Name: Eine Methode zur Messung der Speicheldrüse Funktion bei Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-25T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Lernen Sie eine reproduzierbare Methode zur Messung der Speicheldrüsenfunktion bei Mäusen nach Pilocarpin-Stimulation. Diese Technik ermöglicht wiederholte Untersuchungen und reduziert Variabilität bei der Speichelmessung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Studie wurde unterstützt durch ein Stipendium der National Institutes of Health, National Institut of Dental und Craniofacial Forschung (DE025030).

Die nachfolgend beschriebene Protokoll von institutionellen Animal Care und Use Committee genehmigt wurde und es folgt die ethischen Leitlinien durch die National Institutes of Health. Alle Daten, die in diesem Bericht vorgestellten entstanden mithilfe von weiblichen Mäusen, die 10-12 Wochen alt waren. Die folgenden Stämme von Mäusen wurden verwendet: C57BL/6, BALB/c, DBA1, 129S und F1 (B6XA/J). Alle Mäuse waren in Barriere Käfigen (5 Tiere pro Käfig) in bestimmten Pathogen-freies Bedingungen untergebracht und Futter und Wasser ad libitum zur Verfügung gestellt.
1. Vorbereitung
<ol><li>Zur Vorbereitung einer Stammlösung Pilocarpin Hydrochlorid wiegen Sie 10 mg der Verbindung und durch Vortexen, geben eine Stammlösung von 5,63 mg/mL in 1,776 mL sterile isotonische Kochsalzlösung zu lösen. Es gibt keine Notwendigkeit, diese Lösung zu sterilisieren. Aber wenn gewünscht, durch einen 0,2 µM-Filter filtern. Diese Stammlösung in mehrere Aliquote in einer Gefriertruhe-80 oC für bis zu 3 Monate aufbewahren. Jedes gefrorene Lager ist für den einmaligen Gebrauch. Einmal aufgetaut, nicht wieder einfrieren Sie die Pilocarpin-Lösung.</li>
	<li>Nehmen Sie 0,6 mL Microfuge Röhren und Punsch vorsichtig ein kleines Loch in den Boden des jedes Rohr mit einer beheizten 18-Gauge-Nadel. Diese Rohre in 2 mL Röhrchen gesetzt. Die Rohre müssen nicht steril sein.</li>
	<li>Mit einer scharfen, sterilen Rasierklinge, zylindrische absorbierenden Tupfer in Stücke ca. 2 cm Länge schneiden. Schneiden Sie jedes 2 cm Stück Diagonal um 2 konisch geformte Abstriche geben. Ein Tupfer in jedes 0,6 mL Microfuge Rohre.</li>
	<li>Wiegen der 0,6 mL Microfuge Tube mit den trockenen Tupfer.</li>
	<li>Übertragen Sie die Mäuse in einen neuen sauberen Käfig mit Wasserflaschen untersucht werden. Halten Sie die Mäuse ohne Nahrung für mindestens 2 h vor Beginn der Speichel Sammlung zu verhindern, dass Speisereste verunreinigt den Speichel gesammelt. Hinweis: Es ist nicht notwendig, 1 Maus pro Käfig für dieses Verfahren zu halten. Allerdings hängt die Anzahl der Mäuse in jedem Käfig platziert auf die spezifische Einrichtung Regeln und Vorschriften für die Verwendung von Tieren.</li>
	<li>Kurz vor Ende des 2 h bereiten Sie die Arbeitslösung Pilocarpin (0,0563 mg/mL) durch eine Verdünnung der Stammlösung 100 X in sterile Kochsalzlösung. Es ist nicht notwendig, weitere Filter diese Lösung zu sterilisieren. Halten Sie immer die Arbeitslösung Pilocarpin auf Eis. Hinweis: Die Tabelle 1 gibt die Menge an Pilocarpin für verschiedenste Maus Körpergewicht zu geben eine endgültige Dosis von 0,375 mg/kg Körpergewicht gespritzt werden.</li>
</ol>(2) Verfahren
<ol><li>Jede Maus wiegen und die Dosis des Narkose-Mix für jede Maus mit Tabelle 1zu bestimmen. Die erste Maus mit den entsprechenden Volumen des Narkose-Mix durch die intraperitoneale Route zu injizieren. Stellen Sie den Timer für 2 min (die meisten Mausstämme getestet in diesem Protokoll schlafen gehen von 2 min). Stellen Sie sicher, dass die Maus richtig, durch Mangel an spazieren betäubt ist, als auf einer ebenen Fläche aufgestellt. Wenn die Maus noch zu Fuß unterwegs ist, warten Sie weitere 2 min bevor Sie mit dem nächsten Schritt fortfahren. Geben Sie einen Tropfen Gleitmittel ophthalmologischen Salbe auf beiden Augen um Austrocknen zu verhindern. Hinweis: In der Tabelle 1ist die Dosis des Narkose-Mix 0,007 mL/g Körpergewicht. Der optimale Bereich für dieses Verfahren ist 0,006 bis 0,008 mL/g Körpergewicht. Doch nach 4 min, wenn die Maus ist noch Fuß oder ruckartige Bewegungen ausstellen mit der institutionellen Tierarzt für angemessene Erhöhung der Dosis des Betäubungsmittels zu konsultieren.</li>
	<li>Bestimmen Sie die Dosis von Pilocarpin für die Maus mit Tabelle 1 und injizieren Sie die entsprechende Menge durch die intraperitoneale Route. Stellen Sie den Timer für 2 min und legen Sie die Maus in 50 mL Restrainer Rohr, bis der Kopf und die Ohren aus das abgeschnittene Ende kleben. Legen Sie das Rohr in einem Winkel von 45 Grad mit dem Kopf nach unten, und der ventralen Oberfläche nach oben zeigt. Kleben Sie den Schlauch an dem Verfahren-Brett, um es vom bewegen zu halten. Anmerkung: Tabelle 1 liefert Dosierung für Mäuse mehr als 17 g, da dieses Verfahren nicht an Mäusen mit einem Gewicht von unter 17 g unternommen wurde.</li>
	<li>Am Ende 2 min sanft legen Sie ein geschlossenes paar Mikro Zange in den Mund zu zerlegen und heben Sie den Unterkiefer nach oben, um den Mund zu öffnen. Drücken Sie die Zange 1 – 2 mm weiter in den Mund, um sicherzustellen, dass die Zunge ruht auf den oberen Arm der Zange gesehen wird. Halten Sie mit einem anderen paar feine Pinzette die vorgewogene trockenen Tupfer in der Nähe der konische Spitze.</li>
	<li>Ziehen Sie vorsichtig das konische Ende des Tupfers in den Mund. Zurückziehen der Zange beim Verlassen des Ende des Tupfers in die Mundhöhle.</li>
	<li>Fassen Sie das breitere Ende des Tupfers außerhalb der Mündung Verlängerung und drehen Sie ihn um die maximale Fläche des Kontaktes mit dem Mund zu ermöglichen. Halten Sie den Tupfer in dieser Position für 15 min. Hinweis: Dies stellt sicher, dass die Tupfer für die Dauer der Sammlung im Mund bleibt. Beachten Sie, dass das konische Ende des Tupfers wie ein Docht wirkt und der breitere Teil des Tupfers außerhalb des Mundes bleibt.</li>
	<li>Am Ende von 15 min sanft Drehen Sie den Tupfer jede Speichel zu sammeln, die nicht aufgenommen worden und den feuchten Tupfer in der 0,6 mL Microfuge Tube. Verschließen Sie das Röhrchen und setzen Sie ihn in der 2 mL Tube auf Eis gelegt. Hinweis: Zu diesem Zeitpunkt die Mundschleimhaut vollständig trocken erscheint. Die Maus kann nun wieder in seinem Käfig für die Wiederherstellung aus der Narkose verschoben werden.</li>
	<li>Übertragen Sie die Maus in den Käfig. Platzieren Sie feuchte Lebensmittel Pellets in den Käfig nach Speichel Sammlung schneller Rehydratation helfen. Hinweis: Die Mäuse aufwachen innerhalb von 10 min nach dem Ende der Auflistung. Subkutane Injektion von 0,2 mL vorgewärmten isotonische Kochsalzlösung kann auch gegeben werden, um die Genesung zu beschleunigen.</li>
	<li>Fahren Sie mit der nächsten Maus. Alles, was die Mäuse sollten überwacht werden, bis sie sich vollständig erholt haben und sind ambulante.</li>
</ol>(3) Messungen
<ol><li>Am Ende aller Kollektionen wiegen Sie die 0,6 mL Röhrchen mit den feuchten Tupfer. Berechnen Sie die Differenz zwischen dem Frischgewicht und Trockengewicht, das Gewicht der Speichel produziert zu bekommen. Setzen Sie die 0,6 mL-Tube mit Speichel wieder in der 2-mL-Tube.</li>
	<li>Schneiden Sie die Kappen der 2 ml Röhrchen. Zentrifugieren Sie dann die 2 mL Röhrchen für 2 min bei 7500 X g bei 4oC in ein Mikro Zentrifuge, den Speichel zu erholen. Messen Sie das Volumen der Speichel mit einer Mikropipette erzielt.</li>
	<li>Express die Ergebnisse als Speichel Gewicht (mg)10 über 15 min oder als ein Verhältnis von Speichel Gewicht (mg) / Gewicht (g) die Maus. Hinweis: Wenn das Volumen des Speichels extrahiert aus den Tupfer gemessen wurde, zum Ausdruck bringen die Ergebnisse als das Volumen des Speichels wiederhergestellt (mL) oder das Verhältnis von Speichel Volumen (mL) / Gewicht (g) Maus.</li>
</ol>

<ol><li>Proctor, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiology+of+salivary+secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Periodontol+2000%22%5BJournal%5D)">The physiology of salivary secretion.</a> Periodontol 2000. 70 (1), 11-25 (2016).</li>
<li>Fox, R. I. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16039337">Sjögren's syndrome.</a> Lancet. 366 (9482), 321-331 (2005).</li>
<li>Eisbruch, A., Kim, H. M., Terrell, J. E., Marsh, L. H., Dawson, L. A., Ship, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xerostomia+and+its+predictors+following+parotid-sparing+irradiation+of+head-and-neck+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Radiat+Oncol+Biol+Phys%22%5BJournal%5D)">Xerostomia and its predictors following parotid-sparing irradiation of head-and-neck cancer.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 50 (3), 695-704 (2001).</li>
<li>Marmary, Y., Fox, P. C., Baum, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluid+secretion+rates+from+mouse+and+rat+parotid+glands+are+markedly+different+following+pilocarpine+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Biochem+Physiol+A+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Fluid secretion rates from mouse and rat parotid glands are markedly different following pilocarpine stimulation.</a> Comp Biochem Physiol A Comp Physiol. 88 (2), 307-310 (1987).</li>
<li>Lin, A. L., Johnson, D. A., Wu, Y., Wong, G., Ebersole, J. L., Yeh, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+short-term+gamma-irradiation+effects+on+mouse+salivary+gland+function+using+a+new+saliva+collection+device%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Oral+Biol%22%5BJournal%5D)">Measuring short-term gamma-irradiation effects on mouse salivary gland function using a new saliva collection device.</a> Arch Oral Biol. 46 (11), 1085-1089 (2001).</li>
<li>Scofield, R. H., Asfa, S., Obeso, D., Jonsson, R., Kurien, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunization+with+short+peptides+from+the+60-kDa+Ro+antigen+recapitulates+the+serological+and+pathological+findings+as+well+as+the+salivary+gland+dysfunction+of+Sjogren%27s+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Immunization with short peptides from the 60-kDa Ro antigen recapitulates the serological and pathological findings as well as the salivary gland dysfunction of Sjogren's syndrome.</a> J Immunol. 175 (12), 8409-8414 (2005).</li>
<li>Deshmukh, U. S., Nandula, S. R., Thimmalapura, P. R., Scindia, Y. M., Bagavant, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+innate+immune+responses+through+Toll-like+receptor+3+causes+a+rapid+loss+of+salivary+gland+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Oral+Pathol+Med%22%5BJournal%5D)">Activation of innate immune responses through Toll-like receptor 3 causes a rapid loss of salivary gland function.</a> J Oral Pathol Med. 38 (1), 42-47 (2009).</li>
<li>Deshmukh, U. S., Ohyama, Y., Bagavant, H., Guo, X., Gaskin, F., Fu, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+stimuli+accelerate+Sj%C3%B6gren%27s+syndrome-like+disease+in+%28NZB+x+NZW%29F1+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Arthritis+Rheum%22%5BJournal%5D)">Inflammatory stimuli accelerate Sjögren's syndrome-like disease in (NZB x NZW)F1 mice.</a> Arthritis Rheum. 58 (5), 1318-1323 (2008).</li>
<li>Szczerba, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+between+innate+immunity+and+Ro52-induced+antibody+causes+Sj%C3%B6gren%27s+syndrome-like+disorder+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Rheum+Dis%22%5BJournal%5D)">Interaction between innate immunity and Ro52-induced antibody causes Sjögren's syndrome-like disorder in mice.</a> Ann Rheum Dis. 75 (3), 617-622 (2016).</li>
<li>Takakura, A., Moreira, T., Laitano, S., De Luca Júnior, L., Renzi, A., Menani, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+muscarinic+receptors+signal+pilocarpine-induced+salivation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Dent+Res%22%5BJournal%5D)">Central muscarinic receptors signal pilocarpine-induced salivation.</a> J Dent Res. 82 (12), 993-997 (2003).</li>
<li>Yao, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipopolysaccharide-induced+elevation+and+secretion+of+interleukin-1beta+in+the+submandibular+gland+of+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology%22%5BJournal%5D)">Lipopolysaccharide-induced elevation and secretion of interleukin-1beta in the submandibular gland of male mice.</a> Immunology. 116 (2), 213-222 (2005).</li>
<li>Knudsen, J., Nauntofte, B., Josipovic, M., Engelholm, S. A., Hyldegaard, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+isoflurane+anesthesia+and+pilocarpine+on+rat+parotid+saliva+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Radiat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of isoflurane anesthesia and pilocarpine on rat parotid saliva flow.</a> Radiat Res. 176 (1), 84-88 (2011).</li>
<li>Kohrs, R., Durieux, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ketamine%3A+teaching+an+old+drug+new+tricks%5BTitle%5D)+AND+%22Anesth+Analg%22%5BJournal%5D)">Ketamine: teaching an old drug new tricks.</a> Anesth Analg. 87 (5), 1186-1193 (1998).</li>
<li>Cold Spring Harbor Protocols. Cold Spring Harb Protoc. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://cshprotocols.cshlp.org/">http://cshprotocols.cshlp.org/</a> (2006).</li>
<li>Kozaki, T., Hashiguchi, N., Kaji, Y., Yasukouchi, A., Tochihara, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+saliva+collection+using+cotton+swab+on+cortisol+enzyme+immunoassay%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effects of saliva collection using cotton swab on cortisol enzyme immunoassay.</a> Eur J Appl Physiol. 107 (6), 743-746 (2009).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenlegen.

Speichelproduktion ist ein komplexer Prozess und wird durch viele Faktoren beeinflusst. Daher kann die Messfunktion Speicheldrüse bei Versuchstieren eine Herausforderung sein. Eine zusätzliche Herausforderung ist, dass wiederholte Messungen der Speicheldrüse Funktion im gleichen Tier erforderlich, um den Ausbruch der Krankheit zu etablieren oder zur Erholung nach der Behandlung zeigen.
In diesem Bericht beschriebenen Tupfer-Methode ist technisch einfach mit mehreren Optionen zur Darstellung de...

Die Speicheldrüsen produzieren Speichel in Reaktion auf eine Vielzahl von neurologischen und mechanische Reize1. Die Reize werden durch die sympathischen und parasympathischen Nervensystem an die adrenergen und cholinergen Rezeptoren in der Drüse durchgeführt. Pilocarpin ist ein cholinergen, Para-Sympathomimetikum, das überwiegend auf Muskarin-Rezeptoren wirkt. In der Speicheldrüse induziert es die Produktion von Speichel durch Einwirkung auf die Muskarin Acetylcholin-Rezeptor M31. Speichelproduktion nach Pilocarpin Gabe ist ein Indikator für die Fähigkeit der Speicheldrüsen, auf Reize reagieren und wird allgemein als ein Maß für die Speicheldrüse Funktion verwendet.
Genaue Messung der Speichelproduktion ist entscheidend für das Studium der Speicheldrüse Krankheiten einschließlich Sjögren Syndrom2 und Strahlung Verletzung nach Kopf und Nacken Krebs Behandlung3. Verschiedene Methoden wurden entwickelt, um die Speichelproduktion bei Nagetieren zu messen. Dazu gehören direkte Kanülierung der Speicheldrüsen Ausführungsgang4, die Sammlung von Speichel aus der Mundhöhle unter Vakuum5und Inkasso mit Glas Kapillaren6 oder einer Mikropipette7,8, 9. direkte Kanülierung der Speicheldrüsen Rohrleitung bietet am meisten präzise und reine Speichel. Aber dies ist eine technisch anspruchsvolle Verfahren und das Potenzial für Umstehende Duktales schließt sich wiederholende Speichel Sammlungen vom selben Tier. Sammeln von Speichel unter Vakuum führen zu unterschiedliche Ergebnisse durch Trocknung des Speichels aus dem Rohr. Dieser Verlust ist bei Mäusen mit reduzierter Speichelfluss weiter übertrieben. Glaskapillaren erlauben die Sammlung des Speichels für spätere Analysen, Veränderungen in der Viskosität des Speichels abgesondert im kranken Zustand verhindert jedoch, dass effiziente Füllung der Kapillare. Darüber hinaus können Versuche die Mundhöhle residual Speichel sammeln zu fegen zu Verletzungen führen. Pipettieren Methode ermöglicht die komplette Sammlung, und für den gleichen Betreiber ist es bemerkenswert konsistent zwischen Experimente. Aus unbekannten Gründen zeigt diese Methode jedoch erhebliche Unterschiede zwischen verschiedenen Betreibern. Daher um entsprechende Vergleiche zu ermöglichen, ist es zwingend notwendig, dass die gleiche Betreiber alle Experimente, die im Zusammenhang mit einem bestimmten Projekt führt. Natürlich ist dies einen großen Nachteil für ein Labor.
Um diese Probleme zu überwinden, wurde ein Verfahren entwickelt, dass verbindet Speichel Erhebungsmethoden für Menschen und Nagern verwendet. Die unten beschriebene, für Pilocarpin induzierten Speichel Messvolumen Tupfer-Methode ist einfach, reproduzierbar und nicht beeinflusst durch den Betreiber und immer wieder in das gleiche Tier durchgeführt werden kann. Darüber hinaus ermöglicht es den Speichel für spätere Analysen von Proteinen, Immunglobuline oder andere Biomoleküle zu sammeln.

<table><tbody><tr><td>Chemikalien für die Speichelsammlung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pilocarpinhydrochlorid</td><td>Alfa Aesar, Tewksbury, MA, USA</td><td>B21410</td><td>In steriler isotonischer Kochsalzlösung verdünnen. Lagern Sie Einmal-Aliquots von 100X Lagerbestand bei -80oC</td></tr><tr><td>Name</td><td>><Company</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Anästhesie-Mix-Lösung</td><td></td><td></td><td>Mix 1 ml Ketaminhydrochlorid + 0,5 mL Xylazin + 8,5 mL sterile isotonische Kochsalzlösung in einem sterilen Fläschchen. Kann 3 Monate lang verwendet werden.</td></tr><tr><td>Zetamin (Ketaminhydrochlorid)</td><td>Vet One, Boise, Idaho, USA</td><td>C3N VT1</td><td>Bestand beträgt 100 mg/ml</td></tr><tr><td>Anased (Xylazin)</td><td>Med-Vet International, Mettawa, IL, USA</td><td>RXANASED-20</td><td>Bestand ist 20 mg/ml</td></tr><tr><td>isotonische sterile Kochsalzlösung</td><td>Vet One, Boise, Idaho, USA</td><td>501032</td><td>Wird als Verdünnungsmittel verwendet</td></tr><tr><td>Künstliche Tränen (Gleitmittel Augensalbe)</td><td>Henry Schien, Dublin, OH, USA</td><td>48272</td><td>Wird verwendet, um das Austrocknen der Augen während des Eingriffs zu verhindern</td></tr><tr><td>Name</strong</td><td>><>Company</td><td>Katalognummer<</td><td>strong>Kommentare</td></tr><tr><td><>Materialien für die Speichelsammlung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Speichelbio Kindertupfer</td><td>Salimetrics, LLC Carlsbad, CA, USA</td><td>N/A</td><td>Einzeln verpackte Tupfer</td></tr><tr><td>50 mL Polypropylen-Röhrchen</td><td>VWR, Radnor, PA, USA</td><td>89004-364</td><td>Schneiden Sie die unteren 1 cm des Röhrchens ab. Achten Sie darauf, dass die Schnittkante glatt ist.</td></tr><tr><td>Mikrozentrifugenröhrchen 0,6 mL</td><td>VWR, Radnor, PA, USA</td><td>87003-290</td><td>Mit erhitzten 18-Gauge-Nadeln Löcher in den Boden des Röhrchens bohren</td></tr><tr><td>Mikrozentrifugenröhrchen 2 mL</td><td>VWR, Radnor, PA, USA</td><td>87003-298</td><td></td></tr><tr><td>Insulinspritzen mit fest angebrachten</td><td>Nadeln Becton Dickinson and Company, Franklin Lakes, NJ, USA</td><td>324702</td><td></td></tr><tr><td>18 Gauge reguläre Bevel-Nadeln</td><td>Becton Dickinson and Company, Franklin Lakes, NJ, USA</td><td>305195</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Skalpellklinge #11</td><td>Integra York Inc PA, USA</td><td>4-311</td><td></td></tr><tr><td>Mikrodisparierzange</td><td>Roboz, Gaithersburg, MD, USA</td><td>RS-5139</td><td>Gezahnte eckige Spitze von 0,8 mm, Länge 4</td></tr>" <tr><td>Etikettenband</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Dallas, TX, USA</td><td>sc-224487</td><td></td></tr><tr><td>3-Kanal-Timer</td><td>Amazon.com, Seattle, WA, USA</td><td>B06W2KCYVN</td><td></td></tr><tr><td>Analysenwaage</td><td>Mettler Toledo, Columbus OH, USA</td><td></td><td></td></tr><<tr><td>strong>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer</td><td><>Kommentare</td></tr><tr><td>Chemikalien/ Reagenzien zur Induktion von Speichelfunktionsstörungen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LPS</td><td>Invivogen, San Deigo, CA, USA</td><td>tlrl-b5lps</td><td>In endotoxinfreiem Wasser auflösen und Stammlösung bei 5 mg/ml lagern. In sterilem HBSS 100 μg/ml verdünnen - 100 μl/μl injizieren Thermo</td></tr><tr><td>Scientific</td><td>77161</td><td>Adjuvans</td> 1<td>:1 in steriler Kochsalzlösung. Intraperitoneal injizieren 0,1 ml/Maus</td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-Ro52 Antiserum</td><td>Im Labor</td><td></td> erzeugt <td>Immunisierung von Kaninchen mit rekombinanter Maus Ro52</td></tr><tr><td>Name<</td><td>>Unternehmen<</td><td>strong>Katalognummer</td><td>Kommentare</td></tr><tr><td>Chemikalien/ Kits für Speichelanalysen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Speichel-Lysozym-Schätzung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EnzChek Lysozym-Assay-Kit</td><td>Molekulare Sonden, Eugene, OR, USA</td><td>E-22013</td><td>Verwendet gemäß den Anweisungen des Herstellers</td></tr><tr><td>Name</td><td><>Unternehmen</td><td>Katalognummer</td><td>Kommentare </td></tr><tr><td>Speichel-IgA-Schätzung durch Sandwich-ELISA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maus</td><td>IgA Southern Biotech, Birmingham, AL, USA</td><td>0106-01</td><td>Standards für Sandwich-ELISA - Bereich 30 ng/ml bis 0,5 ng/ml</td></tr><tr><td>Ziegen-Anti-Maus-IgA unmarkiert</td><td>Southern Biotech, Birmingham, AL, USA</td><td>1040-01</td><td>Mantel bei 1 μg/ml in Bicarbonat-Puffer</td></tr><tr><td>Ziegen-Anti-Maus-IgA HRP</td><td>Southern Biotech, Birmingham, AL, USA</td><td>1040-05</td><td>Nachweis-Antikörper verwendet in 1:4000 Verdünnung</td></tr><tr><td>TMB-Substrat</td><td>Becton Dickinson and Company, Franklin Lakes, NJ, USA</td><td>555214</td><td>Verwendet gemäß den Anweisungen des Herstellers</td></tr><tr><td>Immulon 4HBX Mikrotiter 96 Well-Platten</td><td>Thermo Scientific, Rochester, NY, USA</td><td>3855</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Katalognummer</td><td><>Kommentare</td></tr><tr><td>Speichelproteinschätzung</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bio-Rad Protein Assay Farbstoff Reagenzkonzentrat</td><td>BioRad, Hercules, CA, USA</td><td>5000006</td><td>Für die Proteinschätzung gemäß den Anweisungen des Herstellers</td></tr></tbody></table>

eine methode zur messung der speicheldrüse funktion bei mäusen

A Method for the Measurement of Salivary Gland Function in Mice

Patienten mit Sjögren Syndrom, eine Autoimmunerkrankung, die Auswirkungen auf die therapeutisches Drüsen, Entzündung der Speicheldrüse zu entwickeln und Speichelproduktion reduziert haben. Ebenso ist Speichelproduktion bei Patienten, die Strahlentherapie bei Kopf-Hals-Tumoren stark beeinträchtigt. Nager-Modelle entwickelt, um diese Krankheitsbilder imitieren ein Verständnis der Pathogenese der Krankheit erleichtern und die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien ermöglichen. Daher ist die Fähigkeit, präzise, reproduzierbar und wiederholt Speicheldrüse Funktion in Tiermodellen messen entscheidend. Aufbauend auf den bisher in der Literatur beschriebenen Verfahren, wurde eine Methode entwickelt, die diese Kriterien erfüllt und wurde verwendet, um die Speicheldrüse Funktion bei Mäusen zu bewerten. Ein weiterer Vorteil dieser neuen Methode ist, dass es problemlos gemeistert und wenig Inter-Operator-Variation hat. Speicheldrüse Funktion wird als die Menge (Gewicht oder Volumen) oder die Rate (mL/min) in Reaktion auf die Pilocarpin Stimulation produziert Speichel ausgewertet. Die gesammelten Speichel ist eine gute Quelle für die Analysen der Eiweißgehalt, Immunglobulin-Konzentrationen und andere Biomoleküle.

In der experimentellen Maus-Modellsystemen ist die Fähigkeit, Speichel in Reaktion auf die Pilocarpin Stimulation produzieren als Indikator der Speicheldrüse Funktion verwendet. Speichelproduktion wurde in 11 Wochen alten C57BL/6 weiblichen Mäusen durch die Tupfer-Methode gemessen. Die Ergebnisse sind in Abbildung 1Aals die Menge des Speichels (mg) gesammelten nach zunehmenden Dosen von Pilocarpin ausgedrückt. Bei der Dosis von 1 mg/kg Körpergewicht begannen ...

Speicheldrüse Unterfunktion ist eine häufige Folge von Autoimmun-Krankheit und Strahlentherapie. Reproduzierbare Beurteilung der Speicheldrüse Funktion in Mausmodellen dieser Krankheiten ist eine technische Herausforderung. Hier ist eine einfache Methode für die genaue und reproduzierbare Messung der Speichelproduktion bei Mäusen beschrieben.

Eine Methode zur Messung der Speicheldrüse Funktion bei Mäusen

Patients with Sj&#246;gren&#39;s syndrome, an autoimmune disease affecting the exocrine glands, develop salivary gland inflammation and have reduced ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, den Speichel von Mäusen nach der Pilocarpin-Stimulation genau und reproduzierbar zu sammeln und zu messen. Die Messung der Speichelproduktion bei Nagetieren ist ein anspruchsvolles Verfahren und anfällig für eine hohe Variabilität. Diese Methode ist einfach und kann am selben Tier zu mehreren Zeitpunkten der gesamten Studie wiederholt werden.Diese Methode kann nicht nur das Volumen des produzierten Speichels messen, sondern auch verwendet werden, um den Speichel für die weitere Analyse bioaktiver Moleküle zu sammeln, die im Speichel ausgeschieden werden können. Letztendlich wird dies bei der Untersuchung des Sjögren-Syndroms, der Speicheldrüsenfibrose oder der Speicheldrüsenregeneration in Nagetiermodellsystemen von großem Nutzen sein. Lassen Sie für dieses Verfahren Pilocarpinhydrochlorid-Aliquots vorbereiten und einfrieren, die nicht älter als drei Monate sind.Auftaute Aliquots dürfen nicht wieder eingefroren werden. Beginnen Sie mit der Vorbereitung von 0,6-ml-Mikrofugenröhrchen. Stanzen Sie vorsichtig mit einer erhitzten 18-Gauge-Nadel ein kleines Loch in den Boden der Rohre.Stelle eine Röhre pro Maus her. Setzen Sie diese Röhrchen dann in 2-ml-Röhrchen ein. Sterilität ist kein Problem.Schneiden Sie anschließend mit aseptischen Methoden zylindrische Absorptiontupfer in zwei Zentimeter Länge. Schneiden Sie dann jedes zwei Zentimeter große Stück diagonal ab, um zwei konisch geformte Tupfer zu erhalten. Legen Sie je einen konischen Tupfer in die vorbereiteten Mikrofugenröhrchen.Wiegen Sie dann jedes 0,6-ml-Röhrchen mit dem Trockentupfer. Setzen Sie nun die Mäuse für die Studie in einen neuen, sauberen Käfig um. Sie können zusammen untergebracht werden.Geben Sie ihnen in den nächsten zwei Stunden Eiswasser, aber kein Futter. Kurz vor Ablauf der zweistündigen Frist bereiten Sie die funktionierende Pilocarpin-Lösung vor, indem Sie ein Aliquot von 100x Stamm in steriler Kochsalzlösung auf 1x verdünnen. Wirbeln Sie das Röhrchen vor und halten Sie die Lösung auf Eis.Wiegen Sie zunächst jede Maus, um die Dosis zu berechnen. Dann betäuben Sie die Mäuse mit intraperitonealen Injektionen von Ketamin plus Xylazin. Wenn eine Maus nach vier Minuten nicht betäubt ist, passen Sie die Dosierung an.Tragen Sie nun eine thalmologische Salbe auf beide Augen auf, um ein Austrocknen zu verhindern. Geben Sie als Nächstes die berechnete Dosis von Pilocarpin intraperitoneal an die Maus ab und stellen Sie den Timer auf zwei Minuten ein. Führen Sie die Maus während dieses zweiminütigen Intervalls in ein 50-ml-Rückhalteröhrchen ein, sodass nur der Kopf und die Ohren herausragen.Positionieren Sie den Schlauch in einem Winkel von 45 Grad, mit dem Kopf der Maus nach unten und der Bauchfläche nach oben. Sichern Sie dann den Schlauch mit Klebeband. Gleich nach den zwei Minuten heben Sie den Unterkiefer an, um den Mund zu öffnen, und führen Sie eine geschlossene Präparierzange vorsichtig ein bis zwei Millimeter in den Mund ein.Stellen Sie sicher, dass die Zunge auf dem oberen Arm der Pinzette aufliegt. Mit der anderen Hand halten Sie den vorgewogenen Trockentupfer mit einer feinen Pinzette nahe an seiner konischen Spitze. Schieben Sie dann die konische Spitze des Tupfers vorsichtig in den Mund und ziehen Sie die Pinzette zurück, während Sie die Spitze des Tupfers in der Mundhöhle belassen.Fassen und drehen Sie nun den Tupfer, bis er den maximalen Kontakt mit dem Mund hat und nicht herausfällt. Das breite Ende des Tupfers muss außerhalb des Mundes bleiben. Halten Sie den Tupfer fünfzehn Minuten lang in dieser Position.Drehen Sie den Tupfer nach einer Viertelstunde vorsichtig, um den nicht absorbierten Speichel aufzufangen. Übertragen Sie dann den speichelgetränkten Tupfer in das 0,6-ml-Mikrofuge-Röhrchen. Verschließen Sie das Röhrchen und setzen Sie es in das 2-ml-Röhrchen ein, das auf Eis gestellt wird.Bringen Sie nun die Maus zurück in einen Bergungskäfig. Geben Sie Diätgel oder angefeuchtete Futterpellets in den Käfig, damit er rehydriert werden kann. Eine subkutane Injektion von 0,2 ml isotonischer Kochsalzlösung kann ebenfalls verabreicht werden, um die Genesung zu beschleunigen.Nachdem Sie alle Speichelproben entnommen haben, wiegen Sie sie, um die Masse des gesammelten Speichels zu bestimmen. Schneiden Sie die Kappen von den 2-ml-Röhrchen mit dem kleineren Röhrchen mit der Speichelprobe ab, geben Sie sie in eine gekühlte Zentrifuge und schleudern Sie sie zwei Minuten lang bei 7.500 g und vier Grad Celsius herunter. Der Speichel sammelt sich in den beiden ml-Röhrchen.Messen Sie dann das Volumen der Proben mit einer Mikropipette. Die Speichelproduktion wurde bei elf Wochen alten C57-schwarzen sechs weiblichen Mäusen mit der beschriebenen Methode gemessen. Bei einer Dosis von 1 Mikrogramm Pilocarpin pro Gramm Körpergewicht zeigten einige der Mäuse Anzeichen von Stress.Es gab eine gute Dosis-Wirkungs-Beziehung zwischen Pilocarpin und Speichelproduktion. Es gab auch eine signifikante Übereinstimmung zwischen Speichelgewicht und -volumen. Mit der beschriebenen Technik wurden Unterschiede im Speichel von Stamm zu Stamm gefunden.Der 129 S6-Stamm von Mäusen produzierte die geringste Menge an Speichel. In einem Experiment zum Nachweis einer Unterfunktion der Speicheldrüsen wurden Lipopolysaccharide injiziert, um eine angeborene Immunantwort zu aktivieren. Während der Reaktion produzierten die Mäuse weniger Speichel.Eine weitere Taktik, um eine Unterfunktion der Speicheldrüsen zu induzieren, bestand darin, den Mäusen ein adjuvans Alaun plus Anti-Ro52-Antikörper zu injizieren. Die Fahrzeugsteuerung wurde nur mit Alaun behandelt. Dies war auch mit der beschriebenen Technik nachweisbar.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie die Speichelproduktion bei Mäusen genau und reproduzierbar messen können. Einmal gemeistert, können zehn Mäuse in etwa zweieinhalb Stunden beurteilt werden. Wenn Sie dieses Verfahren ausprobieren, ist es wichtig, daran zu denken, bei jedem Schritt äußerst konsequent zu sein, von den intraperitonealen Injektionen über das Platzieren des Tupfers bis hin zur Verwaltung der Zeitintervalle für jeden Schritt.Vergessen Sie nicht, dass Pilocarpinhydrochlorid auf das Herz-Kreislauf-System wirkt und Bradykardie und Hypotonie verursacht. Daher sollte die Injektion von Pilocarpin in die Mäuse mit Vorsicht erfolgen.

a-method-for-the-measurement-of-salivary-gland-function-in-mice

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Wiederholte Messungen von Nagetier Atemfunktion und Probenahme von Atemwegs Entzündungszellen sind wünschenswert, aber in der Regel nicht möglich. Hier beschreiben wir eine wiederholbare Methode für oral Intubation Mäuse, wiederholte Messungen der Atemwege Hyperreaktivität und die Entnahme von Atemwegs-inflammatorischen Zellen ermöglicht.

Eine reversible, nicht-invasive Methode für Airway Resistance-Messungen und bronchoalveolären Lavage Sampling in Mäuse

Ein optimiertes Protokoll für die Isolierung von Stammzellen aus der Maus Speicheldrüse beschrieben. Die Methode nutzt enzymatische und mechanische Verdauung, und erlaubt Isolierung salispheres enthaltenden Zellen mit Eigenschaften von Stammzellen.

Isolierung von Maus Speicheldrüsen Stem Cells

Diese Methode beschreibt, wie zu sezieren und zu bewerten Brustdrüse Entwicklung und Funktion von Mäusen. Abgeschnittene Milchdrüsen sind für den Grad der Entwicklung mit whole mount beurteilt, während Milchspendereflex wird ausgewertet, wobei Oxytocin-basierte myoepithelialen Zelle Kontraktion Assay.

Evaluation der Brustdrüse Entwicklung und Funktion in Mausmodellen

Ein Protokoll für die Kanülierung der Maus Glandula Speicheldrüse über die Wharton-Gang beschrieben. Für dieses Experiment ist die Trypanblau-Lösung als Färber verwendet werden, um zu demonstrieren, wie diese Technik effektiv liefert Infusionen in die gezielte Drüse, und die Zuverlässigkeit dieses neuen Ansatzes als potenzielle klinische Arzneimittelentwicklung / Zelltherapie für die Regeneration der Speicheldrüsen vorschlagen.

Kanülierung der Maus Submandibular Speicheldrüsen über die Wharton-Gang

Intravitalmikroskopie ist ein leistungsfähiges Werkzeug, das die Abbildung verschiedener biologischer Prozesse in lebenden Tieren ermöglicht. In diesem Artikel stellen wir eine detaillierte Methode zur Abbildung der Dynamik der subzellulären Strukturen, wie den sekretorischen Granula, in den Speicheldrüsen von lebenden Mäusen.

Intravitalmikroskopie zur Imaging subzellulärer Strukturen in lebenden Mäusen Ausdruck Fluoreszierende Proteine

Wir beschreiben ein Protokoll zur chirurgisch freizulegen und Stabilisierung der murinen mandibulären Speicheldrüse intravitalen Bildgebung mit aufrechten intravitalen Mikroskopie. Dieses Protokoll ist leicht anpassbar an anderen therapeutisches Drüsen von Kopf und Hals-Bereich der Mäuse und andere kleine Nagetiere.

Vorbereitung der murinen mandibulären Speicheldrüse aufrecht Intravitalen Mikroskopie

Wir präsentieren Ihnen einen detaillierten Ansatz zur Durchführung von Speichel Sammlung, einschließlich murinen Tracheostoma und die Isolation der drei großen Speicheldrüsen.

Murine Speichel funktionale Bewertung über Pilocarpin Stimulation folgenden fraktioniert Bestrahlung

Im vorliegenden Protokoll wurde die endotheliale Barrierefunktion der submandibulären Drüse (SMG) durch Injektion verschiedener molekulargewichteter Fluoreszenztracer in die Winkelvenen von Versuchstiermodellen in vivo unter einem Zwei-Photonen-Laser-Scanning-Mikroskop bewertet.

Im lebenden Organismus Nachweis der vaskulären Permeabilität in der submandibulären Drüse der Maus

Die immunfluoreszierende Bildgebung ist durch die Fähigkeit eingeschränkt, komplexe, zeitabhängige biologische Prozesse in nur einer einzigen Momentaufnahme zu beobachten. Diese Studie skizziert einen Live-Imaging-Ansatz, der an präzisionsgeschnittenen Unterkieferdrüsenschnitten von Mäusen durchgeführt wird. Dieser Ansatz ermöglicht die Echtzeitbeobachtung von Zell-Zell-Interaktionen während der Homöostase und der Regenerations- und Reparaturprozesse.

Untersuchung von Zell-Zell-Interaktionen in der Speicheldrüse mittels ex vivo Lebendzell-Bildgebung

Hier beschreiben wir die mikropipettengesteuerte Arzneimittelverabreichung (MDA) als eine alternative Methode zur oralen Sonde, die das Versuchstier dazu anregt, Behandlungen ohne weiteres und mit minimalem Stress und Unbehagen einzunehmen.

Verwendung der Mikropipetten-gesteuerten Verabreichung von Medikamenten als alternative Methode zur oralen Sonde in Nagetiermodellen

Hier beschreiben wir die Messung von Husten mit einem nicht-invasiven und Echtzeit-Ganzkörperplethysmographie-System (WBP) und die normativen Verfahren zur Entnahme von Gewebeproben von Mäusen und stellen einige Methoden zur Beurteilung von Atemwegsentzündungen vor.

Methoden zum Nachweis von Husten und Atemwegsentzündungen bei Mäusen

Lernen Sie eine reproduzierbare Methode zur Messung der Speicheldrüsenfunktion bei Mäusen nach Pilocarpin-Stimulation. Diese Technik ermöglicht wiederholte Untersuchungen und reduziert Variabilität bei der Speichelmessung.

Eine Methode zur Messung der Speicheldrüse Funktion bei Mäusen

Weitere Videos entdecken