Summary
Hay varias diferencias entre los ventrículos derecho e izquierdo. Sin embargo, no se ha aclarado la fisiopatología del infarto del ventrículo derecho (RVI). En el presente protocolo, se introduce un método reproducible para la generación de modelos de ratón RVI, que puede proporcionar un medio para explicar el mecanismo de RVI.
Abstract
El infarto del ventrículo derecho (RVI) es una presentación común en la práctica clínica. La RVI grave puede provocar disfunción hemodinámica fatal y arritmia. En contraste con el modelo de infarto de miocardio (IM) de ratón ampliamente utilizado generado por la ligadura de la arteria coronaria izquierda, el modelo de ratón RVI rara vez se emplea debido a la dificultad asociada con la generación del modelo. La investigación sobre los mecanismos y el tratamiento de la remodelación y disfunción del RV inducido por RVI requiere modelos animales para imitar la fisiopatología de RVI en pacientes. Este estudio introduce un procedimiento factible para la generación de modelos RVI en ratones C57BL/6J. Además, este modelo se caracterizó en base a lo siguiente: evaluación del tamaño del infarto a las 24 h después del IM, evaluación de la remodelación cardíaca y la función con ecocardiografía, evaluación de la hemodinámica del RV e histología de la zona del infarto a las 4 semanas después de la RVI. Además, se realizó un yeso de vasculatura coronaria para observar la disposición arterial coronaria en RV. Este modelo de ratón de RVI facilitaría la investigación sobre los mecanismos de la insuficiencia cardíaca derecha y buscaría nuevas dianas terapéuticas de remodelación de RV.
Introduction
El ventrículo derecho (RV), que durante mucho tiempo se pensó que era un tubo simple conectado a la arteria pulmonar, se ha descuidado injustamente durante muchos años1. Sin embargo, ha habido un creciente interés en la función de RV recientemente, ya que desempeña un papel esencial en los trastornos hemodinámicos 2,3 y puede servir como un predictor de riesgo independiente de enfermedad cardiovascular 4,5,6,7. Las enfermedades de RV incluyen infarto de RV (RVI), hipertensión arterial pulmonar y enfermedad valvular8. En contraste con el inmenso interés en la hipertensión arterial pulmonar, la RVI ha permanecido descuidada 7,9.
La RVI, generalmente acompañada de infarto de miocardio inferior-posterior10,11, es causada por la oclusión de la arteria coronaria derecha (RCA). Según las investigaciones clínicas, la RVI grave probablemente induce alteraciones hemodinámicas y arritmias, como hipotensión, bradicardia y bloqueo auriculoventricular, asociadas con una mayor morbilidad y mortalidad hospitalaria 12,13,14. La función RV podría recuperarse espontáneamente hasta cierto punto incluso en ausencia de reperfusión15,16. Existen varias diferencias morfológicas y funcionales entre el ventrículo izquierdo (VI) y el RV17. Se cree que rv es más resistente a la isquemia que LV8, en parte debido a la formación de circulación colateral más extensa después de RVI. Aclarar las diferencias entre el infarto del VI (LVI) y el RVI e identificar los mecanismos subyacentes proporcionaría nuevas dianas terapéuticas para la regeneración cardíaca y la insuficiencia cardíaca isquémica. Sin embargo, debido a la dificultad asociada con la generación de modelos de ratón RVI, la investigación básica sobre RVI es principalmente limitada.
Se ha generado un modelo animal grande de RVI mediante la ligadura de RCA encerdos 18, que es más fácil de operar debido a la RCA visible. En comparación con el modelo animal grande, el modelo de ratón tiene las siguientes ventajas: más accesibilidad en la manipulación de genes, menor costo económico y menor período experimental19,20. Aunque anteriormente se informó de un modelo RVI de ratón centrado en la influencia de RVI en la función del VI, los pasos detallados del procedimiento, las dificultades y puntos clave de operación, y las características del modelo, como los cambios hemodinámicos, no se introdujeron completamente 9,21.
Este artículo proporciona procedimientos quirúrgicos detallados para generar un modelo de ratón de RVI. Además, este modelo se caracterizó por la medición ecocardiográfica, la evaluación hemodinámica invasiva y el análisis histológico. Además, se realizó un yeso de vasculatura coronaria para observar la disposición arterial coronaria en RV. La técnica introducida en este artículo ayudaría a los principiantes a comprender rápidamente la generación del modelo RVI del ratón con una mortalidad operativa aceptable y enfoques de evaluación confiables. El modelo de ratón de RVI ayudaría a investigar los mecanismos de la insuficiencia cardíaca derecha y buscar nuevos objetivos terapéuticos de remodelación de RV.
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Protocol
Todos los procedimientos se realizaron de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio publicada por los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos (Publicación NIH No. 85-23, revisada en 1996) y fueron aprobados por el Comité de Ética Animal del Hospital Nanfang, Universidad Médica del Sur (Guangzhou, China). Los ratones machos sanos C57BL / 6J (8-10 semanas de edad; peso corporal, 25-30 g) se obtuvieron del Centro de Animales de la Universidad Médica del Sur. También se pueden usar ratones hembra, pero no se recomienda mezclar ambos sexos debido a las posibles influencias de las diferencias sexuales. Después de su llegada, los ratones fueron alojados bajo un ciclo oscuro / claro de 12 h / 12 h (3-4 ratones por jaula), con comida y agua ad libitum.
1. Preparación para la cirugía
- Esterilizar los instrumentos quirúrgicos mediante autoclave antes de la cirugía. Ajuste la almohadilla térmica a 37 °C.
- Anestesiar a los ratones mediante una inyección intraperitoneal de 50 mg/kg de pentobarbital (ver Tabla de Materiales) para aliviar el dolor quirúrgico. Coloque los ratones en cajas separadas para la inducción de la anestesia. Asegurar la profundidad de la anestesia por la ausencia de una respuesta de retirada del dedo del pie.
NOTA: También se recomienda usar isoflurano al 1,5% para la anestesia por inhalación porque es mejor para la analgesia. - Coloque los ratones supinos en la almohadilla fijando sus incisivos con una sutura e inmovilizando sus extremidades con cinta adhesiva. Asegure la profundidad de la anestesia nuevamente verificando el reflejo.
- Retire el vello del cuello a xifoide con una crema depilatoria. Desinfecte el área quirúrgica 3 veces con exfoliante antiséptico alterno y alcohol al 75% y luego cubra el campo quirúrgico.
- Realice la intubación siguiendo los pasos a continuación.
- Ajuste la frecuencia respiratoria del animal con un mini ventilador (ver Tabla de Materiales) a 150/min y el volumen corriente a 300 μL.
NOTA: No es necesario utilizar el modo de presión positiva al final de la espiración. - Extraiga la lengua ligeramente con pinzas, levante la mandíbula con un depresor de la lengua para exponer la glotis y realice la intubación intratraqueal insertando una cánula de 22 G en la glotis.
- Encienda el mini ventilador y conecte la cánula traqueal al ventilador. El fenómeno de la ondulación torácica que se vuelve igual a la frecuencia del ventilador indica una intubación exitosa. Fije la cánula con cinta adhesiva para evitar que se resbale durante la operación.
- Ajuste la frecuencia respiratoria del animal con un mini ventilador (ver Tabla de Materiales) a 150/min y el volumen corriente a 300 μL.
2. Ligadura permanente de la arteria coronaria derecha
- Conecte los electrodos de electrocardiografía (ECG) (consulte la Tabla de materiales) a las extremidades del ratón correctamente y registre el ECG.
NOTA: Uno de los cables II, III o AVF se selecciona como cable de monitoreo; El plomo III es más apropiado. - Abra el cofre.
- Haga una incisión de 1 cm de largo en la piel paralela a la tercera costilla derecha con tijeras oftálmicas. Determine el tercer intercostal nuevamente y asegure el espacio adecuado de acuerdo con el ángulo del esternón.
NOTA: La dirección de la incisión en la piel se realiza desde el ángulo del esternón hasta la línea axilar anterior derecha. - Separe y corte los músculos pectoral mayor y pectoral menor con tijeras y micro pinzas por encima del tercer espacio intercostal. Después de eso, separe sin rodeos el músculo intercostal con pinzas de codo para exponer el campo quirúrgico.
NOTA: Solo se necesita cortar una pequeña parte de los músculos pectorales, y luego se recomienda una separación roma para exponer el corazón. - Incise el pericardio. Levantar la aurícula derecha con algodón estéril y ligar el RCA con un 8-0 estéril hilo de nylon con un rango de ligadura de 3-5 mm. Después de ligar el RCA, el ECG de monitoreo (plomo III) muestra la elevación del segmento ST.
NOTA: Debido a que el RCA del ratón es invisible, su ubicación anatómica debe confirmarse cuidadosamente. El miocardio del RV es mucho más delgado que el del LV. Por lo tanto, es difícil comprender la profundidad de la aguja insertada. Es fácil inducir bradicardia sinusal y bloqueo auriculoventricular si la profundidad de la aguja insertada es demasiado profunda y el rango de ligadura es demasiado grande.
- Haga una incisión de 1 cm de largo en la piel paralela a la tercera costilla derecha con tijeras oftálmicas. Determine el tercer intercostal nuevamente y asegure el espacio adecuado de acuerdo con el ángulo del esternón.
- Retire el algodón estéril y suture los músculos y la piel con un hilo de nylon estéril 5-0 para cerrar la incisión intercostal. Desinfecte la piel nuevamente con alcohol al 75% y use el ratón después de la cirugía.
NOTA: El músculo bien suturado es importante para evitar el aerotórax. Se coloca un tubo de drenaje estéril en la cavidad torácica hasta la finalización del cierre del tórax, y luego la cavidad torácica se evacua con una jeringa de inyección que conecta el tubo de drenaje.
NOTA: Después de la cirugía, los ratones se colocan en una almohadilla térmica. Se requieren analgésicos como la buprenorfina (0,1 mg/kg de peso corporal, inyección subcutánea) para reducir el dolor de los animales después de la cirugía. Las complicaciones esperadas son bradicardia sinusal y bloqueo auriculoventricular, y la tasa de mortalidad después de la cirugía es del 10-20%.
3. Evaluación ecocardiográfica de la función RV después de la cirugía
NOTA: Para la ecocardiografía, utilice una sonda MS400D con una frecuencia central de 30 MHz, conectada a un sistema de imágenes de ultrasonido de alta resolución (consulte la Tabla de materiales). El examen de ecocardiografía se realiza 4 semanas después de la cirugía.
- Anestesiar al ratón con 3% de isoflurano por inhalación.
- Coloque el ratón en posición supina en una plataforma ultrasónica para la fijación animal y el funcionamiento ultrasónico. Pegue sus garras al electrodo para obtener una grabación de ECG a través de un sistema conectado a la máquina ultrasónica.
- Monitorizar la frecuencia cardíaca a través del ECG y mantenerla entre 450-550 latidos/min ajustando la concentración anestésica entre el 1,5% y el 3%.
- Retire el vello del pecho del ratón con una crema depilatoria y aplique gel de ultrasonido en la piel del pecho.
- Ajuste la plataforma a la posición horizontal. Oriente el transductor paralelo a la pierna izquierda y obtenga la imagen del eje largo del ventrículo izquierdo. Gire la sonda 90° en el sentido de las agujas del reloj para obtener la vista de eje corto LV. Pulsa el botón Cine store para guardar las imágenes.
NOTA: La parte superior izquierda de la plataforma está inclinada en el punto más bajo. El ángulo de rotación de eje corto LV del transductor se mantiene mientras que el transductor está orientado hacia el hombro derecho del ratón. - Desplácese hacia abajo por el transductor verticalmente, manteniendo su posición sobre la parte superior del abdomen y por debajo del diafragma del ratón en modo B. Ajuste ligeramente la posición de la plataforma girando sus ejes X e Y hasta que el RV, la aurícula derecha (RA), la aurícula izquierda (LA) y el LV se vean claramente en la pantalla. Guarde imágenes apicales de cuatro cámaras presionando el botón Tienda Cine o Tienda Marco .
NOTA: El modo B se utiliza para mostrar la vista de dos dimensiones (2D) del corazón. - Presione M-mode; después de que aparezca la línea indicadora 2x, ubique la línea indicadora en el orificio de la válvula tricúspide para obtener el movimiento del plano anular tricúspide. Presione el botón Tienda Cine o Almacén de marcos para guardar datos e imágenes.
NOTA: M-mode significa modo de movimiento, que revela el movimiento del corazón o vaso en forma de curva. - Pulse el botón Medir para entrar en el modo de medición. Haga clic en el botón Medición de área para zonificar en RV y LV. Calcule el área de RV y LV para obtener la relación de área de RV a LV.
- Haga clic en el botón Línea de tiempo y haga dos líneas de base para definir el rango de movimiento del plano anular tricúspide durante los períodos sistólico y diastólico. Haga clic en el botón Distancia y mida la distancia entre dos líneas de base para obtener la excursión sistólica del plano anular tricúspide (TAPSE).
- Incline el lado izquierdo de la plataforma en el punto más bajo. Mantenga la sonda en un ángulo de 30° con respecto al eje horizontal a lo largo de la línea axilar anterior derecha. Gire los ejes X e Y de la plataforma para mostrar el RV.
- Presione el botón M-mode y localice la línea indicadora en el punto hiperecoico del tabique para obtener la imagen M-mode de la interfaz RV. Presione el botón Tienda Cine para guardar la imagen.
- Abra la imagen en modo M de la interfaz RV, presione el botón Medir para ingresar al modo de medición. Mida la distancia interna de RV al final de la diástole (RVIDd), la fracción de eyección de RV (RVEF) y el acortamiento de fracción de RV (RVFS) utilizando la herramienta de medición incorporada del sistema ecocardiográfico.
- Deje de administrar isoflurano y coloque el ratón sobre la almohadilla térmica durante 3-5 minutos hasta que recupere la conciencia. Después de eso, devuelva el ratón a su jaula con un ciclo de luz / oscuridad de 12 h.
4. Mediciones invasivas de la hemodinámica de RV
NOTA: La hemodinámica de RV se evalúa a través de cateterismo cardíaco derecho 4 semanas después de RVI. Se aplica un catéter 1.0 F junto con un sistema de monitoreo.
- Anestesiar al ratón con una inyección intraperitoneal de 50 mg/kg de pentobarbital sódico (ver Tabla de Materiales).
- Después de confirmar la desaparición del reflejo de retirada del pedal, mantenga el ratón en posición supina e inmovilícelo con cinta adhesiva.
- Afeitar el vello del pecho desde el ángulo esternal hasta la xifoidea. Desinfectar el área de operación con alcohol al 75%.
- Realice la intubación traqueal y establezca el parámetro del ventilador animal como se describe en los pasos 1.5.2-1.5.3.
- Haga una incisión bilateral de 1 cm en la piel por encima del proceso xifoide y transecte el diafragma y la costilla con tijeras oftálmicas para exponer el corazón.
- Punción de la pared libre del ventrículo derecho con una aguja de 32 G. Retire la aguja y presione la herida con algodón para detener el sangrado.
- Inserte la punta del catéter en el ventrículo derecho a través del sitio de la punción y empuje el catéter hacia adelante lentamente. Ajuste la posición de la punta para obtener una forma de onda de presión de RV típica que se muestra en un monitor y sistema de grabación.
NOTA: La vena yugular derecha también es una ruta apropiada para la medición hemodinámica. - Después de 10 min de estabilización, registre los datos de la presión arterial sistólica de RV (RVSBP), la presión diastólica final de RV (RVEDP) y RV dP / dt. Haga clic en el botón Seleccionar para seleccionar ciclos cardíacos para el cálculo y luego haga clic en el botón Analizar para calcular los valores medios de los ciclos seleccionados.
- Retire el catéter después de completar la grabación y luego colóquelo dentro de la solución salina normal.
- Eutanasiar al ratón con una inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico por sobredosis (150 mg/kg) y luego sacrificarlo por luxación cervical.
- Recoger el corazón y la tibia para el análisis histológico.
5. Yeso vascular coronario con un agente de fundición vascular
- Heparinizar el ratón con una inyección intraperitoneal de 200 UI/ml de heparina sódica a 2000 UI/kg (ver Tabla de Materiales).
- Anestesiar al ratón con una inyección intraperitoneal de 50 mg/kg de pentobarbital sódico.
- Coloque el animal en decúbito supino sobre la almohadilla e intuba para ventilación artificial siguiendo los pasos 1.5.2-1.5.3.
- Abra el tórax con tijeras quirúrgicas como se describe en el paso 4.5 y exponga el corazón.
- Haga una muesca de 3 mm con tijeras oftálmicas en las aurículas derechas y perfunda el corazón con 5 ml de solución salina normal a través del ápice cardíaco con un inyector.
- Bloquee la sangre de la aorta con una pinza aórtica y perfunda 0,1 ml de nitroglicerina (1 mg / ml) a través del ápice cardíaco con un inyector para dilatar la arteria coronaria.
- Prepare el reactivo fundido mezclando los ingredientes en el kit de acuerdo con las instrucciones del fabricante (consulte la Tabla de materiales).
NOTA: Se recomienda preparar el reactivo y la perfusión con solución salina normal y nitroglicerina simultáneamente para evitar el cierre microvascular. - Perfunda el corazón con 1 ml de reactivo de yeso a través del ápice cardíaco y espere 2-3 h.
- Erosionar el corazón con hidróxido de sodio al 50% durante 2-3 días y eliminar el tejido muscular o el tejido conectivo enjuagando con solución salina normal.
- Toma fotos debajo de una cámara.
PRECAUCIÓN: El reactivo de yeso es perjudicial para los ojos, la piel y las vías respiratorias. El hidróxido de sodio es corrosivo. Se requiere el uso de guantes protectores, gafas y una bata de laboratorio. El reactivo de fundición debe prepararse en una campana extractora de humos.
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Representative Results
En este estudio, los ratones fueron asignados al azar al grupo RVI (n = 11) o operación simulada (n = 11). El yeso coronario en 2 corazones de ratón normales se muestra en la Figura 1A. En respuesta a la ligadura RCA, se observó elevación del segmento ST en la derivación III del ECG (Figura 1B). Además, la tinción de cloruro de 2,3,5-trifenil tetrazolio (TTC) mostró que el área de infarto representa el 45% de la pared libre de RV a las 24 h postoperatorias (Figura 1C, D). Los datos anteriores indicaron la generación exitosa del modelo de ratón RVI.
Los registros de la vista del ápice de 4 cámaras (Figura 2A) y la vista de 2 cámaras en el eje corto del VI y las mediciones correspondientes de la ecocardiografía en modo M (Figura 2B) se realizaron a las 4 semanas después de la cirugía para evaluar la remodelación y la función del RV. En comparación con la del grupo simulado, la dimensión interna del RV al final de la diástole (RVIDd) aumentó en el grupo RVI (Figura 2C), y fue más de 2 veces en el grupo simulado (Figura 2A). La fracción de eyección de RV (RVEF), el acortamiento de la fracción de RV (RVFS) y la excursión sistólica del plano anular tricúspide (TAPSE) fueron significativamente más pequeñas en el grupo RVI que en el grupo simulado (Figura 2D-F). La relación de área RV/LV aumentó en aproximadamente un 50% en relación con el grupo simulado (Figura 2G).
Los ratones fueron sometidos a medición hemodinámica RV 4 semanas después de la cirugía. En el grupo RVI, RVSBP, dp/dt max, dp/dt min y la contractilidad de RV fueron significativamente menores. Al mismo tiempo, rvedp e índice τ (tau) fueron considerablemente más significativos que los del grupo simulado (Figura 3A-E).
Cuatro semanas después de la cirugía, los ratones fueron sacrificados. Un aneurisma de RV fue visible en el área infartada (Figura 4A). La relación peso cardíaco a peso corporal (HW/BW) y la relación peso cardíaco a longitud de tibia (HW/TL) en el grupo RVI fueron ligeramente mayores (sin significación estadística) que las del grupo simulado (Figura 4B, C). La tinción de Masson22 indicó fibrosis significativa en la pared libre de RV, y rara vez se produjo fibrosis en el tabique en el grupo RVI (Figura 4D, E). En contraste, algunos cardiomiocitos sobrevivientes estaban en el área del infarto (Figura 4F).
Figura 1: Cambios en la electrocardiografía (ECG) y tamaño del infarto después de la ligadura de la arteria coronaria derecha (A). (A) Imágenes representativas del yeso vascular coronario de ratón. Barra de escala = 4 mm. (B) Cambio de ECG de plomo III en respuesta a la ligadura RCA. (C) Imágenes representativas de la tinción de cloruro de 2,3,5-trifenil tetrazolio (TTC) (el blanco indica el área del infarto, el rojo indica tejido viable). Barra de escala = 4 mm. (D) Cuantificación del tamaño del infarto de miocardio de ratones RVI. Los datos se presentan como media ± SEM, *P < 0,01 vs. grupo simulado, n = 6 por grupo ( dos muestras t independientes). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Evaluación ecocardiográfica de la remodelación y función del ventrículo derecho (RV) en ratones sometidos a ligadura RCA. (A) Imágenes representativas en modo B en vista de cuatro cámaras 4 semanas después de la ligadura RCA; barra de escala = 2 mm. (B) Imágenes típicas del modo B en la interfaz del ventrículo derecho (superior) y el modo M correspondiente (inferior) que muestran tanto el VI como el RV a las 4 semanas después de la ligadura RCA; barra de escala = 2 mm. (C) DIMENSIÓN interna RV al final de la diástole (RVIDd). (D) Acortamiento de fracción RV (RVFS). (E) Fracción de eyección RV (RVEF). (F) Excursión sistólica del plano anular tricúspide (TAPSE). (G) Relación de área RV/LV. Los datos se presentan como media ± SEM. *P < 0,01 vs. grupo simulado, n = 6 por grupo ( dos muestras t independientes). VI: ventrículo izquierdo; RVI: infarto del ventrículo derecho. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Hemodinámica del ventrículo derecho (RV) a las 4 semanas después de la ligadura de la arteria coronaria derecha. (A) Se obtuvieron curvas de presión representativas con un catéter de presión. (B) Presión arterial sistólica del ventrículo derecho (RVSBP) y presión diastólica final del ventrículo derecho (RVEDP). (C) La tasa máxima y mínima de aumento de la presión RV (dp/dt max, dp/dt min). (D) Contractilidad de RV. (E) La constante de tiempo exponencial de la relajación rv (τ). *P < 0.01 vs. grupo simulado, n = 6 por grupo ( dos muestras t independientes). Los datos se presentan como media ± SEM. RVI, infarto ventricular derecho; RVP: presión ventricular derecha. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Resultados histológicos a las 4 semanas después de RVI. (A) Imágenes de todo el corazón representativo de la simulación y el grupo RVI (el círculo rojo indica la pared del infarto; la barra de escala = 3 mm). (B) Relación peso cardíaco/peso corporal (HW/BW), P = 0,0536 entre RVI y grupo simulado. (C) Relación HW a longitud de tibia (HW/TL), P = 0,1682 entre RVI y grupo simulado. (D) Representar imágenes de tinción de hematoxilina-eosina y tinción de Masson de secciones del corazón (barra de escala = 3 mm). (E) Resultados cuantitativos de la fibrosis miocárdica. (F) Imágenes representativas de tinción de Masson que muestran cardiomiocitos de supervivencia en el área del infarto (la imagen derecha (barra de escala = 100 μm) es un agrandamiento del tejido en la caja izquierda (barra de escala = 1 mm). *P < 0.01 vs. grupo simulado, n = 6 por grupo (dos muestras independientes de t-test). Los datos se presentan como media ± SEM. RVI, infarto ventricular derecho. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Sicard y sus colegas de Francia informaron por primera vez un modelo de ratón de RVI en 2019, que describió el proceso quirúrgico y se centró en la interacción entre LV y RV después de RVI9. Sin embargo, hasta la fecha, ningún estudio ha informado el uso de este modelo para estudios adicionales. Un procedimiento más detallado sería útil para que los investigadores utilicen el modelo de ratón de RVI para la investigación. A diferencia del informe de Sicard et al.9, proporcionamos información paso a paso para la generación de modelos y la estrategia para el control de calidad y evaluamos más a fondo la distribución anatómica de RCA, la hemodinámica de RV y la supervivencia de cardiomiocitos en el área del infarto. Un informe reciente demostró que los cardiomiocitos en el área del infarto juegan un papel esencial en la regeneración miocárdica23. La función rv en pacientes con RVI se recuperaría espontáneamente en 3-12 meses, incluso sin reperfusión16,24. Estos hallazgos sugieren que el modelo RVI de ratón ayudaría a buscar posibles objetivos terapéuticos para la insuficiencia cardíaca derecha o la regeneración cardíaca. Por lo tanto, es necesario popularizar el modelo.
Debido a la invisibilidad de RCA y la variación de la distribución de RCA, sería difícil para los operadores junior generar modelos RVI con tamaños de infarto estables. Para superar esta limitación, se recomienda controlar el nivel y el rango de ligadura y garantizar una elevación suficiente del segmento ST en el plomo II o III del ECG. El paso más crítico para generar con éxito un modelo RVI de ratón es localizar la estructura anatómica de RCA. Como se muestra en la Figura 1A, la ACR de ratón puede contener una arteria primaria o varias arterias paralelas; por lo tanto, el tamaño del infarto depende de cuántas arterias estén bloqueadas. Por lo tanto, intraoperatoriamente, la posición del RCA se puede confirmar de acuerdo con las características anatómicas de la vecina aurícula derecha y la vena visible. Los ratones RVI generalmente exhiben infarto de miocardio en la pared libre de RV. Aún así, el tabique también puede estar raramente involucrado si la arteria septal se origina en el RCA, como se muestra en la Figura 4D. El tabique puede ser irrigado en ratones por su propia rama de la arteria coronaria septal25 o una rama de RCA o LCA26,27. Después de ligar el RCA, el cambio clásico del ECG de la elevación del segmento ST en las derivaciones de EEG II o III es el estándar de oro para juzgar el éxito de RVI.
Dado que la dilatación de RV inducida por la ligadura RCA aumentaría la presión intrapericárdica y luego restringiría el llenado cardíaco, lo que resultaría en el agravamiento del trastorno hemodinámico 9,10, el pericardio debe romperse durante la operación. En contraste con la alta incidencia de ruptura cardíaca en ratones con ligadura de LCA, no se observó ruptura cardíaca en los ratones RVI. Sin embargo, la mortalidad quirúrgica debido al sangrado y el bloqueo auriculoventricular podría ser tan alta como el 50% para los principiantes, lo que se puede evitar disminuyendo la profundidad de perforación de la puntada con aguja y el rango miocárdico de la ligadura de sutura, reduciendo la posición de ligadura y la manipulación suave. Los técnicos experimentados en nuestro laboratorio pueden completar la generación de un modelo de ratón RVI en aproximadamente 30 minutos con una tasa de éxito del 80% al 90% calculada por la proporción de supervivencia de ratones con un tamaño de infarto significativo. El éxito de la operación se juzgó por la elevación instantánea del segmento ST en la derivación II o III del ECG después de la ligadura RCA, la tinción TTC negativa del miocardio en la1ª 24 h después de la cirugía y la dilatación de RV medida por ecocardiografía a los 3 días o 1 semana después de la cirugía. La elevación del ST en las derivaciones del ECG de la pared inferior y la dilatación ecocardiográfica de la RV a los 3 días después de la cirugía se pueden utilizar como criterios de inclusión para los estudios que utilizan el modelo RVI de ratón.
Durante el período de seguimiento de 4 semanas, se observaron bastantes cardiomiocitos sobrevivientes en el área de infarto de ratones RVI, lo que puede ser una base razonable para la investigación regenerativa. La remodelación de RV y la recuperación de la disfunción a las 4 semanas no se observaron después de RVI en este modelo, lo que sugiere que este modelo también es factible para la investigación básica sobre la remodelación e insuficiencia cardíaca derecha.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82073851 to Sun) y la Fundación Nacional de Ciencia Postdoctoral de China (2021M690074 a Lin).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride | Sigma | T8877 | For TTC staining |
| Animal Mini Ventilator | Havard | Type 845 | For artificial ventilation |
| Animal ultrasound system VEVO2100 | Visual Sonic | VEVO2100 | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| Batson’s #17 Anatomical Corrosion Kit | Polyscience Inc | 7349 | For vasculature casting |
| buprenorphine | Isoreag | 1134630-70-8 | For reduce the pain of mice after surgery |
| C57BL/6J mice + D29A1A2:D27 | Animal Center of South Medical University | - | For the generation of mouse RVI model |
| Camera | Sangnond | For taking photograph | |
| Cold light illuminator | Olympus | ILD-2 | Light for operation |
| electrocardiograph | ADI Instrument | ADAS1000 | For recording electrocardiogram |
| hair removal cream | Reckitt Benchiser | RQ/B 33 Type 2 | Remove mouse hair |
| Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1) | SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO | ALC-HTP-S1 | Heating |
| Hematoxylin-eosin dye | Leagene | DH0003 | Hematoxylin-eosin staining |
| Heparin sodium salt | Macklin | H837056 | For heparization |
| Isoflurane | RWD life science | R510-22 | Inhalant anaesthesia |
| Lab made spatula | Work as a laryngoscope | ||
| Lab made tracheal cannula | For intubation | ||
| Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer | Midmark Corporation | VIP 3000 | Anesthetization |
| Medical nylon suture (5-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 5-0 | For chest close |
| Microsurgical elbow tweezers | RWD life science | F11021-11 | For surgery |
| Microsurgical scissors | NAPOX | MB-54-1 | For arteriotomy |
| Millar Catheter | AD Instruments, Shanghai | 1.0F | Measurement of pressure gradient |
| MS400D ultrasonic probe | Visual Sonic | MS400D | Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque |
| needle forceps | Visual Sonic | F31006-12 | For surgery |
| nitroglycerin | BEIJING YIMIN MEDICINE Co | For dilating coronary artery | |
| Ophthalmic scissors | RWD life science | S11022-14 | For surgery |
| Pentobarbital sodium salt | Merck | 25MG | Anesthetization |
| PowerLab Multi-Directional Physiological Recording System | AD Instruments, Shanghai | 4/35 | Pressure recording |
| Precision electronic balance | Denver Instrument | TB-114 | Weighing scale |
| Silk suture (8-0) | Ningbo Medical Needle Co. | 6-0 | coronary artery ligation |
| Small animal microsurgery equipment | Napox | MA-65 | Surgical instruments |
| tissue forceps | Visual Sonic | F-12007-10 | For surgery |
| tissue scissor | Visual Sonic | S13052-12 | Open chest for hemodynamic measurement |
| Transmission Gel | Guang Gong pai | 250ML | preparation for Echocardiography measurement |
| Vascular Clamps | Visual Sonic | R31005-06 | For blocking blood from aorta |
References
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