Name: El uso de la cistometría en pequeños roedores: un estudio de la vejiga chemosensation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-08-21T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 8 s
Description: Aprende cistometría en pequeños roedores para estudiar la función vesical in vivo mediante la medición de presión intravesical y volumen miccionado. Esta técnica permite analizar el efecto de compuestos químicos irritantes sobre los patrones de vaciado vesical.

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Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Gobierno federal belga (IUAP P6/28), la Fundación de Investigación de Flandes (FWO) (G.0565.07 y G.0686.09), la Astellas European Foundation Award 2009 y el Consejo de Investigación de la KU Leuven (GOA 2009/07, EF/95/010 y PFV/10/006). PU y NOSOTROS somos los estudiantes de doctorado de la Fundación de Investigación de Flandes (FWO). MB es una beca Marie Curie. DDR un compañero fundamental-clínica de la FWO.

1. Animales de Laboratorio <ol><li> Los animales (ratones, ratas) están alojados en una instalación de animales especializada con un 12-horas de luz-oscuridad ciclo y el acceso ad libitum al agua y pastillas estándar de alimentos. Tanto la edad y el sexo de los animales son parámetros importantes que deben ser estandarizados de acuerdo con las necesidades. Nos suelen realizar cistometría en 10 a 12 semanas de edad, las hembras 5,6. </li><li> Todos los experimentos con animales se realicen de conformidad con las directrices europeas en materia comunitarias Consejo y aprobado por el comité de ética local. </li></ol> 2. Anestesia <ol><li> Anestesia con isoflurano se utiliza para realizar pequeños procedimientos quirúrgicos, ya que es fácil de dosificar debido a su vida media corta. Gas de desecho adecuado de barrido es necesario cuando se utiliza el isoflurano. <ol class="lalpha"><li> Los animales se colocan en una caja cerrada, gaseados con isoflurano 5% en oxígeno puro (1 l / min). </li><li> Después de la inducción, anestesia en el l apropiadoevel es mantenida por una pequeña máscara (un corte jeringa 10 ml) en 0,8 - 1 l / min de oxígeno con 1 a 1,5% de isoflurano. </li></ol></li><li> Para los ratones, la anestesia de uretano se utiliza durante las grabaciones funcionales (cfr. infra). Anestesia con uretano se utiliza durante las grabaciones funcionales porque, en contraste con la mayoría de otros anestésicos, el reflejo de micción no se suprime por este agente anestésico 4. Uretano de 1,2 g / kg de peso corporal se administra por vía subcutánea (sc) 60 min antes del inicio de las grabaciones. Si es necesario, la dosis de uretano necesario para obtener la anestesia adecuada se pueden valorar mediante la administración de dosis adicionales (0,1 g / kg) por vía subcutánea. Cabe señalar, sin embargo, que la anestesia adicional puede alterar la eficiencia de la micción y por consiguiente la frecuencia de la micción 7,8. Por lo tanto, las grabaciones cistométricos deben ser estrechamente vigilados y se desecha cuando desviaciones significativas de la conducta de control se observan. Los anestésicos no deben administrarse mientras pruebacompuestos se aplican para evitar una interpretación errónea de los datos. </li></ol> 3. Procedimiento quirúrgico - Implantación del catéter vesical <ol><li> Los instrumentos quirúrgicos se esterilizaron en un autoclave antes de su uso. Afeitar el abdomen del animal, desinfectar con etanol 70% y realizar una laparotomía media baja para exponer la vejiga. </li><li> Bajo un microscopio quirúrgico, coloque una sutura en bolsa de tabaco en la cúpula de la vejiga usando un no-absorbible, sutura monofilamento (tamaño 6-0). </li><li> Realizar una cistostomía pequeña (que preferentemente usan una aguja 18 G) en el interior del cordón de bolsa e insertar un catéter de polietileno PE 50, con un pequeño manguito en el extremo (obtenido calentando con precaución el tubo) a través de este agujero. En nuestras manos, tubos más delgados (PE 10) tienen una mayor resistencia y más variable. El tubo puede ser desinfectado colocándolas en una solución de etanol al 70% o esterilizado en un autoclave. Antes de la implantación, el tubo debe ser lavada con solución salina. </li><li> Fije la bolsa strING alrededor del tubo con un nudo de cirujano. Tire del catéter ligeramente hacia fuera hasta que la punta en forma de campana se coloca justo debajo de la sutura. Empuje un pedazo de catéter G 18 hacia la sutura para evitar fugas. </li><li> Infundir un volumen pequeño de solución salina (100 - 200 l) suavemente para comprobar las fugas. Si hay fugas, una sutura adicional debe ser colocado. </li><li> Cerrar los músculos abdominales utilizando suturas de monofilamento, dejando un paso para el catéter en la parte superior de la incisión. </li><li> Túnel del tubo a la región interescapular, utilizando una barra de metal hueco, evitando así que los animales para morder el tubo durante el experimento. </li><li> La piel se cierra utilizando no absorbibles, las suturas de monofilamento. El catéter implantado se lava con solución salina para comprobar su permeabilidad. </li><li> Antes de que los animales de despertar, los analgésicos se administran subcutáneamente (buprenorfina, 0,05 mg / kg). </li></ol> 4. Configuración y cistometría <ol><li> Dependiendo de la experimental questien (y las especies utilizadas) cistometría se realiza despierto (moderación o el desenfreno) o anestesiados con uretano animales. Considerando que la cistometría es perfectamente factible en ratas conscientes, que tienden a mantener la calma en un entorno restringido, por lo general realizar cistometría bajo anestesia con uretano (1,2 mg / kg, por vía subcutánea) utilizando ratones 3,5,6,9. </li><li> En ratones anestesiados, la temperatura corporal se controla constantemente y se mantuvo a 36,5 ° C ± 0,2 ° C por medio de una sonda de temperatura y una lámpara de calentamiento. </li><li> La puesta a punto es calibrado antes de cada experimento de acuerdo con las instrucciones del fabricante. </li><li> El catéter implantado está conectado por un trozo luer a un grifo de 3-way, que está conectado al transductor de presión (Edwards Lifesciences) en un lado y una bomba de infusión por la otra (Harvard Apparatus). El transductor de presión está conectado a través de un amplificador (78534c monitor, Hewlett Packard) para el sistema de adquisición de datos (DI-730-USB, DATAQ instruments) y un computer. Windaq / Lite software puede ser utilizado para la grabación. </li><li> La bomba de infusión se inicia, lo que permite la infusión de solución salina o PBS a, por ejemplo, 100 l / min (en ratas) o 20 l / min (en ratones). Como tal, la vejiga se llena a una velocidad constante, mientras que la presión intravesical se registró. </li><li> La Figura 5 representa una traza de presión típico: durante la infusión de fluido, hay una acumulación de presión lenta en la vejiga, hasta un cierto volumen / presión se alcanza, el umbral de micción. Una vez que se alcanza este umbral, la vejiga se contrae y, posteriormente, el esfínter urinario se abrirá, permitiendo el paso de la orina a través de la uretra. Como tal, se vacía la vejiga, la contracción se detiene y la presión caerá de nuevo a la &quot;basal&quot; nivel. </li><li> A medida que la rata se coloca en una jaula metabólica y por encima de una balanza digital, el volumen evacuado se pueden medir simultáneamente, proporcionando información sobre el volumen evacuado. Debido a los pequeños volúmenes anulados en mice, puede ser muy difícil de usar este sistema. Por lo tanto, volumen vacío se determina utilizando pequeños papeles de filtro pesados ​​antes y después de la micción. </li><li> Típicamente, se deja que el sistema se equilibre durante 30 min, seguido por un período de registro de 30 min. Entonces, los medicamentos pueden ser administrados sistémicamente o por vía intravesical y otros 30 min se registran. </li><li> Los datos registrados se pueden exportar como archivos csv. Que se pueden importar en un software especializado para el análisis cuantitativo. Nos suelen utilizar Origin (OriginLab Corporation, MA, EE.UU.). </li><li> Después de los experimentos, los animales se sacrificaron por dislocación cervical (ratones) o CO 2 intoxicación (ratas). </li></ol> 5. Los resultados representativos <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig1.jpg" /> Figura 1. Panorama laparotomía. A) Coloque la rata en la posición supina. B) Shave y antisépticamente preparar el sitio quirúrgico. C) La incisión de la piel. D) Incisión oe los músculos abdominales y la exposición vejiga. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig2.jpg" /> Figura 2. Una sutura en bolsa de tabaco. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig3.jpg" /> Figura 3. Implantación de un catéter. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig4.jpg" /> Figura 4. Excavación de túneles del catéter. Ejemplos de mediciones de la presión intravesical obtenidos durante la perfusión de solución salina en una rata consciente y un ratón anestesiado se muestra en la Figura 5. Múltiples parámetros pueden ser extraídos de la señal de presión (por ejemplo, el intervalo de intercontractile, la presión de referencia y la presión de umbral). Para obtener una descripción completa de estos parámetros, consulte Andersson et al. (Ref. 4) y Yoshiyama et al. (<html> ref 10). Recientemente hemos utilizado cistometría para identificar las dianas moleculares de aceite de mostaza (MO), un compuesto muy reactivo que se ha utilizado durante mucho tiempo en los modelos experimentales de inflamación y la hiperalgesia de los órganos viscerales, tales como la vejiga urinaria 11,12. Infusión intravesical de 10 mM MO indujo un fuerte aumento de la frecuencia miccional (disminución del intervalo intercontractile) en ratones de tipo salvaje (Figura 6A, B) y una disminución del volumen vaciado 6. Curiosamente, MO indujo cambios similares en ratones deficientes del receptor TRPA1 MO. Por el contrario, MO inducido cambios mucho más débiles en los parámetros cistométricos en TRPV1 ratones KO que en ratones WT y fue sin ningún efecto en Trpa1/Trpv1 ratones KO. Junto con las mediciones de la liberación de la calcitonina Gene Related Peptide (CGRP) 6, estos datos indican demostrar que TRPV1 puede jugar un papel clave en la irritación visceral inducida por MO. ve_content &quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig5.jpg" /> Figura 5. Trazas representativas de la presión intravesical registrado en una rata consciente hembra (A) y en un ratón anestesiado hembra (B). La presión más baja se define como la &quot;presión de línea de base&quot; (flechas rojas). La presión al final de la fase de llenado está marcado con flechas azules. El volumen de líquido infundido entre estos puntos, dividido por la diferencia de presión, permite el cálculo de la conformidad de la pared de la vejiga (compliance = volumen infundido / (presión umbral -. Presión basal) El &quot;intervalo intercontractile&quot; (ICI) es el tiempo entre dos contracciones miccionales. <img alt="La figura 6" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig6.jpg" /> Figura 6. Efectos de la aplicación intravesical de aceite de mostaza en el patrón cistometría de tipo salvaje y ratones TRPA1, TRPV1 y Trpa1/Trpv1 nocaut.(A) Los ejemplos representativos de los cambios de presión intravesical registradas en WT, KO TRPA1, KO TRPV1 y ratones KO Trpa1/Trpv1 en respuesta a la infusión de solución salina y 10 mM MO. (B) Evolución temporal de la frecuencia miccional promedio instantánea antes y durante la infusión intravesical de MO. Para todos los ratones, los datos se normalizaron a la frecuencia media obtenida durante la infusión salina. Estos datos son una adaptación de Everaerts et al. (Ref. 6), con permiso de Elsevier.

<ol><li>Everaerts, W., Gevaert, T., Nilius, B., De Ridder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+origin+of+bladder+sensing%3A+Tr%28i%29ps+in+urology%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">On the origin of bladder sensing: Tr(i)ps in urology.</a> Neurourol. Urodyn. 27, 264-2673 (2008).</li>
<li>Fry, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+and+their+use+in+understanding+lower+urinary+tract+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction.</a> Neurourol. Urodyn. 29, 603-608 (2010).</li>
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<li>Boudes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+Characterization+of+a+Chronic+Cyclophosphamide-Induced+Overactive+Bladder+Model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Functional Characterization of a Chronic Cyclophosphamide-Induced Overactive Bladder Model in mice.</a> Neurourol. Urodyn. , (2011).</li>
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<li>McMahon, S. B., Abel, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+the+study+of+visceral+pain+states%3A+chronic+inflammation+of+the+chronic+decerebrate+rat+urinary+bladder+by+irritant+chemicals%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A model for the study of visceral pain states: chronic inflammation of the chronic decerebrate rat urinary bladder by irritant chemicals.</a> Pain. 28, 109-127 (1987).</li>
<li>Du, S., Araki, I., Yoshiyama, M., Nomura, T., Takeda, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+receptor+potential+channel+A1+involved+in+sensory+transduction+of+rat+urinary+bladder+through+C-fiber+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Transient receptor potential channel A1 involved in sensory transduction of rat urinary bladder through C-fiber pathway.</a> Urology. 70, 826-831 (2007).</li>
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<li>Igawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+findings+in+mice+lacking+muscarinic+M2+or+M3+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric findings in mice lacking muscarinic M2 or M3 receptors.</a> J. Urol. 172, 2460-2464 (2004).</li>
<li>Schroder, A., Newgreen, D., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detrusor+responses+to+prostaglandin+E2+and+bladder+outlet+obstruction+in+wild-type+and+Ep1+receptor+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Detrusor responses to prostaglandin E2 and bladder outlet obstruction in wild-type and Ep1 receptor knockout mice.</a> J. Urol. 172, 1166-1170 (2004).</li>
<li>Chen, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Function+of+the+lower+urinary+tract+in+mice+lacking+alpha1d-adrenoceptor%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Function of the lower urinary tract in mice lacking alpha1d-adrenoceptor.</a> J. Urol. 174, 370-374 (2005).</li>
<li>May, V., Vizzard, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+dysfunction+and+altered+somatic+sensitivity+in+PACAP-%2F-+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder dysfunction and altered somatic sensitivity in PACAP-/- mice.</a> J. Urol. 183, 772-779 (2010).</li>
<li>Thorneloe, K. S., Meredith, A. L., Knorn, A. M., Aldrich, R. W., Nelson, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urodynamic+properties+and+neurotransmitter+dependence+of+urinary+bladder+contractility+in+the+BK+channel+deletion+model+of+overactive+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Renal.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Urodynamic properties and neurotransmitter dependence of urinary bladder contractility in the BK channel deletion model of overactive bladder.</a> Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 289, 604-610 (2005).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

La técnica de la cistometría aquí se presenta permite realizar mediciones in vivo de la función vesical en modelos animales. Las ratas son probablemente el modelo animal más utilizado. Los ratones son más difíciles de manejar, pero ofrecen la ventaja de la utilización de animales manipulados genéticamente. Debido a la dificultad técnica de la utilización de ratones conscientes, que tienden a ser muy activo dando como resultado el aflojamiento del catéter implantado y los cambios en las presiones intra-abdominal...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Nombre comercial, empresa, </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> uretano </td><td> Uretano, Sigma-Aldrich </td><td> 315419 </td><td> carcinógeno grupo 2B </td></tr><tr><td> isoflurano </td><td> Isoba, Schering-Plough Animal Health </td><td></td><td></td></tr><tr><td> catéter de polietileno </td><td> Polietileno tubo PE50 Intramedic, Becton Dickinson </td><td> 427411 </td><td></td></tr><tr><td> microscopio quirúrgico </td><td> Op-Mi 6, Carl Zeiss </td><td> Op-Mi 6 </td><td></td></tr><tr><td> sutura en bolsa de tabaco </td><td> Prolene 6/0, Ethicon </td><td> 8610H </td><td></td></tr><tr><td> fascia y sutura de la piel </td><td> Ethilon 4/0 o 5/0, Ethicon </td><td> 662G 661G o </td><td></td></tr><tr><td> analgésicos postoperatorios </td><td> Temgesic, Schering-Plough Animal Health </td><td></td><td> dosis para ratas: 0,05 mg / kg </td></tr><tr><td> amplificador </td><td> 78534c monitor, Hewlett Packard </td><td></td><td></td></tr><tr><td> balanzas analíticas y de balanza de software de adquisición de datos </td><td> FZ 300i, A &amp; D </td><td> FZ-300i </td><td></td></tr><tr><td> bombas de infusión </td><td> bomba 33, Harvard aparato </td><td> HA33 </td><td></td></tr><tr><td> cistometría sistema de grabación </td><td> Instrumentos DATAQ, DI-730 serie y Windaq / Lite </td><td> DI-730-USB Windaq / Lite </td><td></td></tr><tr><td> temperatura registro </td><td> Fluke 52 Termómetro KJ </td><td> 52 KJ </td><td></td></tr><tr><td> transductores de presión </td><td> Edwards Lifesciences, conjunto de control de presión </td><td> T322247A </td><td></td></tr></tbody></table>

el uso de la cistometría en pequeños roedores: un estudio de la vejiga chemosensation

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

<p class="jove_content"&gt; Las tracto urinario inferior (LUT) funciona como un depósito dinámico que es capaz de almacenar la orina y para expulsar eficientemente que en un momento conveniente. Mientras que el almacenamiento de orina, sin embargo, la vejiga está expuesto durante períodos prolongados a los productos de desecho. Al actuar como una barrera apretado, el revestimiento epitelial de la LUT, el urotelio, evita la re-absorción de sustancias nocivas. Además, los productos químicos nocivos estimular inervación nociceptiva de la vejiga e iniciar la micción contracciones que expulsan los contenidos de la vejiga. Curiosamente, la sensibilidad de la vejiga para los productos químicos nocivos se ha utilizado con éxito en la práctica clínica, por vía intravesical infusión de la capsaicina TRPV1 agonista para tratar la hiperactividad de la vejiga neurogénica<sup&gt; 1</sup&gt;. Esto pone de relieve la ventaja de ver la vejiga como un órgano quimiosensorial y solicita investigación clínica adicional. Sin embargo, las cuestiones éticas limitan seriamente las posibilidades de llevar a cabo, en el ser humano, las mediciones invasivas que son necesarios para desentrañar las bases moleculares de la farmacología clínica LUT. Una manera de superar esta limitación es el uso de varios modelos animales<sup&gt; 2</sup&gt;. Aquí se describe la aplicación de la cistometría en ratas y ratones, una técnica que permite la medición de la presión intravesical en condiciones de perfusión vejiga controlada.</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Después de la laparotomía, un catéter se implanta en la cúpula de la vejiga y subcutáneamente en la región interescapular. A continuación, la vejiga puede ser llenado a una velocidad controlada, mientras que la uretra se deja libre para la micción. Durante los ciclos repetitivos de llenado y vaciado, la presión intravesical se puede medir a través del catéter implantado. Como tal, los cambios de presión pueden ser cuantificados y analizados. Además, la medición simultánea del volumen miccional permite distinguir contracciones de vaciado de no miccionales contracciones<sup&gt; 3</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"&gt; Es importante destacar que, debido a las diferencias en el control de la micción entre roedores y humanos, las mediciones cistométricos en estos animales tienen sólo un valor limitado traslacional<sup&gt; 4</sup&gt;. Sin embargo, son bastante instrumental en el estudio de la fisiopatología de la vejiga y de la farmacología experimental en pre-clínicos configuración. Investigaciones recientes utilizando esta técnica ha puesto de manifiesto el papel clave de los nuevos jugadores moleculares en las propiedades mecano-y quimio-sensoriales de la vejiga.</p

Cystometry es una técnica eficaz para medir la función de la vejiga de animales pequeños<em&gt; In vivo</em&gt;. La vejiga se infundió continuamente a velocidades controladas a través de un catéter intravesical, mientras que la uretra se deja libre para la micción. Esto permite repetitivo de llenado y vaciado de la vejiga, mientras que la presión intravesical y volumen evacuado se registran.

El uso de la cistometría en pequeños roedores: un estudio de la vejiga chemosensation

El tracto urinario inferior (TUI) funciona como un reservorio dinámico capaz de almacenar la orina y de expulsarla eficientemente en el momento oportuno. Mientras que...

El objetivo de este procedimiento es determinar la influencia de compuestos químicos sobre las funciones de almacenamiento y vaciamiento de la vejiga. Esto se logra primero implantando un catéter en la vejiga. Tras un breve período de recuperación, se infunde una solución control a través del catéter durante 30 minutos.Mientras se registran la presión intravesical y el volumen emitido durante otros 30 minutos, se infunde al animal un compuesto de interés. En última instancia, los resultados pueden mostrar cómo los productos químicos irritantes también afectan el patrón de micción mediante el análisis de la frecuencia miccional. La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes, como el registro de la contractilidad de la vejiga aislada, es que la función de este órgano puede estudiarse en condiciones más fisiológicas.Por ejemplo, se conservan las acciones regulatorias del sistema nervioso central. La demostración visual de este método es fundamental, ya que los pasos quirúrgicos son difíciles de aprender debido a que existen numerosos detalles técnicos y maniobras que deben observarse para garantizar el éxito del experimento. Para preparar el tubo que desea impla

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Etapas quirúrgicas de aumento de la vejiga se describen utilizando en 3-D andamios en modelos murinos y la rata. Para probar la eficacia de las configuraciones de biomateriales para su uso en aumento de la vejiga, las técnicas para cistometría tanto despierto y anestesiado se presentan.

Evaluación de Biomateriales para el aumento de la vejiga usando análisis cistométricos en modelos de roedores Varios

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Depleción de orina y enjuague de la vejiga en un modelo de ratón: un procedimiento basado en catéter para vaciar y lavar la vejiga urinaria murina

Aproximadamente 3-8 million de personas en Estados Unidos sufren de síndrome de dolor cistitis intersticial / vejiga (IC / BPS), una condición debilitante que se caracteriza en parte por el dolor pélvico. Con el fin de estudiar las contribuciones del sistema nervioso a la condición, un modelo fisiológico de dolor en la vejiga urinaria se utiliza en ratones y ratas.

Las respuestas de la Vejiga Urinaria Distensión Evocados visceromotor como modelo para la vejiga Dolor en ratones

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Infección del tracto urinario en un modelo Animal pequeño: cateterización transuretral de ratones machos y hembras

Este estudio describe los procedimientos quirúrgicos y técnicas experimentales para realizar cistometría despierta en un ratón que se mueve libremente. Además, proporciona evidencia experimental para apoyar su optimización y estandarización.

Evaluación del procedimiento para realizar cistometría despierta en un modelo de ratón

Este protocolo describe primero el procedimiento quirúrgico de la implantación permanente de un catéter de vejiga urinaria combinada con electrodos del esfínter uretral externo y segundo, la medición de la función de la vejiga y uretral externo Esfinge en animales despiertos implantados.

Medición de esfínter uretral externo cistométrico en ratas despiertas con catéter implantado y electrodos para medidas repetidas

Describimos el uso de ultrasonidos de alta frecuencia con imágenes de contraste como un método para medir el volumen de la vejiga, el grosor de la pared de la vejiga, la velocidad de la orina, el volumen del vacío, la duración del vacío y el diámetro uretral. Esta estrategia se puede utilizar para evaluar la disfunción de la anulación y la eficacia del tratamiento en varios modelos de ratón de disfunción del tracto urinario inferior (LUTD).

Ultrasonografía del tracto urinario masculino adulto para pruebas funcionales urinarias

Este protocolo describe el procedimiento para medir las concentraciones de ATP en la luz de la vejiga en un roedor anestesiado.

In vivo Medición luminal de la liberación urotelial de ATP evocada por distensión en roedores

Este artículo describe un nuevo método para estudiar el comportamiento de micción del ratón mediante la incorporación de la supervisión de vídeo en el ensayo convencional de micción de la micción. Este enfoque proporciona información temporal, espacial y volumétrica sobre los eventos de micción y detalles del comportamiento del mouse durante las fases de luz y oscuridad del día.

Ensayo de punto vacío en tiempo real

Este protocolo proporciona una guía para impermeabilizar la piel con cianocrilato para evitar la absorción de orina por el pelo y la piel. Incluye instrucciones para aplicar el pegamento a la piel, implantar un catéter vesical y electrodos para la cistometría y los registros de electromiografía del esfínter uretral externo en ratones despiertos.

Optimización de las técnicas urodinámicas del ratón para mejorar la precisión 

Aprende cistometría en pequeños roedores para estudiar la función vesical in vivo mediante la medición de presión intravesical y volumen miccionado. Esta técnica permite analizar el efecto de compuestos químicos irritantes sobre los patrones de vaciado vesical.

El uso de la cistometría en pequeños roedores: un estudio de la vejiga chemosensation

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