Name: Cavernosus Nervenstimulation und Aufzeichnung der Intrakavernose Druck in eine Ratte (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Erfahren Sie eine vereinfachte chirurgische Technik zur kavernösen Nervenstimulation und intrakavernösen Druckmessung bei der Ratte. Diese reproduzierbare Methode ermöglicht die Untersuchung der Pathophysiologie von Erektionsstörungen.

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Die Autoren haben keine Bestätigungen.

Die Tiere wurden in der Universität von Süddänemark Tier Pflegeeinrichtung institutionellen Richtlinien untergebracht. Alle Tierversuche wurden gemäß dem National Institutes of Health-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt. Dies ist eine akute, nicht-überleben Chirurgie Verfahren.
1. Vorbereitung der Schläuche, Elektrode und Instrumente für den chirurgischen Eingriff
<ol><li>Verwenden Sie die folgenden mikrochirurgischen Instrumente: chirurgische Scheren, abgewinkelte Mikro Schere eine Gewebe-Zange, ein paar von Dumont #7 und #5 gebogene Mikro Zange, ein Mikro Nadelhalter und Retraktoren. Hinweis: Da es sich um eine akute Verfahren handelt, müssen die Instrumente nicht sterilisiert werden. Reinigen Sie nach Gebrauch und wischen Sie die Spitzen mit 70 % Ethanol.</li>
	<li>Die Schläuche in 70 % igem Ethanol einweichen und spülen Sie es mit steriler 0,9 % NaCl mit 100 U/mL Heparin vor Gebrauch. Lassen Sie den Schlauch gefüllt zur Vermeidung von Luftblasen in das System einzuführen.</li>
	<li>Schneiden Sie ein 20-30 cm Länge Stück von Polyethylen (PE)-50 Schläuche, einen Katheter für die ICP-Messung zu machen. Sicherstellen Sie, dass die Schläuche so kurz wie möglich zu dämpfen den Druck zu reduzieren.</li>
	<li>Biegen Sie eine sterile 24G Nadel-seitliche, bis die Nadel in der Mitte bricht. Schließen Sie das Stück mit der Fase am distalen Ende der PE-Schlauch zum Einfügen in die Penis Crus. Legen Sie die andere Hälfte an den Hub für den Anschluss an die Druckaufnehmer. Füllen Sie das System mit heparinisierten Kochsalzlösung (100 U/mL).</li>
	<li>Um die bipolare Teflon beschichtete Elektrode machen, Drähte Schnitt zwei 125 µm Silber an gleicher Länge. Verwenden Sie ein Stück Klebeband zu befestigen die Drähte an den Rand des Tisches und Fädeln Sie sie zusammen. Anschließend legen Sie die Elektrode auf einer schwarzen Platte.</li>
	<li>Machen Sie einen kleinen Schnitt in das Teflon und verwenden Sie #5 Mikro Zange, um ein 4-5 mm Länge der Teflon-Beschichtung aus den Spitzen der Elektroden zu entfernen. Geschnitten Sie mit einem Skalpell zu erreichen sogar Länge und erstellen Haken durch Biegen die Enden der stumpfen Kante einer Skalpellklinge die Spitzen ab.</li>
	<li>Kleben Sie die Elektrode mit dem Ende der Verlängerung leicht über den Rand der schwarzen Platte mit den Haken nach oben. Mischen Sie die Silikonklebstoff auf einer Kunststoffplatte für 10 s und wickeln ein Klebstoff Blase um die Elektrode ca. 1-2 mm vom Haken.</li>
	<li>Für ca. 5 min vor Gebrauch (Abbildung 1) trocknen lassen. Streifen der Teflon aus einem längeren Abschnitt auf der anderen Seite, um Verbindung mit dem Stimulator zu ermöglichen. Hinweis: Dabei wieder der Haken am distalen Ende kann die Elektrode viele Male wiederverwendet werden.</li>
</ol>2. Vorbereitung des Tieres
<ol><li>Nach dem Betäuben des Tiers, rasieren der unteren Hälfte der Bauch, Hals und Perineum. Schrubben Sie das Tier mit 70 % Alkohol, gefolgt von Povidon-Jod dreimal. Legen Sie die Ratte auf einem beheizten op Pad in Rückenlage. Tierarzt Augensalbe angewendet und die Narkose auf eine Nase Kegel mit 2,5 % Isofluran und 0,8 L/min Sauerstoff als Träger umschalten. Hinweis: Der Pegel der Isoflurane und Sauerstoff, ein akzeptables Niveau der Narkose zu erreichen.</li>
</ol>(3) präoperativen Vorbereitung
<ol><li>Führen Sie den gesamten chirurgischen Eingriff unter einem Operationsmikroskop: eine Vergrößerung von 3,15 X bis 20 X reicht. Benutzen Sie Handschuhe und erhalten Sie eine saubere Umwelt während der Operation zu. Legen Sie die Ratte auf ein Tuch.</li>
</ol>4. Ischiocavernosus Muskel Dissektion für die ICP-Messung
<ol><li>Verwenden einer geraden Schere, Skalpell und Dumont #7 gebogene Mikro Zange um 1 cm vertikalen machen Hautschnitt 5 mm seitlich an der Mittellinie ausgehend von der Ebene der Basis des Penis und Erweiterung nach unten (Abbildung 2A). Verwenden Sie ein q-Tip und trennen Sie sorgfältig die Faszie seitlich um den Hodensack (Abb. 2 b). Nach dem Zerlegen der Faszie, Retraktoren befestigen und Ertasten mit einem Baumwoll-gekippt-Swap die Sitzbeinhöcker Tuber (Abbildung 2) zu finden.</li>
	<li>Durch das Fettgewebe Medial dieses Punktes zu sezieren, bis die Ischiocavernosus Muskel visualisiert wird (Abb. 3A). Verwenden Sie ein paar von Dumont #7 gebogene Mikro-Pinzetten und längs trennen Sie des Muskels zu. Die Tunica Albuginea erscheint als eine helle weiße Struktur (Abb. 3 b). Mit Mikro-Pinzetten und eine Mikro-Schere, aussetzen der Tunica Albuginea ausreichend um zu sehen, seinen Lauf (Abbildung 3).</li>
	<li>Einfügen Sie nach der Kalibrierung der Systemeinstellungen Schlauch durch die Haut auf den Damm, um sicherzustellen, dass es parallel zu den Penis Crus (Abbildung 4 läuft). Lassen Sie die Linie und halten Sie den Schnitt mit Kochsalzlösung feucht zu.</li>
</ol>(5) CN Dissektion zur Stimulation
<ol><li>Machen Sie eine 2 cm niedriger, Mittellinie Bauchschnitt durch die Haut mit zunächst einem Skalpell, und dann ein paar geraden Schere und Mikro Zange. Erstellen Sie einen passenden Schnitt durch die Faszie entlang der Linea Alba und die zugrunde liegende Muskelgewebe, Blase und Prostata verfügbar zu machen.</li>
	<li>Verwenden Sie Retraktoren, um gute Belichtung zu erreichen. Wattestäbchen Tupfer verwenden, um die Prostata aus dem Fettgewebe zu klare Visualisierung der großen Becken Ganglion (MPG) trennen und CN, läuft auf den dorsolateralen Aspekt der Prostata (Abbildung 5).</li>
	<li>Nach der Visualisierung von der MPG und der CN sorgfältig Einschneiden der Faszie, die darüberliegende Nervus 2-5 mm distal der MPG mit abgewinkelten Mikro Schere (Abb. 6a). Verbreiten Sie mit dem Einsatz von #5 Mikro-Pinzetten das Gewebe auf jeder Seite des Nervs und darunter einen 4 mm lange Teil (Abb. 6 b) zu befreien, und schieben Sie eine 9-0-Naht unter den Nerv (Abbildung 6 c).</li>
	<li>Heben Sie den Nerv leicht mit Hilfe des Nahtmaterials (Abb. 7a), Platzierung der Haken der bipolare Elektrode um den Nerv (Abb. 7 b) zu erleichtern. Lassen Sie eine Assistent Mischung der Zweikomponenten-Silikon Kleber mit der Spitze eines ein Insulin Nadel für 5 S. trocken den Nerv und den Kleber in die Gegend um den Haken und den Nerv (Abbildung 7 c, d). Halten Sie den Nerv erhöht durch Ziehen leicht an die Elektrode für ca. 1 min bis der Kleber trocknen lassen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Retraktoren, mit Ausnahme der Retraktoren auf der rechten Seite jeder ziehen oder Verdrehen der Elektrode zu vermeiden. Nass die exponierten Organe mit Kochsalzlösung und Laien Gaze über die Inzision in Kochsalzlösung getränkt.</li>
</ol>6. höhlenartigen Körper Kanülierung für die ICP-Messung
<ol><li>Wiederherstellen Sie Visualisierung von der Tunica Albuginea mit Retraktoren. Achten Sie darauf, nicht die Ischiocavernosus Muskel der Retraktoren zuordnen, wie dies die Crus verzerrt.</li>
	<li>Befestigen Sie die Nadel und spülen Sie den Schlauch mit heparinisierten Kochsalzlösung vor der Einführung in die Tunica Albuginea. Halten Sie die Tunica Albuginea gestreckt, mit Dumont #7 gebogene Mikro Zange in der Hand (nicht-dominante), der Tunica Albuginea und dem Rest der darüberliegenden Muskel distal zum Einfügepunkt. Halten Sie die Nadel mit direkt Mikro Zange in die dominante Hand und stellen Sie sicher, es einzuführen parallel mit dem Verlauf der höhlenartigen Körper (Abbildung 8).</li>
	<li>Schieben Sie die Nadel 5-8 mm in der höhlenartigen Körper. Spülen Sie den Schlauch und drücken Sie auf die Crus, die Linie (Abbildung 9) zu testen. Stellen Sie sicher, dass keine Lecks vorhanden sind. Befestigen Sie den Schlauch an den Tisch mit Klebeband zu verhindern versehentliches ziehen auf der Linie. Die Retraktoren zu entfernen.</li>
</ol>(7) Stimulation der KN
<ol><li>Mit der Aufnahme-Programm (z.B.Spike 2) ausgeführt, den intrakavernose und mittleren arteriellen Druck kontinuierlich aufzeichnen.</li>
	<li>Legen Sie die folgenden Parameter auf ein Stimulator (z.B.SD9 Grass Instrumente, siehe Tabelle der Materialien) für CN-Stimulation: zurzeit 1,5 mA, Frequenz 16 Hz, Spannung bei 3 V und Impulsbreite bei 5 ms gelten 50 s der Stimulation mit einem Minimum von 1 min Pause zwischen den Stimulationen. Hinweis: Die ersten Stimulationen führen in der Regel verminderte Reaktion (Abbildung 10).</li>
</ol>

<ol><li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEckhard%2C+C+%22Untersuchungen+%C3%BCber+die+Erektion+des+Hundes+In%3A+Beitr%C3%A4ge+zur+Anatomie+und+Physiologie%22">Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie</a>. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).</li>
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<li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction%3A+a+consensus+article%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat%3A+is+there+model+dependency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li>
<li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Das Hauptziel dieser Studie war es, eine vereinfachte Operationstechnik des Penis Crus Kanülierung für ICP-Aufnahme und Isolation der KN für Elektrostimulation zu beschreiben. Wir haben Änderungen an der Dissektion der höhlenartigen Körper um die Operation zu vereinfachen und liefern reproduzierbare Aufnahmen von der Zunahme des ICP mit CN Stimulation eingeführt. Mit einer vertikalen Hautschnitt von 1 cm an der Basis des Penis, mit der spürbaren Sitzbeinhöcker Tuber als Richtschnur seitliche, erzielten wir gute Belichtun...

In Vivo Studie der erektilen Funktion bei Versuchstieren begann 1863 mit der experimentelle Pionierarbeiten von Eckhard1. Elektrostimulation von den beckennerven wurde verwendet, um die erhöhten ICP bei Hunden zu induzieren. Im gesamten20. Jahrhundert wurden ähnliche experimentelle Protokolle in größere Tiere wie Hunde, Affen, Katzen und Kaninchen verwendet. Bewertung der erektilen Funktion bei einer Ratte wurde zuerst von Quinlan Et Al. 19892entwickelt. Die Methode wurde inzwischen geändert und durch mehrere andere Gruppen34aktualisiert. Die Ratte ist heute die am weitesten verbreitete Tiermodell für das Studium der Pathologie der erektilen Dysfunktion und Bewertung von neuen Behandlungsmöglichkeiten. Die wichtigsten Schritte des Verfahrens sind, Aufnahme systemischen Blutdruck mit einer Linie in der Arteria carotis, Kanülierung der penile Crus zu messen ICP und Stimulation der KN induzieren eine Zunahme des ICP. Obwohl einige Forscher das Modell verfeinert haben, ihrer Reproduzierbarkeit bleibt ein Problem, und unterschiedliche Ergebnisse von verschiedenen Laboratorien gemeldet wurden. Einige Fallstricke bestehen nach wie vor.
Vorherige Artikel5,6,7,8,9,10 beschreiben die Verwendung von voll Penis Exposition mit degloving des Penis zur Kanülierung der höhlenartigen Körper. Dies ist keinen optimalen Ansatz als Manipulation und disruptive Dissektion verursacht Verletzung von Strukturen, die für Erektile Funktion wesentlich sind. Die Zerlegung der KN wurde gut beschrieben10,11, aber Stimulation des Nervs ist nicht optimal auf mehrere Faktoren zurückzuführen, die experimentellen Ergebnisse beeinflussen könnten. Die Technik der CN Stimulation umfasst heben den Nerv aus dem umliegenden Gewebe durch Ziehen an der bipolaren Haken-Elektrode, die um den Nerv positioniert ist, und Trocknen den Nerv vor jede Anregung. Dies führt zu verschiedenen Graden der Nervenschäden und elektrischen Leckströme, was in einer verminderten Reaktion oder falsche Anstieg des ICP durch Stimulation der alternative Wege z.B., Beckenboden, Blase und Magen-Darm- Darm-Trakt12. All diese Faktoren begrenzen Reproduzierbarkeit.
Während unserer Studie haben wir beobachtet, dass die Tiefe und die Art der Narkose eine tiefgreifende Wirkung auf den ICP haben. Die Anästhetika verwendet sind Natrium-Pentobarbital, Ketamin/Xylazin und Ketamin/Midazolam Injektion oder Isofluran/Sauerstoff-Inhalation.
Hier beschreiben wir eine vereinfachte Operationsmethode und Bereitstellung von Daten zur Unterstützung der Standardisierung des experimentellen Protokolls.

<table><tbody><tr><td>Adson Pinzette</td><td>Fine Science Tool</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 Pinzette</td><td>Fine Science Tool</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette</td><td>Fine Science Tool</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td>ToughCut Mayo Schere</td><td>Fine Science Tool</td><td>14110-15</td><td></td></tr><tr><td>Miniatur Vannas Federschere</td><td>Fine Science Tool</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Ultra Fine Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr><td>Crile Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil Adhesive</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>Teflonbeschichteter Silberdraht 0,125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>Elastische Drahtaufroller</td><td>Sonderanfertigungen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Skalpellklinge</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 Schlauch</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>23 G Nadel</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 Rechteckpulsstimulator</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>Blutdruckmesskopf und Kabel</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf Applikatoren mit Wattespitze</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta Ocular</td><td>Sticks Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 % 100 mL</td><td>Lokale Apotheke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Lokale Apotheke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>25 mL Spritze</td><td>Odense University Hospital</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vet Augensalbe - Viscotears</td><td>Lokale Apotheke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silberne Drähte&nbsp;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silikonkleber&nbsp;</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

cavernosus nervenstimulation und aufzeichnung der intrakavernose druck in eine ratte

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

Die Stimulation des Nervus höhlenartigen (CN) und Messung des intrakavernose Drucks (ICP) wurden ausgiebig testen und evaluieren Therapien zur Behandlung der erektilen Dysfunktion eingesetzt. Jedoch die Methoden variieren zwischen Labors und Fallstricke bestehen. Das Ziel dieser Studie war eine chirurgische Technik zu beschreiben, die eine zuverlässige und reproduzierbare Modell bieten würde. Durch die Aufdeckung des Ischiocavernosus Muskels an der Stelle der Einfügemarke auf die Sitzbeinhöcker Tuber, könnte der Penis Crus mit minimalen Dissektion und Verletzungen an den Strukturen beteiligt Erektionsfähigkeit kanülierte. Wiederholte Reizung der KN, ohne die Notwendigkeit für das Anheben und Trocknung, gelang mit einem 125 µm bipolar Silberelektrode und biokompatible Silikonklebstoff, um den Elektrode-Nerv-Komplex zu isolieren. Diese Methode verhindert Neuropraxia durch Reduzierung der Dehnung und Trocknen den Nerv und bietet vollständige Isolierung des Nervs, Kriechstrom zu negieren und Stimulation der alternative Wege zu verhindern.

Die Verwendung dieses Protokolls mit den empfohlenen Stimulation Einstellungen unter Inhalation Anästhesie mit Isofluran 2,0 % Sauerstoff 0,8 L/min, sollten Ergebnisse wie in Abb. 11 und Abb.12, wo es mehrere Rücken an Rücken Stimulationen zwischen 75-80 mm Hg. Abbildung 13 zeigt die gleiche stabile Reaktion über einen 20-min-Stimulation mit der Antwort stabil bei 73-77 mm Hg. Test der Linie für ...

Diese Studie beschreibt eine vereinfachte chirurgische Verfahren und Technik für die Durchführung von höhlenartigen Nervenstimulation mit der Isolation der Nerven-Elektrode Komplex mit Silikonkleber und intrakavernose Druckmessung.

Cavernosus Nervenstimulation und Aufzeichnung der Intrakavernose Druck in eine Ratte

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Die übergeordneten Ziele dieser Methode sind die Beschreibung einer vereinfachten Operationstechnik der Kanülierung des Penis zur intrakavernösen Druckaufzeichnung und der Dissektion und Isolierung des Nervus cavernosus zur Elektrostimulation. Dieses experimentelle Protokoll kann verwendet werden, um die Pathophysiologie der erektilen Dysfunktion zu untersuchen und neue Therapien zu testen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie reproduzierbar, schnell und zuverlässig ist.Es hat die wichtigsten Fallstricke, die in diesem Tutorial beschrieben wurden, behoben und beseitigt. Obwohl diese Methode Einblicke in die erektile Dysfunktion geben kann, ist die Isolierung des Nervenelektrodenkomplexes mit biokompatiblem Silikonkleber auf die Elektrostimulation jedes peripheren Nervs anwendbar und ermöglicht physiologische Tests anderer Organe. Um diesen Eingriff zu beginnen, rasieren Sie nach der Betäubung des Tieres die untere Hälfte des Bauches und des Perineums.Schrubben Sie das Tier abwechselnd dreimal mit 70% Alkohol und Povidon-Jod. Legen Sie die Ratte danach in Rückenlage auf eine beheizte Operationsunterlage. Tragen Sie Salbe auf die Augen auf und halten Sie die Ratte über einen Nasenkegel mit 2,5% Isofluran betäubt.Führen Sie dann den gesamten chirurgischen Eingriff unter einem Operationsmikroskop auf einem Tuch durch. Machen Sie anschließend einen einen Zentimeter langen Hautschnitt von fünf Millilitern lateral der Mittellinie, beginnend auf Höhe der Penisbasis und nach unten. Trennen Sie die Faszien seitlich des Hodensacks vorsichtig mit einem Wattestäbchen.Nach dem Präparieren der Faszie ziehen Sie mit einem Paar Retraktoren die Hautränder und den Hoden zurück und lokalisieren den Sitzbeinhöcker durch Abtasten mit einem Wattestäbchen. Präparieren Sie das Fettgewebe medial, bis der Musculus ischiocavernosus sichtbar ist. Verwende eine Pinzette, um den Muskel in Längsrichtung zu trennen und die Tunica albuginea freizulegen.Die Tunica albuginea erscheint als strahlend weiße Struktur. Führen Sie nach der Kalibrierung der Systemeinstellungen einen Schlauch durch die Haut des Perineums und stellen Sie sicher, dass er parallel zu den Peniscrus verläuft. Lassen Sie dann die Linie an Ort und Stelle und halten Sie den Schnitt mit Kochsalzlösung feucht.Machen Sie bei diesem Verfahren einen zwei Zentimeter tieferen Bauchschnitt in der unteren Mittellinie durch die Haut. Legen Sie einen passenden Schnitt durch die Faszie entlang der Linea alba an, um die Blase und die Prostata freizulegen. Verwenden Sie die Retraktoren, um eine gute Belichtung zu erzielen.Trennen Sie dann mit Wattestäbchen die Prostata vom Fettgewebe. Stellen Sie die Retraktoren ein und schließen Sie die Dissektion ab, bis Sie eine klare Visualisierung des MPG und CN erhalten, die auf der dorsalen lateralen Seite der Prostata verlaufen. Nachdem Sie das MPG und das CN lokalisiert haben, schneiden Sie vorsichtig die Faszie über dem Nerv zwei bis fünf Millimeter distal des MPG an.Spreizen Sie als Nächstes das Gewebe auf jeder Seite des Nervs und darunter, um einen vier Millimeter langen Abschnitt freizugeben, und schieben Sie dann eine Naht unter den Nerv. Heben Sie den Nerv mit Hilfe der Naht leicht an, um die Platzierung der Haken der bipolaren Elektrode um den Nerv herum zu erleichtern. Lassen Sie einen Assistenten den Zweikomponenten-Silikonkleber fünf Sekunden lang mit der Spitze einer Insulinnadel mischen.Trocknen Sie den Nerv und tragen Sie den Kleber auf den Bereich um die Haken und den Nerv auf. Halten Sie den Nerv hoch, indem Sie etwa eine Minute lang leicht an der Elektrode ziehen, damit der Kleber trocknen kann. Entfernen Sie anschließend die Retraktoren, mit Ausnahme der Retraktoren auf der rechten Seite, um ein Ziehen oder Verdrehen der Elektrode zu vermeiden.Befeuchten Sie anschließend die freiliegenden Organe mit Kochsalzlösung und legen Sie in Kochsalzlösung getränkte Gaze über den Schnitt. Stellen Sie in diesem Verfahren die Visualisierung der Tunica albuginea mithilfe von Retraktoren wieder her. Achten Sie darauf, die Retraktoren nicht am Musculus ischiocavernosus zu befestigen, da dies die Crus verzerrt.Befestigen Sie als Nächstes die Nadel an einem PE50-Schlauch und spülen Sie den Schlauch mit heparinisierter Kochsalzlösung, bevor Sie ihn in die Tunica albuginea einführen. Halten Sie die Tunica albuginea gestreckt und halten Sie den darüber liegenden Muskel distal bis zum Ansatzpunkt mit Ihrer dominanten Hand. Halten Sie dann die Nadel in Ihrer nicht dominanten Hand und führen Sie sie in den Schwellkörper ein.Spülen Sie die Leitung, um die korrekte Platzierung in den Kavernösenkörpern ohne Leck zu bestätigen. Das Einführen der Nadel in den kavernösen Körper zur Druckaufzeichnung stellt einen kritischen Schritt dar. Beim Einbringen der Nadel in die Crus ist es wichtig, dass die Crus gedehnt und die Nadel parallel zu ihrem Verlauf entfaltet wird.Spülen Sie den Schlauch und drücken Sie auf die Crus, um die Leitung zu testen. Stellen Sie sicher, dass keine Lecks vorhanden sind. Befestigen Sie danach den Schlauch mit Klebeband am Tisch, um ein versehentliches Ziehen an der Leitung zu verhindern.Entfernen Sie dann die Retraktoren. Stellen Sie die Parameter an einem Stimulator ein und wenden Sie die Stimulation 50 Sekunden lang an, mit einer Pause von mindestens einer Minute zwischen den Stimulationen. Diese Abbildung zeigt eine verminderte erste Reaktion mit einer Stimulation von 50 Millimeter Quecksilber, gefolgt von der zweiten und dritten Stimulation von 66 Millimeter Quecksilber.Die anschließenden Messungen wurden dann auf dem normalen Niveau bei 73 Millimeter Quecksilbersäule aufgezeichnet. Und hier zeigt sich die Stabilität der Ergebnisse unter Verwendung dieses Protokolls mit 10 aufeinanderfolgenden Stimulationen zwischen 75 und 78 Millimeter Quecksilbersäule. Diese Abbildung zeigt die effektiven Anästhesiedosen bei intrakavernösem Druck.Es wurde eine verminderte und schwankendere Reaktion auf eine Erhöhung des Isoflurans im Vergleich zu einer stabilen Reaktion auf 2% bei den ersten beiden und den letzten drei Stimulationen beobachtet. Die blaue Spur oben zeigt den konstanten arteriellen Hauptdruck. Diese Abbildung zeigt die Wirkung des Anästhesietyps auf den intrakavernösen Druck.Die ersten Stimulationen, die unter Isofluran-Anästhesie durchgeführt wurden, zeigten einen Druckanstieg von 80 Millimeter Quecksilber. Nach der Verabreichung von Fentanyl Midazolam kam es zu einem Anstieg der Reaktion auf 110 Millimeter Quecksilber. Diese Abbildung zeigt den Effekt der Sauerstoffverabreichung durch den Nasenkonus.Das Absetzen der Sauerstoffverabreichung durch den Nasenkonus führte zu einer signifikanten Verringerung des kavernösen Druckanstiegs bei Stimulation des Nervus cavernosus. Es wurde kein Einfluss auf den arteriellen Hauptdruck festgestellt. Einmal gemeistert und bei richtiger Durchführung kann dieser Vorgang in 30 Minuten abgeschlossen werden.Bei der Durchführung der Stimulation ist zu bedenken, dass sowohl die Art und der Grad der Anästhesie als auch die Sauerstoffversorgung einen großen Einfluss auf den intrakavernösen Druck haben. Im Anschluss an dieses Verfahren können verschiedene Wirkstoffe getestet werden, um Fragen zur Pathophysiologie der erektilen Dysfunktion und zur Einführung neuer Behandlungen zu beantworten. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gründliches Verständnis dafür haben, wie die Kanülennervstimulation durchgeführt wird, einschließlich der Isolierung des Nervenelektrokomplexes mit Dichtungskleber und der Aufzeichnung des intrakavernösen Drucks nach minimalinvasiver Dissektion und Kanülierung der kavernösen Teile.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Quelle: Sanchez, C. A., et al. Präparation von peripheren Nervenstimulationselektroden für die chronische Implantation bei Ratten. J. Vis. Exp. (2020).Dieses Video zeigt die Stimulation des Vagusnervs bei einer wachen Ratte. Eine Ratte mit einer implantierten chronischen peripheren Nervenmanschettenelektrode, die in einer Hebeldruckaufgabe trainiert ist, wird über eine implantierte Kopfkappe mit einem Stimulusgenerator verbunden. Der Vagusnerv wird unmittelbar nach jedem erfolgreichen...

Stimulation des Vagusnervs über chronisch implantierte periphere Nervenmanschettenelektroden bei Ratten

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Aufzeichnung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials (CMAP) bei Ratten durch Anlegen elektrischer Stimuli an den Ulnarnerv, Anpassen der Elektroden für ein optimales Signal und Erhöhen der Stimulation zur Beurteilung der Nervenfunktionalität. Diese Methode ermöglicht die in vivo Untersuchung der peripheren Nervenfunktionen bei neurologischen Erkrankungen.

In vivo Messung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials bei einer Ratte

Dieses Video zeigt die Isolierung und Stimulation des Nervus cavernosus bei einer anästhesierten Ratte, um Blutdruckänderungen im Schwellkörper zu untersuchen.

Durchführung einer Stimulation des Nervus cavernosus bei Ratten zur Messung des intrakavernösen Drucks

Axonalen Erregbarkeit Techniken bieten ein leistungsfähiges Werkzeug zur Prüfung Pathophysiologie und biophysikalische Veränderungen, die irreversible degenerative Ereignisse vorausgehen. Diese Handschrift zeigt den Einsatz dieser Techniken auf der ulnaren Nerv anästhesierten Ratten.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der Ratte ulnaris mit axonalen Erregbarkeit testen

Intracavernosal ist Druck (ICP) eine wichtige Methode, die erektile Funktion von Versuchstieren zu bewerten. Hier wird ein detailliertes Protokoll für den Aufnahmevorgang ICP durch Katheterisierung des Schenkel Penis und dann elektrisch stimuliert die kavernösen Nerven bei Ratten gezeigt.

Intracavernosal Druck Aufnahme, erektile Funktion bei Nagetieren zu bewerten

Wir entwickelten eine Technik, die gleichzeitig Electrocorticography und lokales Feld Potentiale in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten aufzeichnet. Diese Technik hilft, eine direkte Verbindung von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen und makroskopischen Ebene aufzubauen, die erleichtert die Untersuchung der nozizeptiven Informationsverarbeitung im Gehirn.

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

Bestehende Ansätze für den Bau chronisch implantierbarer peripherer Nervenmanschettenelektroden für den Einsatz bei kleinen Nagetieren erfordern oft spezielle Ausrüstung und/oder hochqualifiziertes Personal. In diesem Protokoll zeigen wir einen einfachen, kostengünstigen Ansatz zur Herstellung chronisch implantierbarer Manschettenelektroden und ihre Wirksamkeit für die Vagusnervstimulation (VNS) bei Ratten.

Vorbereitung von peripheren Nervenstimulationselektroden für die chronische Implantation bei Ratten

Dieses Protokoll beschreibt die intrazelluläre In-vivo-Aufzeichnung von Rattenlenden-Motoneuronen mit gleichzeitiger transspinaler Gleichstromstimulation. Die Methode ermöglicht es uns, Membraneigenschaften zu messen und rhythmisches Abfeuern von Motoneuronen vor, während und nach der anodalen oder kathhodalen Polarisation des Rückenmarks aufzuzeichnen.

In Vivo intrazelluläre Aufzeichnung von typidentifizierten Ratten-Spinal-Motoneuronen während der Trans-Spinal-Gleichstromstimulation

Das vorliegende Protokoll beschreibt die chirurgische Technik zur Implantation eines Elektrodenarrays auf den abdominalen Vagusnerv bei Ratten, zusammen mit Verfahren für chronische elektrophysiologische Tests und Stimulation unter Verwendung der implantierten Vorrichtung.

Implantationschirurgie zur Stimulation des abdominalen Vagusnervs und Aufzeichnungsstudien an wachen Ratten

Eine neue Technik, um die Drücke innerhalb des Schädels aufnehmen beschrieben. Die minimal-invasive Methode verwendet eine Glasfaser-Druck-Sensing-System genau zu messen Hirndruck (ICP) in narkotisierten Ratten ohne wesentliche Hirn-Trauma. Die Technik kann in einem weiten Bereich von experimentellen Modellen verwendet werden.

Epidurale Intrakranielle Druckmessung in Ratten mit einem LWL-Druckaufnehmer

Erfahren Sie eine vereinfachte chirurgische Technik zur kavernösen Nervenstimulation und intrakavernösen Druckmessung bei der Ratte. Diese reproduzierbare Methode ermöglicht die Untersuchung der Pathophysiologie von Erektionsstörungen.

Cavernosus Nervenstimulation und Aufzeichnung der Intrakavernose Druck in eine Ratte

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