schnelle und direkte Verabreichung in die Cochlea-Scala tympani der Maus bei gleichzeitiger Minimierung des Blutverlusts und der Tiersterblichkeit. Diese Methode kann für die Cochlea-Therapie mit molekularer, pharmakologischer und viraler Verabreichung an postnatale Mäuse durch die runde Fenstermembran verwendet werden.

Chirurgische Verfahren zum viral vermittelte Gentransfer in die Maus-Innenohr über die runde Fenstermembran

Es gibt verschiedene Methoden, um ototoxische Wirkstoffe in die Cochleae von Tiermodellen einzuführen. Vorgestellt wird ein chirurgisches Protokoll zur Verabreichung von ototoxischen Wirkstoffen an die runde Fensternische. Das Verfahren ist zuverlässig, erzeugt gezielte intracochleäre Läsionen und vermeidet mechanische Schäden an der Mikroarchitektur. Eine Untersuchung der Selbstreparatur/Regeneration der Cochlea ist möglich.

Die Maus Round-Fenster-Ansatz für Ototoxische Agent-Lieferung: eine schnelle und zuverlässige Technik zur Induktion Cochlear Zelldegeneration

Wir präsentieren Ihnen eine Technik für lokalisierte Verabreichung von Medikamenten durch die Trans-Trommelfells Route in die Cochlea. Drug-Delivery über diesen Weg würden die Anti-Krebs-Wirksamkeit von Chemotherapeutika wie Cisplatin nicht beeinträchtigen.

Trans-Trommelfells Drug-Delivery für die Behandlung von Ototoxizität

Wir berichten über eine chirurgische Methode, Drogen an das Innenohr von nichtmenschlichen Primaten, Weißbüschelaffe (Callithrix Jacchus), zu verwalten über die Membran des runden Fensters.

Ein chirurgischer Eingriff für die Verwaltung der Medikamente an das Innenohr in eine nicht-menschliche Primaten Weißbüschelaffe (Callithrix Jacchus)

In dieser Studie beschreiben wir den hinteren Semicircular Kanal-Ansatz als eine zuverlässige Methode für Innenohr-gen Lieferung bei neugeborenen Mäusen. Wir zeigen, dass gen-Lieferung durch den hinteren Semicircular Kanal in der Lage, das gesamte Innenohr durchspülen.

Posterior Semicircular Canal Ansatz für Innenohr-gen Lieferung in Neugeborenen Maus

Hier beschreiben wir Canalostomy Verfahren die lokale Medikamentenabgabe in das innere Ohr von Erwachsenen und Neugeborenen Mäusen durch den Semicircular Kanal mit minimalschaden Hör- und vestibulären Funktion ermöglicht. Diese Methode kann verwendet werden, virale Vektoren, Pharma und kleine Moleküle in das Innenohr Maus impfen.

Canalostomy als ein chirurgisches Vorgehen zu Local Drug Delivery in das innere Ohr von Erwachsenen und Neugeborenen Mäusen

Testen visuelle Empfindlichkeit in Echsen mit einem operante Konditionierung, die Video-Wiedergabe von random-dot kinematograms und computer-generierte Wirbellosen beschäftigt.

Testen visueller Sensibilität für die Geschwindigkeit und Richtung der Bewegung in Lizards

Erfahren Sie zwei Mikrochirurgie-Methoden für lokale Medikamentengabe am Innenohr der Maus: Bullostomie und transtympanale Injektion. Beide Techniken ermöglichen minimal-invasive Therapieansätze bei Hörverlust.

Eine vergleichende Studie von Drug-Delivery-Methoden Gezielte an die Maus Inner Ear: Bullostomy Versus Transtympanale Injection

Weitere Videos entdecken