Name: Uso de un método inmunohistoquímico de montaje completo para estudiar la inervación del tracto biliar en Suncus murinus (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-15T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Aprende a usar inmunohistoquímica de montaje completo para visualizar la inervación del tracto biliar en Suncus murinus. Este método sencillo permite analizar la distribución nerviosa en órganos viscerales pequeños o irregulares con alta tasa de éxito.

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Los autores no tienen reconocimientos.

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Metropolitana de Tokio (IACUC). Los animales fueron alojados y manejados de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales Experimentales del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales. Utilizamos animales criados y mantenidos en el Laboratorio de Morfología Funcional, Departamento de Ciencias de la Salud Fronteriza, Universidad Metropolitana de Tokio, Japón. 1. Cuidado de Animales y Vivienda <ol><li> Obtener 7 S. murinus (3 hembras y 4 machos pesando 70-90 g) de una colonia de cría cerrada. </li><li> Cage el S. murinus individualmente después del destete (20 d después del nacimiento) en jaulas de plástico equipadas con un nido de madera que contiene tiras de papel. Manténgalos en una sala de animales acondicionado convencionalmente: 23-27 ° C, sin control de humedad, y un ciclo de 12:12 h light: dark. Suministro comercialPellets de trucha y agua ad libitum. </li></ol> 2. Preparación del tejido <ol><li> Para preparar paraformaldehído al 4% (p / v) (PFA), disolver 40 g de PFA en 1.000 ml de solución salina tamponada con fosfato 0,01 M (PBS, pH 7,4). En una campana de humos, mezclar con un vórtice hasta que la solución esté despejada. Guarde el 4% PFA O / N a 4 ° C. Precaución: Use equipo protector personal (PPE) apropiado cuando maneje PFA. </li><li> Para perfundir y fijar el animal, anestesiarlo con éter y luego darle una inyección intraperitoneal de somnopentilo (pentobarbital sódico, 0,6 ml / kg de peso corporal). </li><li> Después de que el animal esté completamente narcotizado, abra la cavidad abdominal con un bisturí, creando una incisión abdominal de línea media de 3 cm de largo. Mientras incisión de la vena cava inferior para exsanguinating, insertar un catéter retrogradely en la aorta abdominal en el nivel inmediatamente por encima de la bifurcación de esta arteria en las arterias ilíacas comunes. </li><li> Inyectar somnopentilo (pentobarbitalDium, 1,0 ml / kg de peso corporal). Después de la eutanasia completa, perfundir con PBS 0,01 M (pH 7,4) y luego con PFA al 4% en una chimenea. </li><li> Después de la perfusión, inyectar 2-3 ml de látex de neopreno blanco (látex de neopreno blanco diluido 3: 2 con agua destilada (DW)) para etiquetar los vasos sanguíneos. </li><li> Extraer los órganos abdominales, incluyendo el hígado, vesícula biliar, conducto biliar común, duodeno y páncreas en bloque, con los nervios y vasos relacionados. </li><li> Inyecte aproximadamente 0,1 ml de látex de neopreno azul (agregue una gota de tinta azul a 10 ml del látex de neopreno blanco diluido) a la vesícula biliar para etiquetar el sistema biliar. </li><li> Post-fijación durante toda la noche con 4% de PFA a 4 ° C para inmunotinción de montaje completo. Precaución: La PFA es tóxica. Evite manipular PFA directamente. La PFA debe utilizarse en una chimenea. </li></ol> 3. Inmunohistoquímica de montaje completo Nota: A lo largo del protocolo, incluyendo durante el lavado, incubación de anticuerpos y coloración,La muestra debe permanecer en el nutator, moviéndose suavemente a RT oa 4 ° C. <ol><li> Día 1: Tratamiento enzimático e inactivación de la peroxidasa endógena potencial <ol><li> Lavar el espécimen preparado con DW 4x durante 1 h cada uno a RT en un vial de vidrio de tamaño apropiado. Balancee el espécimen suavemente en el nutator para quitar el PFA. Evite dañar la muestra al intercambiar soluciones. </li><li> Para preparar ácido ortoperiódico al 1% (p / v), disolver 1 g de ácido ortopiódico en 100 ml de DW. </li><li> Incubar la muestra en ácido oroperiodico al 1% durante 20 min a TA para prevenir cualquier reacción intrínseca a la peroxidasa. </li><li> Preparar 0,004% (p / v) de papaína disolviendo 0,004 g de papaína en 100 ml de tampón Tris-HCl 0,025 mol / L (pH 7,6). </li><li> Lavar la muestra con DW durante 10 minutos a TA. </li><li> Incubar la muestra en papaína recién preparada al 0,004% durante 2 ha 37 ° C en un baño a temperatura constante con balanceo suave. </li><li> Lave la muestra con DW durante 50-60 minutos a TA. </li><li> Guarde la muestra en 4% de PFA a 4 ° CO / N. </li></ol></li><li> Día 2: Tratamiento enzimático <ol><li> Lave el espécimen almacenado con DW 4 veces durante 1 h cada vez a RT. </li><li> Incubar la muestra en papaína recién preparada al 0,004% durante 2 ha 37 ° C en un baño a temperatura constante con balanceo suave. </li><li> Lave la muestra con DW durante 50-60 minutos a RT. Guarde la muestra en 4% de PFA a 4 ° CO / N. </li></ol></li><li> Día 3: Tratamiento de congelación <ol><li> Lave el espécimen almacenado con DW 4x durante 1 h cada uno a RT, como se indica arriba. </li><li> Preparar una sacarosa al 2,5% (p / v), al 5% (p / v) y al 10% (p / v) disolviendo 2,5 g, 5 gy 10 g de sacarosa respectivamente en 100 ml de PBS 0,01 M PH 7,4). </li><li> Sumergir el espécimen en sacarosa al 2,5% (p / v), 5% (p / v) y 10% (p / v) durante 30 minutos cada uno. </li><li> Congelar la muestra a -20 ° C durante 30 - 60 min y luego descongelar completamente a RT; Repetir el ciclo 3x. </li><li> Parte superiorRepare 2% de Triton X-100 (v / v), agregue 2 mL de Triton X-100 a 100 mL de PBS 0,01 M (pH 7,4). </li><li> Guarde la muestra en Triton X-100 al 2% a 4 ° CO / N. </li></ol></li><li> Día 4: Incubación de anticuerpos primarios <ol><li> Preparar la disolución de dilución del anticuerpo primario disolviendo 0,2 g de albúmina de suero bovino (BSA), 0,3 ml de Triton X-100 y 0,1 g de azida de sodio en 100 ml de PBS 0,01 M (pH 7,4). Precaución: La azida sódica es extremadamente tóxica. Se debe evitar la inhalación y el contacto. Use el EPP apropiado. </li><li> Diluir el anticuerpo primario (NFP) 1: 600 en el tampón de dilución anterior (etapa 3.4.1). Incubar la muestra con anticuerpo NFP a 4 ° C durante 3-6 días, manteniendo la muestra suavemente balanceando en el nutator. Los especímenes más grandes requerirán tiempos de incubación aumentados. </li></ol></li><li> Incubación de anticuerpos secundarios <ol><li> Lavar la muestra en PBS 4x durante 1 h cada vez a RT para eliminar el anticuerpo primario no unido. </lI&gt; <li> Preparar la solución de dilución para el anticuerpo secundario disolviendo 0,2 g de BSA y 0,3 ml de Triton X-100 en 100 ml de PBS 0,01 M (pH 7,4). </li><li> Diluir el anticuerpo secundario (conjugado con peroxidasa, IgG anti-ratón IgG-HRP purificado por afinidad) 1: 600 en el tampón de dilución (paso 3.5.2). Incubar la muestra con el anticuerpo secundario a 4 ° C durante 3 días, y mantener la muestra balanceando suavemente en el nutator. </li></ol></li><li> Coloración <ol><li> Preparar la solución de coloración DAB añadiendo 0,002 g de tetrahidrocloruro de 3,3&#39;-diaminobencidina (DAB) a 100 mL de tampón Tris-HCl 0,05 mol / L (pH 7,6) bajo una campana de humos, manteniendo la solución en la oscuridad. </li><li> Lavar los especímenes a RT en PBS 4x durante 1 h cada uno. </li><li> Añadir 10 μl de H 2 O 2 al 30% en una solución de coloración DAB recién preparada e incubar con la solución a 4 ° CO / N o durante 3 d mientras se balancea suavemente sobre el nutator. </li><li> Detener la reacción por plaCing la muestra en PBS con azida sódica al 0,04% cuando se alcanza la intensidad óptima de tinción. NOTA: Evite el uso de azida de sodio hasta este paso, ya que inhibe la peroxidasa de rábano picante. </li></ol></li><li> Imaging el tejido manchado <ol><li> Transferir con cuidado la muestra a una placa de vidrio petri (5 cm de alto, 10 cm de diámetro) que contenga PBS. Capture imágenes de montaje completo usando una cámara montada en un estereomicroscopio. NOTA: El tejido manchado de toda la superficie debe ser fotografiado mientras se sumerge completamente en PBS en un plato de vidrio transparente. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kuratani, S., Tanaka, S., Ishikawa, Y., Zukeran, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+development+of+the+hypoglossal+nerve+in+the+chick+embryo+as+observed+by+the+whole-mount+nerve+staining+method%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Anat%22%5BJournal%5D)">Early development of the hypoglossal nerve in the chick embryo as observed by the whole-mount nerve staining method.</a> Am. J. Anat. 182 (2), 155-168 (1988).</li>
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<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurofilament+proteins+in+axonal+regeneration+and+neurodegenerative+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Regen.+Res%22%5BJournal%5D)">Neurofilament proteins in axonal regeneration and neurodegenerative diseases.</a> Neural Regen. Res. 7 (8), 620-626 (2012).</li>
<li>Wyatt, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+of+the+sphincter+of+Oddi+to+the+stomach%2C+duodenum+and+gall-bladder%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The relationship of the sphincter of Oddi to the stomach, duodenum and gall-bladder.</a> J. Physiol. 193 (2), 225-243 (1967).</li>
<li>Mawe, G. M., Kennedy, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duodenal+neurons+provide+nicotinic+fast+synaptic+input+to+sphincter+of+Oddi+neurons+in+guinea+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Duodenal neurons provide nicotinic fast synaptic input to sphincter of Oddi neurons in guinea pig.</a> Am. J. Physiol. 277, G226-G234 (1999).</li>
<li>Seo, J. H., Cho, S. S., Lee, I. S., Lee, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+and+neuropeptidergic+properties+of+the+duodenal+neurons+projecting+to+the+gallbladder+in+the+golden+hamster%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Histol.+Cytol%22%5BJournal%5D)">Anatomical and neuropeptidergic properties of the duodenal neurons projecting to the gallbladder in the golden hamster.</a> Arch. Histol. Cytol. 65 (4), 317-321 (2002).</li>
<li>Padbury, R. T., Furness, J. B., Baker, R. A., Toouli, J., Messenger, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projections+of+nerve+cells+from+the+duodenum+to+the+sphincter+of+Oddi+and+gallbladder+of+the+Australian+possum%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Projections of nerve cells from the duodenum to the sphincter of Oddi and gallbladder of the Australian possum.</a> Gastroenterology. 104 (1), 130-136 (1993).</li>
<li>White, J. J., Reeber, S. L., Hawkes, R., Sillitoe, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wholemount+immunohistochemistry+for+revealing+complex+brain+topography%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Wholemount immunohistochemistry for revealing complex brain topography.</a> J. Vis. Exp. (62), e4042(2012).</li>
</ol>

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Este trabajo describe el procedimiento experimental para la visualización de la inervación del tracto biliar extrahepático utilizando un anticuerpo contra la proteína neurofilamento. Este protocolo fue adaptado a partir del protocolo descrito por Kuratani y Tanaka 1 , 2 , 3 . Para este experimento, planifique la línea de tiempo para cada uno de los experimentos, ya que el enfoque de tinción de monta...

La musaraña almizcle, Suncus murinus , pertenece a la orden Insectivora y la familia Soricidae. Este diminuto mamífero se distribuye por todo el sudeste asiático y habita en casas y zonas de césped situadas cerca de viviendas humanas o corrales de ganado 4 . Esta especie presenta características morfológicas generales más similares a las humanas que otros animales de laboratorio, como el ratón, la rata y el conejo 5 . Anteriormente, se utilizó inmunotinción de montaje completo con un marcador de neurona periférica para la proteína del neurofilamento de S. murinus (NFP) para marcar los nervios periféricos en el páncreas 6 , la papila duodenal principal 7 , el píloro 8 , la vesícula biliar 5 y el tracto biliar extrahepático 9 . NFP es un complejo macromolecular que forma parte del citoesqueleto neuronal maduro. Proteína relacionada con los neurofilamentosS median las interacciones entre NFP y el zygosome. Tanto la función enzimática como la estructura de las proteínas de unión están reguladas por el NFP 10 . El complejo NFP está compuesto por tres polipéptidos: NF-L (70 kDa), NF-M (150-160 kDa) y NF-H (200 kDa). NFP se puede encontrar en axones neuronales en el sistema nervioso central y periférico. Se ha demostrado que el anticuerpo anti-NFP humano marca los axones del sistema nervioso central y periférico. Las investigaciones anatómicas y electrofisiológicas han demostrado que el esfínter, la vesícula biliar y el tracto gastrointestinal proximal están conectados 11 , 12 , 13 , 14 . Sin embargo, las características morfológicas de sus conexiones neuronales aún no se han definido. Este trabajo demuestra el uso de un método de tinción inmunohistoquímica de montaje completo para etiquetar la inervación de S. murinus bilCon un anticuerpo NFP.

<table><tbody><tr><td>ácido ortoperiódico</td><td>Wako</td><td>162-00732</td><td></td></tr><tr><td>papaína</td><td>Wako</td><td>164-00172</td><td></td></tr><tr><td>albúmina sérica bovina (BSA)</td><td>Wako</td><td>010-15131</td><td></td></tr><tr><td>azida sódica</td><td>Nacalai Tesque</td><td>312-33</td><td></td></tr><tr><td>anticuerpo de proteína de neurofilamento (NFP)</td><td>Dako</td><td>M0762, lote 089, clon: 2F11</td><td></td></tr><tr><td>conjugado con peroxidasa purificado por afinidad ovejas anti-ratón IgG-HRP</td><td>MBL</td><td>Código 330</td><td></td></tr><tr><td>3,3'-diaminobenzidina tetraclorhidrato (DAB)</td><td>Wako</td><td>349-00903 imidazol</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sigma</td><td>I-0125</td><td></td></tr></tbody></table>

uso de un método inmunohistoquímico de montaje completo para estudiar la inervación del tracto biliar en<em&gt; suncus murinus</em

Using a Whole-mount Immunohistochemical Method to Study the Innervation of the Biliary Tract in Suncus murinus

Este trabajo describe el método de tinción inmunohistoquímica de montaje completo en detalle, usando anticuerpos de proteína de neurofilamento para marcar la inervación del tracto biliar en Suncus murinus ( S. murinus &#160; ). En primer lugar, se disecó el espécimen de S. murinus y se fijó en paraformaldehído al 4% (PFA). En segundo lugar, se realizó un tratamiento enzimático y la inactivación potencial de la peroxidasa endógena. La muestra se expuso entonces al anticuerpo primario, anticuerpo de proteína anti-neurofilamento, durante 3-6 días. A continuación se incubó con el anticuerpo secundario conjugado con peroxidasa de rábano picante. La reacción de color se reveló haciendo reaccionar la muestra con un sustrato de 3,3&#39;-diaminobencidina (DAB). Este método se puede aplicar para analizar la inervación de todos los órganos viscerales. Además, este protocolo también puede adaptarse para probar otros anticuerpos neuronales, pero la optimización de los anticuerposDebe hacerse primero. Este método fue introducido originalmente por Kuratani y Tanaka 1 , 2 , 3 .

Las Figuras 1 - 4 muestran resultados típicos para fibras nerviosas NFP-positivas en el tracto biliar extrahepático en S. murinus . El anticuerpo contra la NFP identificó de forma reproducible la inervación en toda la imagen del tracto biliar extrahepático ( Figura 1 ), la vesícula biliar ( Figura 2 ), el conducto biliar superior ( Figura 3 ) y el área de l...

Un enfoque inmunohistoquímico de montaje completo, para visualizar la expresión de la proteína neurofilamento en el tracto biliar extrahepático en Suncus murinus. Se presenta aquí. Este protocolo se puede utilizar para analizar la inervación de todos los órganos viscerales en S. murinus u otras especies.

Uso de un método inmunohistoquímico de montaje completo para estudiar la inervación del tracto biliar en<em&gt; Suncus murinus</em

This work describes the whole-mount immunohistochemistry staining method in detail, using neurofilament protein antibody to label the innervation of the ...

El objetivo general de este procedimiento es emplear la tinción de inmunohistoquímica en preparación completa para la visualización de la distribución de los nervios dentro del tracto biliar de Suncus murinus. Este método puede utilizarse para analizar la distribución nerviosa de órganos viscerales de muchas especies, particularmente órganos irregulares o pequeños que son difíciles de evaluar mediante métodos estándar. Las principales ventajas de esta técnica son que la operación es sencilla.No requiere procedimientos complicados y tiene una alta tasa de éxito. Realizando el procedimiento conmigo estarán Yidan Dai, una estudiante de posgrado, y Shuang-Qin Yi, una investigadora adjunta, ambos de mi laboratorio. Comience por perfundir al animal con PBS individual y perfusiones de paraformaldehído al 4 % en una campana extractora.Luego, inyecte de dos a tres mililitros de látex de neopreno blanco a través del catéter de perfusión en la aorta abdominal para etiquetar los vasos sanguíneos. Y cuando todos los tejidos de interés hayan sido etiquetados, extraiga los órganos abdominales y sus nervios y vasos asociados. A continuación, inyecte aproximadamente 0,1 mililitros de látex de neopreno azul en la vesícula biliar para etiquetar el sistema biliar y postfije los tejidos en paraformaldehído al 4 % durante la noche a cuatro grados Celsius para la inmunotinción en montaje completo.A la mañana siguiente, transfiera la muestra a un vial de vidrio para realizar cuatro lavados de una hora a temperatura ambiente con agua destilada en un nutator. Después del último lavado, incube los tejidos en ácido ortoperyódico recién preparado al 1% durante 20 minutos a temperatura ambiente para prevenir cualquier reacción de peroxidasa intrínseca. A continuación, lave la muestra con agua destilada durante 10 minutos a temperatura ambiente, seguido de una incubación en papillon recién preparado al 0,004% durante dos horas en un baño de agua a 37 grados Celsius con agitación suave.Al final de la incubación, lave la muestra con agua destilada durante 50 a 60 minutos. Luego, almacene los tejidos en paraformaldehído al 4% a cuatro grados Celsius durante la noche. A la mañana siguiente, lave la muestra con agua destilada como se acaba de demostrar, seguido de otra incubación de dos horas en papillon recién preparado.Lave la muestra durante otros 50 a 60 minutos en agua destilada, seguido de una fijación nocturna en paraformaldehído al 4%. En la tercera mañana, lave los tejidos cuatro veces en agua destilada, seguido de inmersiones en tres incubaciones sucesivas ascendentes de sacarosa de 30 minutos cada una. Luego, congele la muestra a menos 20 grados Celsius durante 30 a 60 minutos, seguido de un descongelamiento completo a temperatura ambiente.Después del tercer ciclo de congelación-descongelación, transfiera la muestra a Triton X-100 al 2 % para una incubación nocturna a cuatro grados Celsius. A la mañana siguiente, transfiera la muestra a un recipiente con el anticuerpo primario de interés para agitación suave en el nutator a cuatro grados Celsius durante tres a seis días, según el tamaño del espécimen. Después del periodo adecuado de marcado, elimine el anticuerpo primario no unido mediante cuatro lavados de una hora en PBS a temperatura ambiente y marque el espécimen con el anticuerpo secundario adecuado durante tres días con agitación suave a cuatro grados Celsius.Al finalizar el período de marcado con el anticuerpo secundario, lave la muestra cuatro veces en PBS. A continuación, incube los tejidos en 10 microlitros de peróxido de hidrógeno al 30% en 100 mililitros de solución de revelado de DAB al 0,002% recién preparada, a cuatro grados Celsius durante 16 a 72 horas con agitación suave. Cuando se haya alcanzado la intensidad de tinción óptima, transfiera la muestra a PBS con azida sódica al 0,04% para detener la reacción de revelado.Luego, sumerja cuidadosamente la muestra en una placa de Petri de 10 centímetros que contenga PBS fresco y capture imágenes de montaje completo de los tejidos utilizando una cámara montada en un microscopio estereoscópico. Además de la visualización de la inervación del tracto biliar extrahepático, la marcación con anticuerpo contra las fibras nerviosas positivas para neurofilamento también permite la identificación inequívoca del trayecto y la densidad de distribución del nervio vago a lo largo del esófago y hacia el estómago. La marcación de los vasos sanguíneos de la vesícula biliar con látex de neopreno blanco revela fibras nerviosas delgadas con alto contraste respecto a los tejidos circundantes, observándose una mayor densidad de inervación en el cuello de la vesícula biliar que en el fondo.En el conducto biliar superior, se identifican dos tipos de haces nerviosos: los haces nerviosos finos, que forman una red irregular y densa de nervios y se ubican adheridos sobre e internos al tracto biliar, y los haces nerviosos más gruesos, que se distribuyen paralelos a la superficie del tracto biliar. La marcación del conducto colédoco con látex de neopreno azul y de los vasos con látex de neopreno blanco permite visualizar las fibras nerviosas delgadas en el extremo del conducto colédoco y en la zona de la papila duodenal. Antes de realizar este procedimiento, asegúrese de planificar cuidadosamente la cronología de cada experimento, ya que todo el proceso requiere de dos a tres semanas para completarse.Para evitar dañar la muestra al cambiar las soluciones, vierta siempre las soluciones en lugar de retirar la muestra con pinzas. Después de ver este video, debería ser capaz de aplicar esta técnica a la marcación de una variedad de nervios dentro de diversos órganos viscerales.

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Biología

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El sistema nervioso entérico (SNE) es una red de neuronas y glía localizada en la pared intestinal que controla los reflejos intestinales. Este protocolo describe los métodos para registrar la actividad de las neuronas entéricas y la glía en preparaciones vivas de ENS utilizando imágenes de Ca2+.

In Situ Ca 2+ Imaging del sistema nervioso entérico

El sistema nervioso entérico está formado por células de la cresta neural que proliferan, migran y colonizan el intestino. Las células de la cresta neural se diferencian en neuronas con marcadores específicos para su fenotipo de neurotransmisor. Este protocolo describe una técnica de disección, fijación e inmunotinción del tracto gastrointestinal embrionario murino para visualizar la expresión de neurotransmisores del sistema nervioso entérico.

La inmunotinción para visualizar murino entérica Desarrollo del Sistema Nervioso

La examinación ecocardiográfica se utiliza con frecuencia en los ratones. Dispositivos de ecografía de alta resolución caro han sido desarrollados para este propósito. Este protocolo describe un procedimiento ecocardiográfico asequible combinado con análisis de morfometría histológica para determinar la morfología cardiaca.

Examen ecocardiográfico e histológico de la morfología cardiaca en el ratón

Presentamos un método bastante simple y sensible para la cuantificación precisa de la densidad de las vías biliares en el hígado del ratón. Este método puede ayudar a determinar los efectos de los modificadores genéticos y ambientales y la eficacia de las terapias potenciales en modelos de ratón de enfermedades biliares.

Determinación de la densidad del conducto biliar en el hígado del ratón

Describimos un método para visualizar los IEL con la etiqueta GFP utilizando imágenes intravitales del intestino delgado murina mediante microscopía confocal de disco giratorio invertido. Esta técnica permite el seguimiento de células vivas dentro de la mucosa hasta 4 h y se puede utilizar para investigar una variedad de interacciones inmunoepiteliales intestinales.

Imágenes intravitales de linfocitos intraepiteliales en el intestino pequeño murino

Aprende a usar inmunohistoquímica de montaje completo para visualizar la inervación del tracto biliar en Suncus murinus. Este método sencillo permite analizar la distribución nerviosa en órganos viscerales pequeños o irregulares con alta tasa de éxito.

Uso de un método inmunohistoquímico de montaje completo para estudiar la inervación del tracto biliar en

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