Name: Experimentelle Modelle zur Untersuchung der Neuroprotektion der sauren Nachkonditionierung gegen zerebrale Ischämie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-31T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 13 s
Description: Erfahren Sie die neuroprotektiven Effekte der sauren Nachkonditionierung bei zerebraler Ischämie. Diese Methode nutzt Hirnschnitte und Mäusemodelle zur Entwicklung neuer Schlaganfalltherapien.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde von der Nationalen Naturwissenschaftlichen Stiftung von China (81573406, 81373393, 81273506, 81221003, 81473186 und 81402907), Zhejiang Provincial Natural Science Foundation (LR15H310001) und dem Programm für Zhejiang Leading Team von S &amp; T Innovation Team (2011R50014) finanziert.

Alle Experimente wurden gemäß den ethischen Richtlinien des Zhejiang University Animal Experimentation Committee genehmigt und durchgeführt und waren in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Guide für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Es wurden Anstrengungen unternommen, um Schmerzen oder Unannehmlichkeiten zu minimieren, und die minimale Anzahl von Tieren wurde verwendet. 1. OGD von kortikostriatischen Scheiben <ol><li> Lösungsvorbereitung: <ol><li> Zubereiten 1.000 ml r-ACSF (124 mmol / l NaCl, 5 mmol / l KCl, 1,25 mmol / l KH 2 PO 4 , 2 mmol / l MgSO 4 , 26 mmol / l NaHCO 3 , 2 mmol / l CaCl 2 , 10 mmol / l Glucose, endgültiger pH-Wert 7,4). Blase mit 5% CO 2 und 95% O 2 während des gesamten Experiments. </li><li> Vorbereiten von 200 ml glucosefreiem ACSF (gf-ACSF) wie oben, jedoch ohne Glukose, mit 5% CO 2 und 95% N 2 geblasen. Blase die Gase für 30 min vor dem Auftragen auf brAin Scheiben, um den Sauerstoffgehalt in der Lösung zu reduzieren. Weiter blasen, bis das OGD-Verfahren beendet ist. </li><li> Bereiten Sie saures ACSF (a-ACSF) durch Äquilibrieren von 200 ml r-ACSF mit 20% CO 2 und 80% O 2 vor . Blasen Sie die Gase für 30 Minuten, bevor Sie auf Gehirnscheiben anwenden, um den pH-Wert der Lösung auf pH 6,8 zu reduzieren, und weiter sprudeln, bis die APC-Prozedur beendet ist. </li><li> Platzieren Sie drei Gewebehalter in r-ACSF, gf-ACSF, a-ACSF. </li></ol></li><li> Gehirnscheibenvorbereitung: Anmerkung: 8-Wochen-alte, männliche C57Bl / 6J-Mäuse wurden in dieser Studie verwendet. Die Tiere wurden unter kontrollierter Temperatur (22 ± 2 ° C) untergebracht, mit einer 12 h Hell-Dunkel-Zyklusperiode und dem Zugang zu pelletiertem Essen und Wasser. <ol><li> Eine Maus mit einer Isofluran-Überdosierung in einer Induktionskammer opfern. Entkuppeln Sie die Maus. Das Gehirn mit kleinen Scheren und Pinzetten herausziehen. Entfernen Sie das Gehirn mit einem dünnen Spatel und lassen Sie es sorgfältig in ein Glasbecher conEiskaltes r-ACSF, das mit 5% CO 2 und 95% O 2 äquilibriert wurde. HINWEIS: Diese Schritte sollten so schnell, aber sorgfältig wie möglich durchgeführt werden. </li><li> Halten Sie das Gehirn in der eiskalten r-ACSF für 5 min. Stellen Sie den Gasdruck ein, um Bewegungen des Gehirns zu vermeiden. </li><li> Legen Sie den Kryopräzipitationskleber auf die Vibrationsplatte in zwei Streifen. Legen Sie ein Stück von 3% Agarose auf den Leimstreifen weg von der Klinge, um das Gehirn zu unterstützen. </li><li> Invertiere eine 10-cm-Petrischale auf Eis und legst dann ein Filterpapier auf die Schale. Befeuchten Sie das Filterpapier mit Tropfen eiskaltem r-ACSF. </li><li> Übertragen Sie das Gehirn mit Pinzette auf das Filterpapier. Schneiden Sie den Stirnpol und den Kleinhirn mit Klinge und Pinzette ab. HINWEIS: Die Querschnitte sollten so glatt wie möglich und senkrecht zur sagittalen Ebene sein. </li><li> Legen Sie das verbleibende Hirngewebe vertikal auf den anderen Leimstreifen und halten Sie das Gehirn an die Agarose gelehnt. Füge eiskaltes r-ACSF zum Schneidreservoir hinzuTauchen Sie das Gehirn ein und fügen Sie Eis zum Eishalterbereich hinzu. Halten Sie die r-ACSF in den Reservoir mit 5% CO 2 und 95% O 2 geblasen. </li><li> Heben Sie den Stausee an und stellen Sie die Position des Rasiermessers ein, um das Rasiermesser so nah wie möglich am Gehirn zu legen und knapp über dem Gehirn. </li><li> Wählen Sie &quot;CONT&quot; -Modus, um die Gehirnabschnitte kontinuierlich zu schneiden. Stellen Sie die Schnittdicke auf 400 μm, die Vibrationsfrequenz auf 6 - 8 und die Geschwindigkeit auf 3 - 4. Drücken Sie die Taste &quot;Start / Stop&quot;, um das automatische Schneiden zu starten. </li><li> Schneiden Sie die Spitze einer 3 ml Pasteurpipette ab, um eine Öffnung zu machen, die der Größe der Gehirnscheiben entspricht. HINWEIS: Die Öffnung sollte groß genug sein, um zusätzliche Schäden an den Gehirnscheiben zu vermeiden. </li><li> Ziehen Sie fünf Gehirnscheiben eins nach dem anderen mit der Spitze-cutPasteur-Pipette heraus und legen Sie sie in den Gewebehalter in eiskaltem r-ACSF, geblasen mit 5% CO 2 und 95% O 2 . Sammeln Sie nicht die erste Scheibe produziert. Den Gasdruck einstellen, um zu vermeidenD Bewegungen der Gehirnscheiben. HINWEIS: Die Gehirnscheiben sollten sich nicht gegenseitig abdecken. </li><li> Legen Sie Hirnscheiben mit r-ACSF bei Raumtemperatur für 30 min und dann bei 37 ° C in einem Wasserbad für weitere 10 min, um synaptische Funktionen wiederherzustellen. </li></ol></li><li> OGD und APC: <ol><li> Legen Sie gf-ACSF und a-ACSF in ein 37 ° C Wasserbad und blasen Sie die Puffer mit den entsprechenden Gasen wie oben in 1.1.2 und 1.1.3 für 30 min. </li><li> Verlasse eine Scheibe in r-ACSF als Kontrolle. Übertragen Sie die anderen vier Gehirnscheiben in den Gewebehalter mit vorgewärmtem gf-ACSF sorgfältig und inkubieren für 15 min. Übertragen Sie die Scheiben wieder in den Gewebehalter in r-ACSF, um Reperfusion zu erreichen. </li><li> Um das Zeitfenster von APC zu studieren, transferiere man eine Scheibe direkt von gf-ACSF zu a-ACSF. Übertragen Sie die anderen drei Scheiben zunächst auf r-ACSF und übergeben Sie dann zwei davon auf den Gewebehalter in a-ACSF 5 und 15 min nach Reperfusion. </li><li> IncubatE die beiden Scheiben in einem ACSF für 3 min und dann übertragen sie zurück zu r-ACSF. Inkubieren Sie die drei Scheiben in r-ACSF für weitere 1 h. Setzen Sie die restlichen Scheiben in r-ACSF als OGD-Gruppe. </li><li> Für eine Dosis-Response-Studie, übertragen Sie alle vier Scheiben auf den Gewebehalter in r-ACSF zuerst nach OGD und inkubieren für 5 min. Dann lassen Sie eine Scheibe in r-ACSF als OGD-Gruppe und übertragen Sie die anderen drei Scheiben zu einem ACSF. Die Scheiben in einem ACSF für 1, 3 und 5 min inkubieren und dann wieder auf r-ACSF übertragen. Inkubieren Sie die drei Scheiben in r-ACSF für weitere 1 h. </li></ol></li><li> Scheibenlebensfähigkeitsbestimmung: <ol><li> Bereiten Sie 0,25% 2,3,5-Triphenyltetrazoliumhydrochlorid (TTC) normale Kochsalzlösung vor. Füge 1,25 g TTC-Pulver zu 500 ml normaler Kochsalzlösung hinzu. HINWEIS: Nach dem vollständigen Auflösen des Pulvers wird die Lösung in eine mit einer Folie bedeckte Platte mit 24 Vertiefungen (500 μl pro Vertiefung) überführt und bei 4 ° C aufbewahrt. TTC und Gewebe mit TTC gefärbt sind Licht senStetig </li><li> Übertragen Sie die Scheiben in eine 24-Well-Platte (eine Scheibe pro Vertiefung) mit TTC-Lösung und strecken Sie die Scheibe in der Lösung aus. Die Scheiben in TTC-Lösung bei 37 ° C in einem flachen Wasserbad für 30 min inkubieren. </li><li> Übertragen Sie die Scheiben in saubere 1,5 ml Zentrifugenröhrchen, die in Folie abgedeckt sind, und messen Sie das Trockengewicht der Scheiben. </li><li> Füge Ethanol / Dimethylsulfoxid (1: 1) in die Zentrifugenröhrchen (v: w = 10: 1) ein, um Formazan zu extrahieren. Inkubieren der Scheiben in Ethanol / Dimethylsulfoxid bei Raumtemperatur weg von Licht für 24 h. </li><li> Fügen Sie alle Ethanol / Dimethylsulfoxid in die Röhrchen in eine 96-Well-Platte und messen Sie die Extinktion bei 490 nm durch einen Plattenleser. </li><li> Normalisieren Sie die Extinktion auf das Trockengewicht der Scheibe und drücken Sie die Lebensfähigkeit als Prozentsatz der Kontrollscheibe aus. </li></ol></li></ol> 2. MCAO <ol><li> Vorbereitung: <ol><li> Desinfizieren Sie die Werkbank, die Oberfläche des Laser-Doppler-DurchflussesY (LDF) Instrument und sein Zubehör mit 70% Ethylalkohol. </li><li> Vorbereiten von autoklavierten Instrumenten: zwei Scheren, 10 cm; Zwei Zangen, 10 cm; Eine ophthalmische Pinzette, 11 cm; Eine Mikro-ophthalmische Schere, 9 cm; Eine Mikrogefäßklemme, 1,8 cm; Onenedle-Antrieb, r 12,5 cm; Mehrere chirurgische Nähte (△ 1/2 4 × 10); Wattestäbchen. </li><li> Bereiten Sie eine Spritze (ohne Nadel) mit Kochsalzlösung vor, um einen hydratisierten Arbeitsbereich zu erhalten. </li><li> Bereiten Sie das Anästhesiegas (100% O 2 + Isofluran) vor. </li></ol></li><li> Nachweis des Gehirns Blutfluss: <ol><li> Richten Sie das LDF-Instrument ein. </li><li> Intraperitoneal in die Maus injizieren: Metamizol 200 mg / kg, Carprofen 4 mg / kg und Buprenorphin 0,1 mg / kg. </li><li> Legen Sie die Maus in eine Induktionskammer mit 4% Isofluran in Sauerstoff, um es zu betäubern, bis spontane Bewegung von Körper und Vibrissae stoppt. </li><li> Legen Sie die Maus in eine anfällige Position mit der Nase in thE Nase Kegel und pflegen Isofluran bei 1,5% für die nachfolgende Verfahren. </li><li> Tragen Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beide Augen. </li><li> Desinfizieren Sie den Kopf mit 70% Ethylalkohol. </li><li> Machen Sie einen richtigen Paramedian Haareinzision zwischen Augen und Ohren mit einem Skalpell, um die Bregma auszusetzen. </li><li> Reiben Sie den Schädel mit steriler Baumwolle. </li><li> Tragen Sie ein bis zwei Tropfen chirurgischen Kleber auf die Oberfläche des Schädels. </li><li> Legen Sie die Spitze der Faseroptik Sonde 5 mm kaudal auf die Bregma und 6 mm seitlich zur Mittellinie. </li><li> Starten Sie die Aufnahme des Blutflusses auf der Computer-Software. Warten Sie, bis eine stabile Blutfluss-Grundlinie auftritt und dann einen 20 μl-Katalysator auf den Kleber auftragen, um die Sonde zu fixieren. HINWEIS: Eine ideale Grundlinie sollte mehr als 500 Fluss sein. </li><li> Wenn die Grundlinie weniger als 200 Fluss ist, passen Sie die Position fein an, um eine geeignete Grundlinie zu erhalten. Halten Sie die Sonde für die Dauer des Experiments an den Schädel. </li><li> Desinfizieren Sie den Kopf mit Iodophor afDie Faseroptik-Sonde befestigt. </li></ol></li><li> MCAO: <ol><li> Platzieren und fixieren Sie die anästhesierte Maus (mit LDF-Sonde an seinem Schädel befestigt) in einer Rückenlage und beibehalten ihre Körpertemperatur mit einer Wärmelampe während der Operation. Desinfizieren Sie den Hals mit 70% Ethylalkohol. </li><li> Machen Sie eine paramedian Hautinzision in den Hals mit einem Skalpell; Stumpfes Sezieren der Weichgewebe mit Pinzette, um Gefäße auszusetzen. Fügen Sie einen Tropfen Salzlösung zu den exponierten Geweben hinzu, um sie zu hydratisieren. </li><li> Die gemeinsame Carotis-Arterie aus dem umgebenden Gewebe und dem Vagusnerv mit ophthalmischer Pinzette zerlegen. Achten Sie darauf, den Vagusnerv nicht zu beschädigen. Desinfizieren Sie die Haut des Nackens wieder mit Iodophor, nachdem die gemeinsame Carotis-Arterie ausgesetzt war. </li><li> Lege eine Mikrogefäßklemme am distalen Ende der Arteria carotis an und binden dann einen toten Knoten mit 6-0 Seidennähten am proximalen Ende. Legen Sie die Klemme so nah wie möglich für nachfolgende Operationen. Stellen Sie sicher, dass die Länge vonDas Gefäß zwischen Klemme und totem Knoten ist so lange wie möglich für nachfolgende Operationen. </li><li> Machen Sie eine vorübergehende Naht proximal zur Klemme, indem Sie einen losen Knoten anbinden. Vergewissern Sie sich, dass zwischen zwei Knoten für die Einfügung von Monofilmen genügend Platz vorhanden ist. </li><li> Machen Sie einen kleinen Einschnitt zwischen den beiden Knoten mit Mikro-ophthalmischen Schere. Stellen Sie sicher, dass der Einschnitt so nah wie möglich an den toten Knoten steht. Achten Sie darauf, das Schiff nicht abzuschneiden. </li><li> Setzen Sie ein 12-mm-Tip-Blunted-Monofilament durch den Einschnitt in das Arterien-Lumen ein und geben Sie es ein paar mm. Ziehen Sie den losen Knoten um die Spitze des Monofilaments und entfernen Sie dann die Klemme. </li><li> Führen Sie den Faden in die A. carotis interna (10 mm, um die mittlere zerebrale Arterie zu verschließen) mit ophthalmischer Pinzette, bis die LDF-Software einen starken Rückgang (&gt; 80% Reduktion vom Baseline-Blutfluss) im Blutfluss zeigt. Notieren Sie die Startzeit der Okklusion. HINWEIS: LDF-Geräte-Setup istBeschrieben in Abschnitt 2.2. </li><li> Okhude die mittlere zerebrale Arterie für 1 h. Die LDF-Sonde abschneiden und die Mäuse in einen 30 ° C-Inkubator für die Dauer der Okklusion stellen. </li></ol></li><li> Reperfusion und APC: <ol><li> Die Tiere mit Isofluran respektieren, wie oben beschrieben 55 min nach Beginn der Okklusion. Platzieren und fixieren Mäuse in einer Rückenlage. Öffnen Sie den Halsschnitt und setzen Sie die Arteria carotis frei. </li><li> Ziehen Sie den Faden vorsichtig nach der Okklusionsperiode mit ophthalmischer Pinzette heraus, um eine Reperfusion zu erreichen und die temporäre Naht in eine permanente zu verwandeln, indem Sie den Knoten festziehen. </li><li> Bei der Azidose-Behandlung das durch den Nasenkonus eingeatmete Gas zu den Mischgasen, die 20% CO 2 , 20% O 2 und 60% N 2 für 5 min bei 5, 50 oder 100 min nach der Reperfusion enthalten, Schließen Sie den Schnitt mit einer unterbrochenen chirurgischen Naht. </li><li> Legen Sie Mäuse in einen 30 ° C Wärmekäfig, bis Mäuse das Bewusstsein wiederherstellenUnd dann die Mäuse wieder reinigen, einzelne Käfige. Mäuse mit einer Petrischale von Wasser und befeuchtetem Essen versorgen. Überwachen Sie die Mäuse genau nach der Operation für übermäßige Schmerzen und Tod. </li></ol></li><li> Gehirn Infarkt Volumenmessung: <ol><li> Messung des Hirninfarktvolumens durch Verwendung von TTC-Färbung 24 h nach Reperfusion. </li><li> Bereiten Sie 0,25% TTC-Lösung vor, wie in Schritt 1.4.1 vor der vorgesehenen Zeit des Opfers erwähnt. Übertragen Sie die Lösung in eine 24-Well-Platte (1 ml pro Vertiefung), die in Folie abgedeckt ist, und lagern Sie sie bei 4 ° C. HINWEIS: TTC und Gewebe, die mit TTC gefärbt sind, sind lichtempfindlich. </li><li> Um 24 h nach der Reperfusion opfern sie das Tier mit einer Isofluran-Überdosierung in einer Induktionskammer. Enthaupte die Mäuse. Die Gehirne mit kleinen Scheren und Pinzetten herausziehen. Untersuche Blutpausen an den Gehirnen, um die Mäuse auszuschließen, die eine Subarachnoidalblutung am Circle of Willis durchmachten. </li><li> Legen Sie das Gehirn auf eine saubere Glasrutsche auf -20 °<html> C-Pack. Legen Sie das Gehirn und die Glasrutsche in einen -20 ° C Kühlschrank für 5 min, um das Gehirn leichter zu schneiden. </li><li> Nehmen Sie das Gehirn und die Glasrutsche von -20 ° C heraus und legen Sie sie wieder auf den -20 ° C Eisbeutel. Die Stirnpol und das Kleinhirn mit Klinge und Pinzette zerlegen. </li><li> Schneiden Sie die Gehirnabschnitte horizontal auf eine 1-mm-Dicke mit einer Klinge, um 5 Scheiben zu produzieren. Übertragen Sie die Scheiben in die 24-Well-Platte mit TTC-Lösung (1 Scheibe pro Vertiefung) mit Pinzette und strecken Sie die Scheiben in der Lösung aus. Die Scheiben in TTC-Lösung bei 37 ° C in einem flachen Wasserbad für 30 min inkubieren. </li><li> Aspirieren Sie die TTC-Lösung. 10% Formaldehyd (1 ml pro Vertiefung) zugeben und bei Raumtemperatur für 30 min inkubieren. Legen Sie die Scheiben in die Reihenfolge, in der sie auf ein Cellophan-Blatt geschnitten wurden, und scannen Sie die Segmente in die fotografische Platten-Imager. </li><li> Analysieren Sie die Infarktgröße als Prozentsatz des gesamten Gehirns mit Hilfe der ImageJ-AnalysesoftwareLass = &quot;xref&quot;&gt; 8 basierend auf visueller identifikation; Siehe Abbildung 2 (links). </li></ol></li></ol>

<ol><li>Zhao, H., Sapolsky, R. M., Steinberg, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interrupting+reperfusion+as+a+stroke+therapy%3A+ischemic+postconditioning+reduces+infarct+size+after+focal+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Interrupting reperfusion as a stroke therapy: ischemic postconditioning reduces infarct size after focal ischemia in rats.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 26 (9), 1114-1121 (2006).</li>
<li>Leconte, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+hypoxic+postconditioning+protects+against+cerebral+ischemia+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Delayed hypoxic postconditioning protects against cerebral ischemia in the mouse.</a> Stroke. 40 (10), 3349-3355 (2009).</li>
<li>Fan, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+lack+of+glucose+but+not+O2+is+involved+in+ischemic+postconditioning-induced+neuroprotection%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neurosci+Ther%22%5BJournal%5D)">Transient lack of glucose but not O2 is involved in ischemic postconditioning-induced neuroprotection.</a> CNS Neurosci Ther. 19 (1), 30-37 (2013).</li>
<li>Hess, D. C., Hoda, M. N., Bhatia, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remote+limb+perconditioning+%5Bcorrected%5D+and+postconditioning%3A+will+it+translate+into+a+promising+treatment+for+acute+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Remote limb perconditioning [corrected] and postconditioning: will it translate into a promising treatment for acute stroke.</a> Stroke. 44 (4), 1191-1197 (2013).</li>
<li>Ren, C., Yan, Z., Wei, D., Gao, X., Chen, X., Zhao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limb+remote+ischemic+postconditioning+protects+against+focal+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Limb remote ischemic postconditioning protects against focal ischemia in rats.</a> Brain Res. 1288, 88-94 (2009).</li>
<li>Sun, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effect+of+delayed+remote+limb+ischemic+postconditioning%3A+role+of+mitochondrial+K%28ATP%29+channels+in+a+rat+model+of+focal+cerebral+ischemic+reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Protective effect of delayed remote limb ischemic postconditioning: role of mitochondrial K(ATP) channels in a rat model of focal cerebral ischemic reperfusion injury.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 32 (5), 851-859 (2012).</li>
<li>Li, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remote+limb+ischemic+postconditioning+protects+mouse+brain+against+cerebral+ischemia%2Freperfusion+injury+via+upregulating+expression+of+Nrf2%2C+HO-1+and+NQO-1+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Remote limb ischemic postconditioning protects mouse brain against cerebral ischemia/reperfusion injury via upregulating expression of Nrf2, HO-1 and NQO-1 in mice.</a> Int J Neurosci. , 1-8 (2015).</li>
<li>Fan, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+neuroprotective+strategy+for+ischemic+stroke%3A+transient+mild+acidosis+treatment+by+CO2+inhalation+at+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">A novel neuroprotective strategy for ischemic stroke: transient mild acidosis treatment by CO2 inhalation at reperfusion.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 34 (2), 275-283 (2014).</li>
<li>Shen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PARK2-dependent+mitophagy+induced+by+acidic+postconditioning+protects+against+focal+cerebral+ischemia+and+extends+the+reperfusion+window%5BTitle%5D)+AND+%22Autophagy%22%5BJournal%5D)">PARK2-dependent mitophagy induced by acidic postconditioning protects against focal cerebral ischemia and extends the reperfusion window.</a> Autophagy. 0, (2017).</li>
<li>Skolnik, J., Takacs, L., Szende, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+oxygen+consumption+of+slices+from+kidney%2C+brain%2C+cortex+and+liver+in+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">In vitro oxygen consumption of slices from kidney, brain, cortex and liver in hypoxia.</a> Nature. 209 (5020), 305(1966).</li>
<li>Lynch, G., Schubert, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+in+vitro.+brain+slices+for+multidisciplinary+studies+of+synaptic+function%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The use of in vitro. brain slices for multidisciplinary studies of synaptic function.</a> Annu Rev Neurosci. 3, 1-22 (1980).</li>
<li>Zheng, S., Zuo, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+preconditioning+reduces+purkinje+cell+death+in+an+in+vitro+model+of+rat+cerebellar+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Isoflurane preconditioning reduces purkinje cell death in an in vitro model of rat cerebellar ischemia.</a> Neuroscience. 118 (1), 99-106 (2003).</li>
<li>Yin, B., Barrionuevo, G., Weber, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+real-time+monitoring+of+glutathione+redox+status+in+single+pyramidal+neurons+in+organotypic+hippocampal+slices+during+oxygen-glucose+deprivation+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Chem+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Optimized real-time monitoring of glutathione redox status in single pyramidal neurons in organotypic hippocampal slices during oxygen-glucose deprivation and reperfusion.</a> ACS Chem Neurosci. 6 (11), 1838-1848 (2015).</li>
<li>Medvedeva, Y. V., Ji, S., Yin, H. Z., Weiss, J. H. <a target="_blank" href="http://www.jneurosci.org/content/early/2016/12/09/JNEUROSCI.3270-16.2016">Differential vulnerability of CA1 vs CA3 pyramidal neurons after ischemia: possible relationship to sources of Zn2+ accumulation and its entry into and prolonged effects on mitochondria.</a> J Neurosci. , (2016).</li>
<li>Pignataro, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+and+in+vitro+characterization+of+a+novel+neuroprotective+strategy+for+stroke%3A+ischemic+postconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">In vivo and in vitro characterization of a novel neuroprotective strategy for stroke: ischemic postconditioning.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 28 (2), 232-241 (2008).</li>
<li>Zhang, X., Ding, H. Z., Jiang, S., Zeng, Y. M., Tang, Q. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro+study+of+the+neuroprotective+effect+of+propofol+on+hypoxic+hippocampal+slice%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Inj%22%5BJournal%5D)">An in vitro study of the neuroprotective effect of propofol on hypoxic hippocampal slice.</a> Brain Inj. 28 (13-14), 1758-1765 (2014).</li>
<li>Niu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+profiling+with+HPLC-FTMS+of+exogenous+and+endogenous+chemicals+susceptible+to+the+administration+of+chotosan+in+an+animal+model+of+type+2+diabetes-induced+dementia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharm+Biomed+Anal%22%5BJournal%5D)">Chemical profiling with HPLC-FTMS of exogenous and endogenous chemicals susceptible to the administration of chotosan in an animal model of type 2 diabetes-induced dementia.</a> J Pharm Biomed Anal. 104, 21-30 (2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Hier stellen wir zwei experimentelle Modelle vor, um die Neuroprotektion von APC gegen die zerebrale Ischämie zu untersuchen. In Hirnschnitten wird APC durch Inkubieren von Mäusen kortikostriatalen Scheiben in sauren Puffer, der mit 20% CO 2 nach dem Reperfusionsbeginn geblasen wurde, erreicht, während im MCAO-Modell APC durch Einatmen von 20% CO 2 zu Mäusen nach Reperfusion erreicht wird. Beide Modelle spiegeln die Neuroprotektion von APC gegen die zerebrale Ischämie wider. Der Schutz war vergleic...

Schlaganfall ist eine der führenden Ursachen für Sterblichkeit und Behinderung weltweit. Es wurden große Anstrengungen unternommen, um in den letzten Jahrzehnten wirksame Behandlungen für Schlaganfall zu finden. Allerdings ist die Leistung ganz unbefriedigend. Die Nachkonditionierung ist ein Prozess, der durch subtoxische Spannungen nach einer ischämischen Episode manipuliert wird. Nachkonditionierung, einschließlich ischämischer, hypoxischer, flachglukosierter und entfernter ischämischer Nachkonditionierung, lösen endogene adaptive Mechanismen aus und haben sich als vielversprechende Therapien gegen die zerebrale Ischämie 1 , 2 , 3 , 4 erwiesen. Allerdings kann die ischämische Nachkonditionierung zusätzliche Verletzungen einleiten. Die oberflächliche Ischämische Nachkonditionierung erfordert in der Regel mehrere Zyklen von 5 - 20 min Okklusion und Reperfusion an den ipsilateralen oder bilateralen Hinterbeinen 5 , 6 , 7 . ThDiese Nachkonditionierungsmanipulationen sind daher in der klinischen Praxis gefährlich oder unpraktisch. Um diese Nachteile zu überwinden, haben wir APC als Therapie für die fokale zerebrale Ischämie bei Mäusen entwickelt 8 . Induziert einfach durch Einatmen von 20% CO 2 , reduziert APC die ischämische Hirnverletzung in einer eher machbaren und sichereren Weise. Vor kurzem haben wir bewiesen, dass APC das Reperfusionsfenster erweitert und die Bedeutung von APC für die Schlaganfalltherapie hervorhebt 9 . Hier stellen wir zwei experimentelle Modelle vor, um die Neuroprotektion von APC gegen die zerebrale Ischämie zu untersuchen. Das erste ist das Sauerstoff-Glukose-Deprivation (OGD) -Modell in Mäusen kortikostriatalen Scheiben. Schnelle Vorbereitung und Übertragung der Hirnschnitten in eine künstliche Umgebung, in der Regel künstliche Cerebrospinalflüssigkeit (ASCF), kann die Lebensfähigkeit der Zellen und die neuronale Schaltung aufrechtzuerhalten, die es ermöglicht , 10 Hirnfunktion in vitro zu studieren &lt;Sup&gt;, 11 . OGD in ASCF imitiert zerebrale Ischämie und induziert ischämische Verletzung 12 , 13 , 14 . Nach OGD werden die Hirnschnitten in regulärem ASCF (r-ASCF) aufgefrischt, um eine Reperfusion zu ermöglichen und dann mit APC unter Verwendung von saurer ASCF, die mit 20% CO 2 geblasen wurde, behandelt. Die kortikostriatale Scheibe behält die intakte histologische Charakterisierung im Vergleich zu primär kultivierten Zellen bei. Um die Gehirnfunktion in vivo zu untersuchen , wird das Modell der Maus mit mittlerem zerebraler Arterienverschluss (MCAO) verwendet. Die mittlere zerebrale Arterie wird durch Einfügen eines flammunktionellen Monofilaments über die gemeinsame Carotis-Arterie blockiert. Als eines der am häufigsten verwendeten Schlaganfallmodelle zeigt das MCAO-Modell eine klinische Relevanz und die Anwendung eines Monofilaments macht es leichter, eine Reperfusion zu erreichen. Einfach durch Einatmen von normoxischem Mischgas, das 20% CO 2 nach dem Beginn der Reperfusio enthältN, APC zeigte signifikante Schutzwirkungen gegen die zerebrale Ischämie, die durch reduzierte Hirninfarktvolumina angezeigt wurde.

<table><tbody><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Sigma</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumchlorid</td><td>Sigma</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>Kaliumphosphat einbasisch</td><td>Sigma</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumsulfat</td><td>Sigma</td><td>M2643</td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>Calciumchloriddihydrat</td><td>Sigma</td><td>C5080</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glukose</td><td>Sigma</td><td>G7021</td><td></td></tr><tr><td>Vibratom</td><td>Leica</td><td>VT1000 S</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-Triphenyltetrazoliumhydrochlorid</td><td>Sigma</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>Absolutes Ethanol</td><td>Aladdin Industrial Corporation</td><td>E111993</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid</td><td>Sigma</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Laserdoppler Flowmetrie</td><td>Moor Instruments Ltd</td><td>Model Moor VMS-LDF2</td><td></td></tr><tr><td>Diethylether wasserfrei</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Corporation</td><td>80059618</td><td></td></tr><tr><td>Trichloracetaldehyclehydrat</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Corporation</td><td>30037517</td> 10% <td></td></tr><tr><td>Formalin</td><td>Aladdin Industrial Corporation</td><td>F111936</td><td></td></tr><tr><td>24-Well-Platten</td><td>Jet Biofil</td><td>TCP-010-024</td><td></td></tr></tbody></table>

experimentelle modelle zur untersuchung der neuroprotektion der sauren nachkonditionierung gegen zerebrale ischämie

Experimental Models to Study the Neuroprotection of Acidic Postconditioning Against Cerebral Ischemia

Schlaganfall ist eine der führenden Ursachen für Sterblichkeit und Behinderung weltweit mit begrenzten therapeutischen Ansätzen. Als endogene Strategie für die Neuroprotektion haben sich die Nachkonditionierungsbehandlungen als vielversprechende Therapien gegen die zerebrale Ischämie erwiesen. Allerdings beschränken komplizierte Verfahren und potenzielle Sicherheitsfragen ihre klinische Anwendung. Um diese Nachteile zu überwinden, haben wir eine saure Nachkonditionierung (APC) als Therapie für die experimentelle fokale zerebrale Ischämie entwickelt. APC bezieht sich auf die milde Azidosebehandlung durch Einatmen von CO 2 während der Reperfusion nach Ischämie. Hier stellen wir zwei Modelle vor, um APC in vitro und in vivo auszuführen. Die Sauerstoff-Glukose-Deprivation (OGD) Behandlung von Mäusen und die kortikostriatale Okklusion und mittlere zerebrale Arterienverschluss (MCAO) von Mäusen wurden eingesetzt, um die zerebrale Ischämie nachzuahmen. APC kann einfach durch die Übertragung von Hirnschnitten auf sauren Puffer, der mit 20% CO 2 , o verschmolzen wird, erreicht werdenR durch Mäuse, die 20% CO 2 einatmen. APC zeigte signifikante Schutzwirkungen gegen die zerebrale Ischämie, wie sich aus der Gewebefähigkeit und dem Gehirninfarktvolumen widerspiegelt.

In dem oben beschriebenen corticostriatalen Scheibenmodell wurde die Lebensdauer der corticostriatalen Scheibe durch TTC-Test bei 1 h nach der Reperfusion quantifiziert. Die TTC-Umwandlung wurde durch Normalisierung der Absorption bei 490 nm an die Kontrollscheibe berechnet. Nach der TTC-Umwandlung, APC geschützt gegen OGD-induzierte Reperfusionsverletzung in einem Einsetzzeit und Dauer-abhängig Weise. Im Detail haben sowohl 1 als auch 3 min der Azidose-Behandlung die Lebensfähigkeit bei...

Die saure Nachkonditionierung schützt vor der zerebralen Ischämie. Hier stellen wir zwei Modelle vor, um APC auszuführen. Sie werden jeweils durch Übertragung von kortikostriatalen Scheiben auf sauren Puffer nach Sauerstoff-Glukose-Deprivation in vitro und durch Einatmen von 20% CO 2 nach mittlerer zerebraler Arterienverschluss in vivo erreicht .

Experimentelle Modelle zur Untersuchung der Neuroprotektion der sauren Nachkonditionierung gegen zerebrale Ischämie

Stroke is one of the leading causes of mortality and disability worldwide, with limited therapeutic approaches. As an endogenous strategy for ...

Das übergeordnete Ziel der Behandlung einer Azidose in einem kortiko-striatären Schnittmodell im Rahmen eines Modells der Mittelhirnarterienverschluss ist es, die neuroprotektive Wirkung einer azidischen Postkonditionierung gegen zerebrale Ischämie zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen zu beantworten, wie die azidische Postkonditionierung ischämische Hirnschäden schützen könnte, und neue Strategien für die Schlaganfalltherapie zu entwickeln. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass weit verbreitete experimentelle Modelle genutzt werden können, um die neuroprotektive Wirkung der azidischen Postkonditionierung zu erforschen.Die Durchführung des Verfahrens erfolgt durch Yarong Zheng, einem Doktoranden aus meinem Labor. Entfernen Sie zunächst das Gehirn mit einem dünnen Spatel aus dem Schädel einer dekapitierten Maus und geben es vorsichtig in einen Becher, der kalte, mit fünf Prozent Kohlendioxid und 95 % Sauerstoff equilibrierte, reguläre ACSF enthält. Tragen Sie Kryopräzipitat-Kleber in zwei Streifen auf die Vibratomplatte auf.Legen Sie ein Stück 3 % Agarose auf das Klebeband, das am weitesten von der Klinge entfernt ist, um das Gehirn zu stützen. Übertragen Sie das Gehirn dann mit einer Pinzette auf Filterpapier. Schneiden Sie mit einer Klinge den frontalen Pol und das Kleinhirn ab.Platzieren Sie das Gehirngewebe vertikal auf dem freien Klebestreifen, wobei das Gehirn an das Agarose angewandt wird. Geben Sie eiskalte ACSF-Lösung in das Schneidebehältnis, um das Gehirn vollständig zu bedecken, und fügen Sie Eis in den Eisbehälter hinzu. Halten Sie die ACSF-Lösung im Behältnis durch eine Blasung mit fünf Prozent Kohlendioxid und 95 Prozent Sauerstoff belüftet.Nachdem der Vibratom auf das Schneiden von 400-Mikrometer-Schnitten eingestellt und das Gehirn korrekt zur Schneidklinge positioniert wurde, drücken Sie die Start-Stopp-Taste, um den automatischen Schnittvorgang zu beginnen. Verwenden Sie eine Pasteurpipette mit abgeschnittenem Ende, um nacheinander fünf Gehirnschnitte zu überführen, und legen Sie diese in den Gewebeträger in eiskalter, mit fünf Prozent Kohlendioxid und 95 % Sauerstoff durchspülter ACSF. Nach 30 Minuten bei Raumtemperatur bringen Sie die Gehirnschnitte für zehn Minuten in ein Wasserbad bei 37 Grad Celsius, um die synaptische Funktion wiederherzustellen.Glukosefreies ACSF und saures ACSF in ein Wasserbad mit 37 Grad Celsius geben und die Lösungen jeweils 30 Minuten lang mit fünf Prozent Kohlendioxid und 95 % Stickstoff beziehungsweise mit 20 Prozent Kohlendioxid und 80 % Sauerstoff durchbläuen. Vier der fünf Gehirnschnitte vorsichtig in vorgewärmtes, glukosefreies ACSF bei 37 Grad Celsius überführen und 15 Minuten lang inkubieren. Um das Zeitfenster für die saure Präkonditionierung zu untersuchen, einen Schnitt direkt aus dem glukosefreien ACSF in saures ACSF überführen und die anderen drei Schnitte zur Reperfusion in normales ACSF überführen.Nach drei Minuten die Schnittprobe vom sauren ACSF in regulären ACSF überführen. Danach nach fünf Minuten im regulären ACSF eine der Schnittproben vom regulären ACSF in den Gewebeträger mit saurem ACSF für drei Minuten überführen. Eine weitere Schnittprobe 15 Minuten nach der Reperfusion auf dieselbe Weise überführen.Die verbleibende Schnitte, die in glucosefreiem ACSF, aber nicht in saurem ACSF platziert wurde, wird als Gruppe der Sauerstoff-Glukose-Deprivation festgelegt. Überführen Sie die Schnitte aus dem ACSF in die Vertiefungen einer 24-Loch-Platte, die TTC-Lösung enthält. Strecken Sie die Schnitte in der Lösung aus.Anschließend 30 Minuten bei 37 Grad Celsius in einem flachen Wasserbad inkubieren. Danach die Schnitte in saubere, gewogene 1,5-Milliliter-Zentrifugenröhrchen, die mit Aluminiumfolie abgedeckt sind, überführen und das Trockengewicht der Schnitte bestimmen. Nach der Wägung wird Formazan extrahiert, indem eine 1:1-Lösung aus Ethanol und Dimethylsulfoxid in einem Volumen-zu-Gewichts-Verhältnis von 10:1 zu den Röhrchen gegeben wird.24 Stunden lichtgeschützt inkubieren. Am nächsten Tag die Ethanol-Dimethylsulfoxidlösung von den Röhrchen in eine 96-Loch-Platte überführen und die Absorption bei 490 Nanometern mit einem Plattenreader messen. Überprüfen Sie zunächst die korrekte Anästhesie durch das Fehlen eines Zehenquetschreflexes.Bringen Sie dann die anästhetisierte Maus mit am Schädel befestigter LDF-Sonde in Rückenlage und fixieren Sie sie mit sterilen Baumwollfäden. Desinfizieren Sie die rasierte Haut des Halses mit 75 % Ethylalkohol. Anschließend führen Sie einen medianen Hautschnitt am Hals durch und dissezieren stumpf mit einer Pinzette das Weichgewebe, um die Blutgefäße freizulegen.Ein Tropfen physiologische Kochsalzlösung zu den freigelegten Geweben hinzufügen, um sie feucht zu halten. Anschließend mit okularem Pinzettengriff die A. carotis communis vom umgebenden Gewebe und vom Nervus vagus ablösen. Dabei darauf achten, den Nervus vagus nicht zu beschädigen.Platzieren Sie eine Mikrogefässklemme am distalen Ende der Arteria carotis communis. Machen Sie einen festen Knoten mit 6-0-Seidennähten am proximalen Ende. Legen Sie dann einen losen Knoten proximal zur Klemme als vorübergehende Naht an.Als Nächstes verwenden Sie mikrochirurgische Augenscheren, um einen kleinen Längsschnitt zwischen den beiden Knoten so nah wie möglich am toten Knoten anzulegen. Führen Sie nun einen 12 Millimeter langen, stumpfen Monofilamentfaden durch den Schnitt in das Arterienlumen ein und schieben Sie ihn einige Millimeter vorwärts. Ziehen Sie den losen Knoten um die Spitze des Monofilaments fest und entfernen Sie anschließend die Klemme.Verwenden Sie dann Augenoperationszangen, um das Filament in die Arteria carotis interna vorzuschieben, bis die LDF-Software einen starken Rückgang der Durchblutung anzeigt. Notieren Sie die Beginnzeit der Okklusion. Trennen Sie anschließend die LDF-Sonde und stellen Sie die Maus für die einstündige Dauer der Okklusion in einen Inkubator mit 30 Grad Celsius.55 Minuten nach Beginn der Okklusion das Tier erneut mit Isofluran anästhesieren und wie zuvor positionieren. Anschließend den Halsanschnitt öffnen und die Arteria carotis communis erneut freilegen. Nach Ablauf der Okklusionszeit den Filament mit Augenbrauezeug vorsichtig herausziehen, um die Reperfusion zu erzielen.Danach die temporäre Naht durch Festziehen des Knotens in eine dauerhafte Naht umwandeln. Zur Behandlung der Azidose das vom Nasenkegel eingeatmete Gas für fünf Minuten auf 20 % Kohlendioxid, 20 % Sauerstoff und 60 % Stickstoff umstellen. Nach der Verschlussung des Schnitts mit einer unterbrochenen chirurgischen Naht das Tier in einen auf 30 °C beheizten Käfig bringen, bis es das Bewusstsein wiedererlangt.Dieses Histogramm zeigt die Ergebnisse des TTC-Assays an kortikalen Schnitten nach Sauerstoff-Glukose-Entzug und azidischer Postkonditionierung, wie in diesem Video dargestellt. Eine dreiminütige Behandlung mit Azidose war neuroprotektiv, wenn die Behandlung unmittelbar oder fünf Minuten nach dem Sauerstoff-Glukose-Entzug begann, nicht jedoch, wenn die Schnitte 15 Minuten lang reperfundiert wurden. Mäuse wurden einer 60-minütigen Okklusion der Arteria cerebri media unterzogen und durch Einatmen von 20 % Kohlendioxid für fünf Minuten fünf, 50 oder 100 Minuten nach der Reperfusion behandelt.Das Infarktvolumen wurde mittels zweifacher, dreifacher und fünffacher Färbung mit Triphenyltetrazoliumchlorid 24 Stunden nach der Reperfusion quantifiziert, wie durch die schwarzen gestrichelten Linien angegeben. Dieses Histogramm zeigt das prozentuale Infarktvolumen für jede Bedingung. Der neuroprotektive Effekt der sauren Postkonditionierung war robust, selbst wenn der Beginn um 50 Minuten nach der Reperfusion verzögert wurde.Jedoch verhinderte eine 100 Minuten nach Beginn der Ischämie eingeleitete Azidosebehandlung die ischämische Schädigung nicht. Nach dem Anschauen des Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die neuroprotektiven Effekte einer Azidose-Postkonditionierung am OGD-Modell von Hirnschnitten und am MSO-Modell von Mäusen untersucht. Bei der Durchführung der Verfahren ist es wichtig zu beachten, dass Ausmaß und Dauer der Azidose entscheidend dafür sind, die schützenden Effekte reproduzieren zu können.

experimental-models-to-study-neuroprotection-acidic-postconditioning

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir versuchen, die neuronalen Immunsystems Signalisierung für Kälte-Vorkonditionierung als Mittel, um neue Targets für therapeutische Entwicklung zu identifizieren, um Gehirn vor Verletzungen schützen Beginn zu definieren. Wir präsentieren Strategien für solche Arbeiten, die biologische Systeme, experimentelle Manipulationen sowie technische Fähigkeiten, die in hohem Maße reproduzierbar und empfindlich sind, erfordern.

Strategies for Study of Neuroprotektion von Cold-Vorkonditionierung

A. cerebri media (MCA) Ligation ist eine Technik, fokaler zerebraler Ischämie im Tiermodell zu studieren. Bei dieser Methode ist die mittlere Hirnarterie durch Kraniotomie freigelegt und ligiert durch Kauterisation. Diese Methode liefert gut reproduzierbare Infarktvolumen und erhöhte postoperative Überlebensrate im Vergleich zu anderen Methoden zur Verfügung.

Die Anwendung des dauerhaften mittleren Hirnarterie Ligation in der Maus

Es wird vermehrt Hinweise darauf, dass ischämischen Präkonditionierung (PC) - verleiht einen transienten Schutz einer nachfolgenden Beschädigung ischämischen - eine schonende ischämischen Herausforderung an das Gehirn. Wir haben festgestellt, bilateralen Arteria carotis communis Okklusion (BCCAO) als Vorbehandlung Stimulus bis Anfang ischämischen Toleranz (IT), um transiente fokale zerebrale Ischämie (induziert durch Mitte Zerebralarterie, MCAO) induzieren in C57Bl6 / J Mäusen.

Bilaterale Arteria carotis communis Occlusion als adäquate Vorbehandlung Stimulus zu frühe ischämische Toleranz zu Focal zerebraler Ischämie induzieren

 Bewertung der neuroprotektiven Effekte der sauren Postkonditionierung in einem Mausmodell der zerebralen Ischämie

Quelle: Brandli, A. Remote Limb Ischemic Preconditioning: Eine neuroprotektive Technik bei Nagetieren. J. Vis. Exp. (2015)Dieses Video zeigt ein nicht-invasives Protokoll zur ischämischen Präkonditionierung der Gliedmaßen bei Ratten, um eine systemische Neuroprotektion zu induzieren. Das Verfahren beinhaltet einen kontrollierten arteriellen Verschluss und eine Reperfusion, wodurch zelluläre Stresswege ausgelöst werden, die Schutzfaktoren freisetzen. Diese Faktoren erhöhen die...

Nicht-invasive ischämische Präkonditionierung der Gliedmaßen in einem Rattenmodell zur Neuroprotektion

Wir haben eine Hirnschnittmodell, das verwendet werden kann, um die molekularen Mechanismen der Exzitotoxizität-vermittelten-Hirn-Verletzungen beteiligt untersuchen entwickelt. Diese Technik erzeugt lebensfähigen reifen Hirngewebe und reduziert die für Experimente erforderlichen Tiernummern, unter Beibehaltung der neuronalen, zellulären Interaktionen und postsynaptischen Fächer teilweise intakt.

Exzitotoxische Stimulation der Hirn Microslices als<em&gt; In-vitro-</em&gt; Modell der Stroke

Dieses Protokoll beschreibt die wiederholte hypoxische Präkonditionierung oder kurze Exposition gegenüber systemischer Hypoxie, die das Infarktvolumen und die Störung der Blut-Hirn-Schranke nach einem vorübergehenden Verschluss der mittleren Hirnarterie bei Mäusen reduziert. Es wird auch die duale Quantifizierung des Infarktvolumens und der Störung der Blut-Hirn-Schranke nach einem Schlaganfall beschrieben, um die Wirksamkeit des neurovaskulären Schutzes zu bewerten.

Die Quantifizierung der neurovaskulären Schutz Nach Repetitive hypoxische Präkonditionierung und Transient mittleren Hirnarterie Occlusion in Mice

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um Depressionen bei Ratten nach dem Schlaganfall zu induzieren, indem wir die mittlere zerebrale Arterie über die innere Carotid-Arterie ausschließen. Wir verwenden den Porsolt-erzwungenen Schwimmtest und den Saccharose-Präferenztest, um induzierte depressive Stimmungen zu bestätigen und zu bewerten.

Eine mittelzerebrale Arterienokklusionstechnik zur induzierung einer Depression im Raten nach dem Schlaganfall

Der Zweck dieser Studie ist es, ein Tiermodell für die Forschung in der Erholung und Fortsetzung der Gehirn-Ischämie zu etablieren und zu validieren, indem Hirninfarkt und sensorimotorische Funktion nach mittlerer ZerebrierungSverschluss/Reperfusion (MCAO/R) nach 1-90 getestet werden. Tage in Ratten.

Ein präklinisches Modell zur Beurteilung der Gehirnerholung nach akutem Schlaganfall bei Ratten

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess zur Induktion eines zerebralen ischämischen Komamodells unter Verwendung einer modifizierten Viergefäß-Verschlussmethode.

Zerebrales ischämisches Komamodell, induziert durch modifizierten Vier-Gefäß-Verschluss

Erfahren Sie die neuroprotektiven Effekte der sauren Nachkonditionierung bei zerebraler Ischämie. Diese Methode nutzt Hirnschnitte und Mäusemodelle zur Entwicklung neuer Schlaganfalltherapien.

Experimentelle Modelle zur Untersuchung der Neuroprotektion der sauren Nachkonditionierung gegen zerebrale Ischämie

Weitere Videos entdecken