Tests pour identifier les aliments génétiquement modifiés

Les aliments génétiquement modifiés sont des produits qui contiennent un ou plusieurs ingrédients dont l’ADN a été spécifiquement modifié. La présence de ces modifications peut être détectée à l’aide d’une technique appelée réaction en chaîne par polymérase.

La modification génétique des aliments a été une question controversée en raison de préoccupations débattues concernant la santé et la sécurité environnementale. La capacité de détecter de l’ADN génétiquement modifié dans des échantillons d’aliments d’intérêt permet de prendre des décisions éclairées sur la sécurité et les dangers potentiels de l’utilisation d’organismes génétiquement modifiés, ou OGM, dans les approvisionnements alimentaires.

La réaction en chaîne par polymérase, ou PCR, est utilisée pour amplifier l’ADN alimentaire afin de déterminer la présence ou l’absence de séquences génétiquement modifiées. L’électrophorèse sur gel tire ensuite l’ADN amplifié à travers une matrice de gel d’agarose et sépare les bandes d’ADN de différentes tailles qui correspondent à des marqueurs modifiés ou non modifiés. Ceux-ci sont ensuite comparés à des bandes de contrôle d’aliments connus pour contenir des OGM ou connus pour être sans modification.

Cette vidéo illustrera les principes qui sous-tendent la détection de l’ADN génétiquement modifié à partir d’échantillons alimentaires, comment extraire l’ADN et amplifier les marqueurs utilisés dans le processus de modification génétique, et comment la présence ou l’absence d’OGM dans les échantillons alimentaires peut être établie.

L’amplification en chaîne par polymérase identifie les séquences d’ADN qui ont été insérées dans l’aliment génétiquement modifié. L’ADN est une molécule relativement stable, de sorte que des fragments d’ADN viables adaptés à l’amplification peuvent être isolés même à partir de produits hautement transformés, comme les chips de maïs ou les hamburgers aux légumes. Un petit nombre de séquences d’ADN régulatrices sont utilisées pour contrôler l’expression des gènes insérés, de sorte que ces séquences sont présentes dans la majorité des cultures génétiquement modifiées. Cette procédure permet d’identifier deux des plus couramment utilisés, le gène promoteur 35S et le gène terminateur de la nopaline synthase. La séquence 35S est un puissant promoteur et, lorsqu’elle est attachée à un gène inséré, elle entraîne des niveaux d’expression constants et élevés. Le terminateur de la nopaline synthase est inclus pour arrêter la transcription du gène inséré au point final souhaité.

La PCR implique des cycles de chauffage et de refroidissement répétitifs dans un thermocycleur, une machine qui contrôle étroitement la température des tubes de réaction PCR. Chauffer l’échantillon à 94 ? C provoque la dénaturation et la séparation des brins d’ADN. Refroidissement rapide entre 45 et 65 ? C permet aux amorces de se recuire sur les brins d’ADN séparés. Enfin, réchauffer à 72 ? C permet à l’enzyme polymérase Taq d’étendre les amorces et de dupliquer complètement la région cible.

L’amorce végétale achetée est ajoutée à chaque échantillon et s’amplifiera dans les échantillons contenant de l’ADN végétal. Des modèles positifs pour les OGM pour 35S et NOS sont utilisés pour fournir un contrôle positif pour les OGM. Un produit certifié sans OGM est utilisé comme contrôle négatif. Si l’une de ces réactions de contrôle présente des bandes inattendues, les résultats des échantillons d’essai ne sont pas fiables.

L’ADN amplifié est passé à travers un gel d’agarose par électrophorèse. Les produits PCR sont mélangés à un colorant et chargés dans des puits. L’ADN est chargé négativement et, lorsqu’il est chargé dans le gel à l’extrémité cathodique de la chambre, il se déplace vers l’extrémité de l’anode lorsqu’un courant est appliqué. Les fragments d’ADN plus gros ne peuvent pas se déplacer aussi facilement à travers la matrice de gel et restent donc plus proches de la cathode, tandis que les séquences plus petites se déplacent vers l’extrémité de l’anode, ce qui entraîne la séparation d’ADN de tailles différentes en bandes distinctes.

Après l’électrophorèse, la coloration sur gel aide à visualiser les bandes d’ADN séparées.

Maintenant que nous connaissons les principes de la détection des OGM et de l’utilisation de la PCR et de l’électrophorèse pour l’identification des OGM, voyons comment cela peut être réalisé en laboratoire.

Une fois que les produits alimentaires d’intérêt ont été identifiés, l’analyse peut commencer. Pour extraire l’ADN, prenez deux tubes à bouchon à vis propres, et dans chacun d’eux transférez 500 ? L du réactif d’isolement de l’ADN acheté, en veillant à pipeter le mélange de haut en bas entre les aliquotes pour mélanger uniformément le réactif. Étiquetez l’un des tubes « sans OGM », et l’autre « Test ».

Ensuite, pesez 0,5 g d’aliments certifiés sans OGM et placez-les dans un mortier propre. Ajouter 2,5 ml d’eau distillée et broyer avec le pilon pendant 2 minutes pour former une bouillie. Ajoutez encore 2,5 ml d’eau distillée et continuez à broyer la boue jusqu’à ce qu’elle devienne suffisamment lisse pour être pipetée.

Pipette 50 ? L de la suspension connue sans OGM vers le tube à bouchon à vis étiqueté « sans OGM » contenant le réactif d’isolement de l’ADN. Ajoutez maintenant 50 ? L de la suspension de l’échantillon d’aliment d’essai dans le tube à bouchon à vis marqué « Test ». Vortex les deux tubes contenant les échantillons de nourriture et le réactif d’ADN pendant 1 min. Ensuite, placez les tubes dans un bain-marie à 95 ? C pendant 5 min. Enfin, placez les tubes dans une centrifugeuse pendant 5 min. Après examen, une pastille solide doit se former au fond du tube. Si une pastille ne se forme pas après 5 min, centrifugez à nouveau pendant 2 minutes d’intervalle jusqu’à ce qu’une pastille se forme. Les échantillons peuvent désormais être utilisés immédiatement pour la PCR ou conservés au réfrigérateur jusqu’à 1 semaine.

Tout d’abord, les tubes PCR numéro six. Ces numéros correspondront au contenu du tube indiqué dans le tableau. Placez chacun des tubes PCR étiquetés dans un support de microtubes avec les bouchons ouverts.

À l’aide d’une nouvelle douille pour chaque ajout, ajoutez 20 ? L indiquée dans le tableau de chaque tube PCR. Ensuite, ajoutez 20 ? L des échantillons d’ADN indiqués dans le tableau à chaque tube de PCR. Pipeter de haut en bas pour mélanger. Pour les échantillons en granulés, assurez-vous de ne pipeter qu’à partir du surnageant et évitez la pastille solide au fond des tubes. Enfin, placez les tubes PCR dans un thermocycleur et programmez-le pour qu’il passe par les étapes de chauffage et de refroidissement indiquées dans le tableau.

Placez un gel d’agarose à 3 % dans la chambre d’électrophorèse avec les puits les plus proches de l’extrémité de la cathode. Ajoutez un tampon TAE dans la chambre pour couvrir 2 mm au-dessus du plateau de gel. Récupérez les tubes PCR du thermocycleur et placez-les dans un support de microtubes. À l’aide d’une nouvelle pointe de pipette à chaque fois, ajoutez 10 ? L de colorant de chargement d’ADN acheté à chaque échantillon et bien mélanger.

À l’aide d’une nouvelle pointe à chaque fois, chargez les puits du gel d’agarose avec 20 ? L de poids moléculaire règle dans un puits, et 20 ? L de chaque échantillon dans les puits subséquents, comme l’indique ce tableau. Réglez la chambre d’électrophorèse pour qu’elle fonctionne à 100 V pendant 30 min.

Une fois que le gel a fini de fonctionner, débranchez soigneusement la chambre de gel, retirez le plateau et glissez le gel dans un plateau de coloration. Plongez le gel dans la tache de gel 100x achetée pendant 5 minutes en secouant doucement le plateau pour répartir la tache. Une fois taché, transférez le gel dans un récipient de lavage et rincez à l’eau du robinet pendant environ 10 s. Décolorez en lavant trois fois à l’eau tiède du robinet pendant 3 minutes chacune, chacune en secouant doucement pour de meilleurs résultats. Si nécessaire, continuez à décolorer à l’eau tiède jusqu’à ce que le contraste souhaité soit atteint.

La présence ou l’absence d’une bande de 200 pb dans le couloir 4 indique si l’aliment d’essai contient des OGM. Les amorces végétales déterminent si l’ADN de la plante a été extrait avec succès de l’échantillon. Le contrôle des aliments sans OGM est un indicateur de résultats faussement positifs, le cas échéant. Si le contrôle des aliments sans OGM s’avère positif, cela signifie que le PCR a été contaminé à un moment donné. Le contrôle des modèles positifs aux OGM est un indicateur de faux négatifs. Si le contrôle de la matrice GMO positif ne s’amplifie pas, il y a un problème avec la réaction PCR et un résultat GMO négatif de l’aliment testé n’est pas fiable.

Les gels peuvent être placés sur un papier blanc ou jaune pour fournir un arrière-plan contrasté afin de mettre en évidence les bandes d’ADN, ou un contraste accru peut être obtenu à l’aide d’une boîte à lumière UV.

La capacité d’analyser des denrées alimentaires ou des produits pour détecter la présence d’ingrédients génétiquement modifiés est pertinente pour un certain nombre d’applications scientifiques ou réglementaires.

Il existe des preuves que l’ADN transgénique des cultures génétiquement modifiées peut être introgressé dans les génomes des populations de cultures sauvages. Par exemple, les pollinisateurs peuvent faciliter ce transfert en fertilisant des plantes de type sauvage avec du pollen provenant d’une source génétiquement modifiée. Il s’agit d’une préoccupation, car les impacts de la propagation de ces gènes insérés sur l’ensemble des écosystèmes ne sont pas bien compris. Les tests PCR sur les populations sauvages peuvent fournir des données sur la propagation potentielle ou le confinement réussi des inserts génétiques.

L’absence d’étiquetage ou l’étiquetage incorrect des ingrédients génétiquement modifiés peut être une préoccupation pour les consommateurs. Cela peut être dû à la préférence du consommateur pour la consommation ou à l’introduction potentielle d’allergènes pendant le processus GM, bien que ce dernier soit controversé. Dans certains pays, les ingrédients génétiquement modifiés doivent être répertoriés sur les emballages alimentaires. Les organismes de réglementation de ces pays peuvent utiliser des tests PCR pour vérifier l’exactitude de l’étiquetage des aliments.

Lorsque la modification génétique introduite dans une culture confère une résistance aux pesticides, certaines études ont soulevé des inquiétudes quant à la production de « super-mauvaises herbes ». Essentiellement, il peut s’agir de toute plante qui n’est pas initialement ciblée pour la modification et qui obtient une résistance aux pesticides par des mécanismes tels que l’introgression ou l’hybridation. Ces plantes peuvent alors être en mesure de se propager avec plus de succès et être plus difficiles à contrôler que celles sans insert. Les tests PCR pour la modification génétique peuvent aider à mettre en évidence et à suivre ces populations potentielles afin de déterminer si cette propagation pourrait s’avérer problématique.

Vous venez de regarder l’introduction de JoVE aux tests pour les aliments OGM. Vous devriez maintenant comprendre les principes qui sous-tendent l’identification des aliments génétiquement modifiés à l’aide de la PCR, comment extraire et amplifier l’ADN des aliments et comment déterminer si votre échantillon d’aliment a été génétiquement modifié. Merci d’avoir regardé !