Name: Sonication facilitée immunofluorescence de phase tardive embryonnaire et larvaire Drosophila tissus In Situ (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 10 s
Description: Apprenez une technique d'immunofluorescence par sonication pour visualiser les tissus embryonnaires et larvaires de Drosophila melanogaster. Cette méthode améliore la pénétration des anticorps sans dissection.

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Nous sommes reconnaissants à Ruth Lehman et Dorthea Godt qui a gracieusement fourni les anticorps Vasa et Embouteillage. Nous tenons à remercier le Stock Center Bloomington à l&#39;Université d&#39;Indiana pour maintenir les stocks prévus et le développement des études Hybridoma Banque élaborées sous les auspices de la NICHD et entretenus par l&#39;Université de l&#39;Iowa. Nous remercions tous les membres du laboratoire Wawersik pour leurs conseils et leur soutien. Ce travail a été financé par le Programme de subventions Monroe Scholars (AF et LB) et NSF accorder IOS0823151 (à MW).

1: Préparation d&#39;une cage de collecte <ol><li> Anesthésier les jeunes, les mouches fertiles avec du CO 2. Transfert mouches anesthésiés dans une cage. Pour obtenir un rendement optimal, utilisez 100-120 mouches adultes allant de 2-7 jours d&#39;âge à un ratio de 4: 1 femmes-hommes. Laisser vol une période d&#39;acclimatation appropriée, ~ 24 heures avant d&#39;obtenir l&#39;échantillon pour la fixation. Si la cage a été mis en place avec des femelles vierges accouplées à des mâles, une utilisation de 36 - période d&#39;acclimatation de 48 h. </li><li> Sur l&#39;extrémité ouverte de la cage, placer une plaque de gélose de jus de pommes préalablement préparée avec une goutte de taille dime de la pâte de levure dans le centre au-dessus de l&#39;ouverture de la cage. Ensuite, fixez avec du ruban adhésif. Sceller la jonction entre la plaque de gélose de jus de pomme et la cage avec du parafilm. </li><li> Placer la cage dans un récipient secondaire avec le jus de pomme plaque de gélose en tant que base et permettent de reproduire les mouches à une température définie pendant une période appropriée de temps tel que déterminé par l&#39;expérience. Remarque: Les temps de prélèvement d&#39;échantillons will varier. Par exemple, lors de la collecte des embryons à un stade avancé / larves L1 précoce (17 - 24 h), permettre à mouches pondent leurs œufs sur des plaques de gélose de jus de pomme pendant 7 heures à 25 ° C avant le vieillissement de l&#39;échantillon pendant 17 heures à 25 ° C. De même, pour une collection de mi-fin du premier stade larvaire (36-48 h) permettent mouches pondent des œufs pendant 12 heures à 25 ° C avant le vieillissement de l&#39;échantillon pendant 36 heures à 25 ° C. </li><li> Une fois la période terminée, appuyez sur la cage sur une table afin que les mouches tombent loin de la plaque de gélose de jus de pomme sans anesthésie. Remplacer rapidement la plaque utilisée par une nouvelle contenant une goutte de pâte de levure. Fixez la nouvelle plaque avec du ruban adhésif et du parafilm et stocker la cage avec du jus de pomme plaque de gélose comme base. </li><li> Retirez délicatement la chute de la levure de la plaque utilisée avec une spatule métallique. Placer le couvercle sur la plaque utilisée pomme de jus et permettent mis embryons à l&#39;âge si nécessaire expérimentalement. Remarque: Si le vieillissement des échantillons, des plaques peuvent être conservés à 25 ° C, sauf si des températures plus élevées sont experimentally requis. Des exemples de la façon d&#39;embryons pour la collecte sont décrites ci-dessus l&#39;âge (voir la note pour l&#39;étape 1.3). Retrait de la pâte de levure avant vieillissement échantillon est effectuée à empêcher les larves de ramper dans la levure et de briser l&#39;agar-dessous. L&#39;agar de jus de pomme et pâte de levure résidu restant à fournir des nutriments pour la croissance des larves. Lorsque des embryons fixés directement à la pâte de levure sont perdus à travers le retrait de la pâte de levure, cette perte est préférable de levure et de la gélose résidu de l&#39;échantillon qui peut réduire l&#39;efficacité de coloration. Faut-il choisir de ne pas retirer la pâte de levure, levure peut être liquéfié avec un tampon phosphate de Triton X-100 (PbTx), mélangé avec un pinceau, puis retiré de l&#39;échantillon avec un tamis cellulaire avant la fixation. </li></ol> 2 Fixation <ol><li> Une fois les embryons fixés sur la plaque de gélose jus de pomme ont vieilli au point de temps souhaité, utiliser un petit pinceau humidifié avec un tampon phosphate de Triton X-100 (PbTx) solution pour éliminer soigneusement échantillon de eplaque de e. Remarque: Les larves plus âgées sont mobiles et peuvent ramper sur l&#39;intérieur du couvercle. Cet échantillon peut être prélevé de façon similaire par élimination avec un pinceau. </li><li> Essuyer le pinceau de l&#39;échantillon chargé contre l&#39;arête intérieure face d&#39;un tamis cellulaire. Ensuite, rincer les parois de la crépine et le pinceau avec un vaporisateur contenant une solution PbTx. Placez un couvercle de boîte de Pétri sous le filtre pour capturer la solution PbTx. </li><li> Après tout l&#39;échantillon a été transféré à la passoire, verser suffisamment PbTx dans la crépine d&#39;augmenter l&#39;échantillon de la maille. Ensuite, soulevez le filtre et verser le contenu de la boîte de Pétri dans un conteneur de déchets liquides. </li><li> Répétez l&#39;étape 2.3 de trois fois pour éliminer les levures et volent déchets qui peuvent avoir été transférés avec l&#39;échantillon. </li><li> Verser suffisamment d&#39;eau de Javel à 50% (NaOCl) / eau (le trou DDH 2 O) solution dans le filtre à élever les larves au large de la maille. Laisser les larves de s&#39;asseoir dans une solution pendant 5 min. Ensuite, soulevez le filtre et versez til contenu de la boîte de Pétri dans un récipient à déchets. Remarque: Bleach est nécessaire uniquement dans les échantillons embryonnaires âgés de 0 à 22 heures afin de retirer la membrane chorionique. L&#39;application d&#39;eau de javel à des échantillons plus âgés peut être omis, mais son inclusion n&#39;est pas préjudiciable. Si omission est souhaitée, remplacer l&#39;eau de Javel dans cette étape avec PbTx. L&#39;eau de Javel diluée doit être utilisée dans les 24 heures de préparation de la solution. </li><li> Laver l&#39;échantillon dans la passoire avec PbTx en versant assez PbTx dans la passoire pour recueillir l&#39;échantillon large de la maille. Laisser l&#39;échantillon reposer dans la solution pendant 3 min. Ensuite, soulevez le filtre et verser le contenu de la boîte de Pétri dans un conteneur de déchets liquides. </li><li> Répétez l&#39;étape 2.6 cinq fois. </li><li> Tamponner le fond de la crépine de la cellule sèche, puis transférer l&#39;échantillon dans un flacon à scintillation contenant 1,75 ml de solution à l&#39;aide d&#39;un pinceau PEMS. </li><li> Travailler dans une hotte ventilée, ajouter 250 ul de formaldehyde à 37% et 8 ml d&#39;heptane de qualité réactif dans le flacon de scintillation. <br/&gt; Remarque: le formaldéhyde et l&#39;heptane sont dangereux. Pour des raisons de sécurité, continuera à travailler dans une hotte ventilée et porter des gants appropriés pour les étapes 2.9 à 3.3. </li><li> Amener le flacon à agiter à 200 tours par minute ou une vitesse modérée similaire pour 20 min. </li><li> Ajouter 10 ml de methanol à scintillation fiole sans enlever la phase aqueuse précédente et permettre à la fiole à secouer vigoureusement à 500 rpm pendant 1 min. Remarque: Le méthanol est dangereux. Continuer à travailler dans une hotte ventilée et porter des gants appropriés. </li><li> Retirer le flacon de secoueur et immédiatement verser le contenu dans un tamis cellulaire sur un récipient à déchets dans la hotte. Ajouter méthanol supplémentaire pour le flacon et courir à travers la crépine si nécessaire cellulaire pour s&#39;assurer que tout échantillon a été supprimé. Remarque: filtres cellulaires peuvent s&#39;écouler lentement. Pour y remédier, un toucher de tissu de laboratoire à la partie inférieure de la crépine de la cellule afin d&#39;aspirer la solution à travers le filtre plus rapidement. Le méthanol, le formaldéhyde, l&#39;heptane et doit êtreentreposés dans des contenants de déchets appropriés jusqu&#39;à ce que l&#39;élimination appropriée conformément aux directives institutionnelles. </li><li> Fond sec de filtre cellulaire en utilisant un tissu de laboratoire, puis utilisez un pinceau pour transférer l&#39;échantillon capturé dans la passoire à un tube de 1,5 ml contenant 0,5 ml de méthanol. Remarque: Si plusieurs flacons de scintillation sont en cours d&#39;utilisation, suivez les étapes 2.12 et 2.13 un flacon à la fois pour éviter échantillon de séchage sur tamis cellulaires. </li><li> Une fois que l&#39;échantillon a été ajouté au tube à centrifuger, éliminer le methanol avec une pipette. Assurer échantillon a déposé au fond du tube. </li><li> Rincer l&#39;échantillon dans le tube à centrifuger en ajoutant environ 0,5 ml de methanol à tube. Attendez échantillon à régler puis retirez du méthanol avec une pipette. </li><li> Répétez l&#39;étape 15 trois fois. </li><li> Ajouter 0,5 ml de methanol pour le tube, et ensuite stocker dans un congélateur à -20 ° C pour une utilisation ultérieure. </li></ol> 3. réhydratation et Préparation de l&#39;échantillon pour Immunocoloration <ol><li> Retirer le methanol du microtube avec une pipette, en laissant l&#39;échantillon dans le tube. Magasin méthanol déchets dans le conteneur de déchets approprié jusqu&#39;à ce que le temps de mise au rebut. Remarque: Pour améliorer l&#39;efficacité du traitement par ultrasons, n&#39;utilisent pas plus de 3 mm de l&#39;échantillon sont installés au fond du tube de 1,5 ml. L&#39;excès de l&#39;échantillon peut être transféré dans un tube séparé avec une pipette avant de commencer l&#39;étape de réhydratation ci-dessus. Coupe de la pointe de pipette avec une lame de rasoir stérile peut être utilisé pour éviter le colmatage de la pointe de pipette. </li><li> Ajouter 1,0 ml d&#39;un mélange méthanol / tampon phosphate Tween (PBTw) solution à 50% dans le tube et le rock pendant 3 min. </li><li> Enlever la solution de méthanol dans le conteneur des déchets et rincer avec 1,0 pi de PBTw deux fois. Après chaque rinçage, laisser l&#39;échantillon se déposer avant le soutirage PBTw avec une pipette. </li><li> Ajouter 1,0 ml de sérum-albumine bovine / tampon phosphate Tween (BBTw) mélanger le flacon et le rock. Après 3 min sur une bascule, permettre à la sample pour régler et retirer le BBTw avec pipette. </li><li> Répétez l&#39;étape 3.4 deux fois en prenant soin d&#39;enlever autant que possible BBTw sans perdre échantillon après le dernier lavage. </li><li> Ajouter 0,5 ml de BBTw au tube et placer le tube sur de la glace. </li></ol> 4 La sonication de l&#39;échantillon <ol><li> Réglez le dispositif de traitement ultrasonique à 10% d&#39;amplitude maximale et désigner un temps de fonctionnement de 2 sec sonication constante. Remarque: Ces paramètres sont spécifiques à l&#39;appareil à ultrasons indiqué dans les matériaux et les ustensiles de table et peuvent nécessiter l&#39;optimisation pour différentes sonicateurs. </li><li> Avant de sonication de l&#39;échantillon, nettoyer la sonde de sonication en plaçant la pointe de la sonde dans un tube conique de 50 ml remplie de déminéralisée sonique eau et course à nettoyer la sonde. Sonde de sonication à sec avec un tissu de laboratoire après course. </li><li> Plonger la sonde dans le tube à centrifuger contenant l&#39;échantillon afin qu&#39;il soit positionné environ 3 à 4 mm au-dessus de l&#39;échantillon et commencer à ultrasons. </li><li> Retirez le mTube icrocentrifuge et le placer sur de la glace pendant au moins 30 secondes pour dissiper la chaleur à partir de sonication et permettre à l&#39;échantillon se déposent au fond du tube à centrifuger. </li><li> Répétez les étapes 4.3 et 4.4 selon les besoins en fonction de l&#39;âge de l&#39;échantillon en cours de traitement. Remarque: Pour un volume d&#39;échantillon de sonication optimale, les embryons de moins de 17 heures ne nécessitent pas de traitement par ultrasons, mais celles entre 17 et 24 heures (stade 17 / début-L1) nécessitent deux sonications. Les larves entre 24 à 36 (début / mi-L1), 36-48 (mi / fin-L1), 48 - 60 (début / mi-L2) 60 - 72 (mi / fin-L2), 72-84 ( début-L3), 84-96 (début / mi-L3), 96-108 (mi / fin-L3) h nécessitent 5, 9, 11, 13, 15, 18, et 22 sonications respectivement. Voir discussion pour de plus amples précisions sur les temps de sonication. </li><li> Rincer BBTw deux fois avec 1,0 ml. Après chaque rinçage laisser l&#39;échantillon à régler avant de tirer hors BBTw avec une pipette. </li><li> Ajouter 1,0 ml de BBTw dans le flacon et le rock. Après 3 min sur la bascule, laisser l&#39;échantillon se régler et retirer le BBTw avec pipette. &lt;/ Li&gt; <li> Répétez l&#39;étape 4.7 deux fois. </li></ol> 5. Immunocoloration <ol><li> Bloquer échantillon par addition de 5% de sérum dilué dans BBTw normale au tube à centrifuger. Retirer le bloc après bascule pendant 1 heure. Remarque: Utilisez un sérum normal de l&#39;espèce dans laquelle les anticorps secondaires sont générés. </li><li> Diluer anticorps primaires de s&#39;approprier la concentration de travail dans 5% solution normale de sérum / BBTw. </li><li> Roche échantillon en solution d&#39;anticorps primaire O / N à 4 ° C ou pendant au moins 3 heures à température ambiante (22 ° C environ. Remarque: Les durées et les températures d&#39;incubation d&#39;anticorps peuvent varier. O / N incubation à 4 ° C et 3 heures à température ambiante est généralement suffisante. Cependant, une période d&#39;incubation de deux jours, peut améliorer la qualité de la teinture, en particulier avec des échantillons plus âgés ou lorsque des anticorps primaires de faible affinité sont utilisés. Incubations plus longues sont généralement effectuées à 4 ° C. Des considérations similaires doivent être prises lors de l&#39;utilisation des anticorps secondaires (voir 5.10). </li><li> Laisser l&#39;échantillon de s&#39;installer àfond du tube de centrifugeuse. Prélever des anticorps primaires avec pipette. Enregistrer anticorps pour la réutilisation, si désiré. </li><li> Rincer deux fois avec 1,0 ml de BBTw. Après chaque rinçage permet échantillon de régler avant de tirer hors BBTw avec une pipette. </li><li> Ajouter 1,0 ml de BBTw dans le flacon et le rock. Après 3 min sur la bascule, permet échantillon de régler et retirer BBTw avec pipette. </li><li> Répétez l&#39;étape 5.6 cinq fois. </li><li> Bloc échantillon par addition d&#39;une solution à 5% / BBTw de sérum normal de la microtube. Retirer le bloc après bascule pour 30 min à 1 h. Remarque: Cette étape de blocage supplémentaire n&#39;est pas nécessaire, mais peut améliorer la qualité de la coloration d&#39;anticorps spécifiques. </li><li> Diluer anticorps secondaires de s&#39;approprier la concentration de travail dans 5% solution normale de sérum / BBTw. </li><li> Enveloppez microtube dans une feuille d&#39;aluminium pour réduire la décoloration due à l&#39;exposition de la lumière. Roche échantillon dans une solution d&#39;anticorps secondaire pendant 12 à 48 heures à 4 ° C ou pendant au moins 3 heures à température ambiante (environ 22 ° C. </li><li> Laisser l&#39;échantillon à déposer au fond du tube de centrifugeuse. Prélever Anticorps secondaires à la pipette. </li><li> Rincer deux fois avec 1,0 ml de PBTw. Après chaque rinçage permet échantillon de régler avant de tirer au large de la PBTw avec une pipette. </li><li> Ajouter 1,0 ml de PBTw dans le flacon et le rock. Après 5 min sur la bascule, laisser l&#39;échantillon se régler et retirer le PBTw avec pipette. </li><li> Répétez l&#39;étape 5.13 trois fois. </li><li> OPTION: Ajouter DAPI dilué 1: 1000 dans PBTw. échantillon de roche enveloppé dans une feuille d&#39;aluminium pendant 3 min; puis retirez solution DAPI avec une pipette. Rincer cinq fois avec 1,0 ml de PBTw, permettant échantillon de régler avant de retirer PBTw avec pipette. </li><li> Ajouter 80 - 100 ul de 1,4-diazabicyclo [2.2.2] octane (DABCO) solution pour microtube et conserver à -20 ° C. Note: Un autre agent anti-décoloration à base de glycérol peut être remplacé par. </li></ol> Analyse 6. <ol><li> Avant de montage d&#39;échantillons sur des lames, ajouter un supplémentaire 5 - 10 pi de DABCO / p-phenylenediamine (PPD) antifade solution pour microtube. Remarque: l&#39;échantillon peut être ajouté à des diapositives sans dissection. ajouter le volume à une lame de l&#39;échantillon varie avec la taille de housse. Lorsque pipetage échantillon sur la glissière, la pointe de la pipette peut être coupé avec une lame de rasoir pour éviter échantillon cisaillement. Il est souvent utile d&#39;aligner l&#39;échantillon en rangées pour faciliter l&#39;analyse. L&#39;ajout de PPD en tant qu&#39;agent de antifade supplémentaire ne peut être tenu, mais peut empêcher photoblanchiment si les échantillons sont stockés à long terme. </li><li> Placez délicatement couvercle en verre glissement sur échantillon. Ensuite, lamelle fixer en place à l&#39;aide de vernis à ongles. </li><li> Voir monté échantillon en utilisant la microscopie de fluorescence. </li></ol>

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<li>Betschinger, J., Mechtler, K., Knoblich, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asymmetric+segregation+of+the+tumor+suppressor+brat+regulates+self-renewal+in+Drosophila+neural+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Asymmetric segregation of the tumor suppressor brat regulates self-renewal in Drosophila neural stem cells.</a> Cell. 124, 1241-1253 (2006).</li>
<li>Pereanu, W., Shy, D., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphogenesis+and+proliferation+of+the+larval+brain+glia+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Morphogenesis and proliferation of the larval brain glia in Drosophila.</a> Dev Biol. 283, 191-203 (2005).</li>
<li>Moraru, M. M., Egger, B., Bao, D. B., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+cell+identity%2C+morphology%2C+apoptosis+and+mitotic+activity+in+a+primary+neural+cell+culture+system+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Dev%22%5BJournal%5D)">Analysis of cell identity, morphology, apoptosis and mitotic activity in a primary neural cell culture system in Drosophila.</a> Neural Dev. 7, 14(2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole fournit un procédé pour cibler avec succès immunocoloration embryonnaire de Drosophila et tissus larvaires in situ, ce qui élimine la nécessité d&#39;une dissection. Selon les protocoles antérieurs pour la coloration des embryons précoces 1,2,3, la membrane chorionique est éliminé en utilisant 50% de javel (NaOCl). Les échantillons sont fixés dans du formol et du méthanol. Parce que la cuticule des larves provoque échantillon âgé de flotter, la totalité de l&#39;échantillon est ...

Embryons de drosophile et les larves fournissent un excellent modèle pour étudier les processus de développement dans de nombreux organes et tissus. L&#39;imagerie de cellules individuelles est souvent nécessaire dans ces études afin de déterminer les milieux complexes dans lesquelles les cellules se développent. La visualisation des cellules dans les tissus peut être réalisée par coloration immunologique. Bien décrits immunomarquage protocoles existent pour les tissus embryonnaires de drosophile &lt;17 h après la ponte (AEL) 1-3. Cependant, une protection formes de la cuticule vers la fin de l&#39;embryogenèse, empêchant la pénétration d&#39;anticorps efficace. Ainsi, ces protocoles immunocoloration sont inefficaces dans l&#39;analyse des tissus d&#39;embryons à un stade avancé et dans les étapes ultérieures du développement larvaire (1er stade (L1), 2 ème stade (L2), et 3 e stade (L3)). Cette inefficacité impose un obstacle à notre compréhension des processus dynamiques qui se produisent pendant cette période de développement prolongée 4. Tissue dissection est une technique largement utilisée pour contourner cette barrière 5-7. Cependant, la dissection peut se révéler inefficace. L&#39;extraction peut être encombré par la difficulté à trouver ou à isoler l&#39;embryon et les tissus des larves. En outre, l&#39;élimination physique des tissus cibles peut causer des dommages par les rompre ou en omettant de les extraire dans leur intégralité. La sonication est une méthode qui utilise des ondes sonores pour perturber les interactions intermoléculaires. Elle a été utilisée pour perturber l&#39;intégrité de la cuticule des larves de Drosophila immunocoloration pour développer des types cellulaires neuronaux 6. Ce protocole a été adapté pour immunocoloration embryonnaire à un stade avancé et les gonades des larves, qui peuvent être aussi petites que 50 microns de diamètre 8-10. Grâce à ces études, le processus de cellules souches de la lignée germinale (CGC) formation masculine de niche a été caractérisé à un stade avancé embryons de drosophile 8-10 et les mécanismes régulant le développement des cellules souches et difdifféren- à un stade avancé gonades embryonnaires et les larves ont été élucidée 9-12. Ainsi, la sonication fournit une alternative efficace à la dissection de tissu qui peut être difficile en raison de la taille des tissus. En outre, il permet l&#39;immunomarquage des tissus de Drosophila in situ, ce qui laisse les cellules dans le cadre de l&#39;ensemble de l&#39;organisme et le maintien de la morphologie in situ. Ici, nous décrivons un protocole étape par étape pour la fluorescence immunomarquage de l&#39;embryon à un stade avancé grâce à début / mi-L3 tissus in situ. Analyse de la drosophile gonadique et le tissu nerveux est représenté dans les résultats représentatifs pour démontrer l&#39;efficacité de ce protocole. De plus, ce protocole d&#39;immunocoloration peut être adapté pour analyser d&#39;autres tissus de Drosophila ainsi que des tissus chez d&#39;autres organismes par une cuticule externe.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Tableau 1 : Réactifs et tampons</td></tr><tr><td>Tampon phosphate Triton X-100 (PBTx)</td><td></td><td></td><td>Pour 5 L : 500 ml PBS 10X, 4,45 L ddH2O, 50 ml Triton 10 %. Magasin chez RT.</td></tr><tr><td>Tampon phosphate salin 10X (PBS 10X)</td><td></td><td></td><td>Pour 1 L en dH2O : 80 g NaCl, 2 g KCl, 14,4 g Na2HPO4, 2,4 g KH2PO4. Ajoutez des composants et remplissez jusqu’au volume approprié. Conserver à 4 °C.</td></tr><tr><td>Triton 10 %</td><td></td><td></td><td>Pour 50 ml : 5 ml de Triton, 5 ml de PBS 10X, 45 ml de ddH2O. Rock à mélanger. Magasin chez RT.</td></tr><tr>Tuyaux <td>PEMS</td><td></td><td></td><td>0,1 m (pH 6,9), 2,0 mM MgSO4, 1,0 mM EGTA. Magasin chez RT.</td></tr><tr><td>Tuyaux</td><td></td><td></td><td>Pour 400 ml d’une solution 0,25 M (pH 6,9) : 30,24 g Tuyaux dH20 NaOH. Dissoudre les pipes dans 300 ml de dH2O, puis ajuster à pH 6,9 avec du NaOH. Porter le volume total à 400 ml avec dH2O et autoclave. Magasin chez RT.</td></tr><tr><td>Formaldéhyde</td><td></td><td></td><td>37 % de formaldéhyde en poids dans du méthanol. Conservez le mélange de déchets de formaldéhyde, d’heptane et de méthanol dans un récipient hermétiquement fermé dans une hotte avant de l’éliminer conformément aux directives de l’établissement.</td></tr><tr><td>Heptane</td><td></td><td>CAS 142-82-5</td><td>n-Heptane. Conservez le mélange de déchets de formaldéhyde, d’heptane et de méthanol dans un récipient hermétiquement fermé dans une hotte avant de l’éliminer conformément aux directives de l’établissement.</td></tr><tr><td>Méthanol</td><td></td><td>CAS 67-56-1</td><td>Stocker chez RT. Stocker le formaldéhyde, l’heptane et le mélange de déchets de méthanol dans un récipient hermétiquement fermé dans une hotte avant de l’éliminer conformément aux directives de l’établissement.</td></tr><tr><td>Tampon phosphate Tween (PBTw)</td><td></td><td></td><td>Pour faire 1 L : 100 ml de PBS 10X, 890 ml de ddH2O, 10 ml de Tween 10 %. Filtrer la stérilisation après avoir ajouté tous les composants. Conserver à 4 °C.</td></tr><tr><td>Tween 10 %</td><td></td><td></td><td>Pour 50 ml : 5 ml de Tween, 5 ml de PBS 10X, 40 ml de ddH2O. Rock à mélanger. Magasin chez RT.</td></tr><tr><td>Tampon albumine/phosphate sérique bovine Tween (BBTw)</td><td></td><td></td><td>Pour faire 1 L : 100 ml de PBS 10X, 890 ml de ddH2O, 10 ml de Tween 10 %, 1 g d’albumine sérique bovine (BSA). Ajouter du BSA puis stériliser à l’aide d’un 0,2 &mu ; Unité de filtration sous vide M. Conserver à 4 °C.</td></tr><tr><td>Sérum de chèvre normal (NGS)</td><td>ackson ImmunoResearch Laboratories</td><td>005-000-121</td><td>Pour faire 10 ml : Sérum de chèvre normal 10 ml ddH2O. Ajouter du ddH2O à la fiole de NGS et stériliser à l’aide d’un 0,2 &mu ; Filtre M Syrninge. Stocker les aliquotes à -20 °C.</td></tr><tr><td>1,4-diazabicyclo[2.2.2]octane (DABCO)</td><td></td><td>CAS : 281-57-9</td><td>Pour faire 100 ml : 25 ml de ddH2O, 1 ml de Tris HCl (1M, pH 7,5), 2,5 g de DABCO solide, 3,5 ml de 6N HCl, 250 &mu ; l 10N NaOH, 70 ml de glycérol. Dans un bécher de 250 ml avec agitateur, ajoutez ddH2O, Tris HCl et DABCO. Remuez puis ajoutez du HCl 6N, du NaOH 10 N et du glycérol. Ajouter ensuite 10N de NaOH goutte à goutte jusqu’à ce que la solution atteigne un pH de 7,5. Aliquote. Stocker les aliquotes à -20 °C.</td></tr><tr>Solution <td></td><td></td><td>de DABCO + p-phénylènediamine (PPD)</td><td>1,765 ml de NaHCO3, 0,353 Na2CO3, 0,02 g de PPD (CAS : 106-50-3). Dissoudre la PPD dans les solutions NaHCO3 et NaCO3. Ajouter 60 &mu ; l de solution PPD à 500 &mu ; l de DABCO. Stocker les aliquotes à -20 °C.</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>Pour faire ~200 assiettes : 45 g de gélose (CAS#9002-18-0), 45 g de sucre cristallisé (du commerce), 500 ml de jus de pomme (du commerce), 15 ml de Tegosept 10 %, 1,5 ml de ddH2O. Ajouter la gélose à la ddH2O dans une fiole de 4 L puis faire cuire à l’autoclave pendant 30 min. Mélanger le jus de pomme et le sucre sur une plaque à mélanger chauffée. Ajouter graduellement le mélange de jus de pomme à l’agar autoclave. Mélanger sur une plaque d’agitation chauffée puis aliquote des volumes de 10 ml dans des boîtes de Pétri de 35 mm et laisser reposer à RT pour solidifier. Conserver à 4 °C.</td></tr><tr><td>Tegosept 10 %</td><td></td><td></td><td>Pour faire 100 ml : 10 g de Tegosept, 100 ml d’éthanol. Stocker les aliquotes à -20 °C.</td></tr><tr><td>Pâte de</td><td></td><td></td> levure~<td>50 g de levure active sèche. Ajouter graduellement le ddH2O dans le bécher contenant la levure tout en remuant jusqu’à l’obtention d’une consistance pâteuse. Conserver à 4 °C.</td></tr><tr><td colspan="4">Tableau 2 : Matériaux de coloration</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>D3571</td><td>1:1000, stock à 5 mg/ml.</td></tr><tr><td>Lapin anti-Vasa</td><td></td><td></td><td>1:250, un cadeau de Ruth Lehmann.</td></tr><tr><td>Souris anti-fasciclin III</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td><td>7G10</td><td>1:10</td></tr><tr><td>Souris anti-1B1</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td><td>1B1</td><td>1:4</td></tr><tr><td>Guniea pig anti-Traffic Jam</td><td></td><td></td><td>1:2500, un cadeau de Dorthea Godt (Li et al, 2003).</td></tr><tr><td>Souris anti-Prospero</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td><td>Prospero MR1A</td><td>1:10</td></tr><tr><td>Rat anti-Elav</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td><td>7EBA10</td><td>1:30</td></tr><tr><td>souris anti-Repo</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td><td>8D12</td><td>1:10</td></tr><tr><td>Chèvre anti-lapin Alexa546</td><td>Invitrogen</td><td>A11010</td><td>1:500</td></tr><tr><td>Chèvre anti-souris Alexa488</td><td>Invitrogen</td><td>A11029</td><td>1:500</td></tr><tr><td>Chèvre anti-guniea cochon Alexa633</td><td>Invitrogen</td><td>A21105</td><td>1:500</td></tr><tr><td>Chèvre anti-rat Alexa488</td><td>Invitrogen</td><td>A11006</td><td>1:500</td></tr><tr><td colspan="4">Tableau 3 : Matériaux et équipement</td></tr><tr><td>Cages à mouches</td><td>Fabriquées à la main ; Genesee Scientific Corporation</td><td>Sans objet ; Bouteilles : 32-130 ; Cage préfabriquée : 59-101</td><td>Fabriqué en découpant un tube acrylique coulé transparent (1 3/4 pouce de diamètre) en segments de 4 pouces de haut avec une scie à onglets composée à 400 tr/min. Écran en acier inoxydable ultrafin (a été fixé à une extrémité de la cuve avec de la colle acrylique. Une autre méthode utilisant une bouteille de nourriture pour mouches vide peut être trouvée dans Drosophila Protocols ISBN 0-87969-584-4. Les cages peuvent également être achetées auprès de la Genesee Scientific Corporation.</td></tr><tr><td>Sonicateur : Sonificateur numérique Branson 250</td><td>Modèle Branson : Sonificateur numérique Branson 250</td><td></td><td></td> Sonde sonificatrice</tr><tr><td></td><td>Branson</td><td>Modèle # : 102C (CE)</td><td>EDP : 101-135-066 ; S/N : OBU06064658</td></tr><tr><td>Filtre à seringue</td><td>Nalgene</td><td>190-25-20</td><td>0.2 &mu ; m cellulose, filtre à membrane d’acétate</td></tr><tr><td>Système d’imagerie : Microscope confocal à disque rotatif avec source lumineuse multichromatique, caméra CCD numérique et logiciel d’imagerie</td><td>Microscope : Olympus, Source lumineuse : Lumen Dynamics, Caméra : Q-Imaging, Logiciel d’imagerie : Intelligent Imaging Inc.</td><td></td><td>Microscope : BX51 équipé d’un disque rotatif DSU, Source lumineuse : X-Cite 120Q, Caméra : RETIGA-SRV, Logiciel d’imagerie : Slidebook 5.0</td></tr><tr><td>Unité de filtre à vide</td><td>Nalgene</td><td>450-0020</td><td>0.2 &mu ; M Filtre à membrane en nitrate de cellulose</td></tr></tbody></table>

sonication facilitée immunofluorescence de phase tardive embryonnaire et larvaire<em&gt; drosophila</em&gt; tissus<em&gt; in situ</em

Sonication-facilitated Immunofluorescence Staining of Late-stage Embryonic and Larval Drosophila Tissues In Situ

Les études réalisées chez Drosophila melanogaster embryons et des larves donnent un aperçu essentiel dans les processus de développement tels que la spécification du destin cellulaire et l&#39;organogenèse. Immunomarquage permet la visualisation de tissus et organes en développement. Cependant, une cuticule protectrice qui se forme à la fin de l&#39;embryogenèse empêche la pénétration des anticorps dans des embryons à un stade avancé et des larves. Bien que la dissection avant immunomarquage est régulièrement utilisé pour analyser les tissus des larves de drosophile, il s&#39;avère inefficace pour certaines analyses parce que les petits tissus peuvent être difficiles à localiser et isoler. Le traitement par ultrasons offre une alternative à la dissection dans les protocoles de larves de drosophile immunomarquage. Il permet d&#39;obtenir rapidement un traitement simultané d&#39;un grand nombre d&#39;embryons à un stade avancé et des larves et maintient la morphologie situ. Après fixation dans le formol, un échantillon est soumis à une sonication. L&#39;échantillon est ensuite soumis à une coloration immunologique spécifique de l&#39;antigène avec ant primaireet ibodies Anticorps secondaires marqués par fluorescence pour visualiser types de cellules cibles spécifiques et des protéines par microscopie de fluorescence. Au cours du processus de sonication, une mise en place correcte de la sonde de sonication ci-dessus de l&#39;échantillon, ainsi que la durée et l&#39;intensité de la sonification, est critique. Modifications mineures supplementaires aux protocoles d&#39;immunomarquage standard peuvent être nécessaires pour les taches de haute qualité. Pour les anticorps ayant un faible rapport signal à bruit, de plus longs temps d&#39;incubation sont typiquement nécessaires. Comme une preuve de concept pour ce protocole de traitement par ultrasons facilitée, nous montrons immunomarquages ​​de trois types de tissus (testicules, ovaires, et des tissus neuronaux) à une série de stades de développement.

Pour démontrer l&#39;efficacité de l&#39;immunomarquage base ultrasons dans l&#39;analyse de l&#39;embryon à un stade avancé et les tissus des larves in situ, les embryons de type sauvage et des larves ont été traitées pour immunomarquage des testicules, des ovaires, et le tissu neural. Les échantillons ont été imagées par microscopie à foyer commun et les résultats représentatifs sont présentés (figure 1 et figure 2). Les résultats montrent que le protocole décrit est efficace...

L’immunomarquage est une technique efficace pour visualiser des types de cellules et des protéines spécifiques dans les tissus. En utilisant la sonication, le protocole décrit ici réduit la nécessité de disséquer les tissus de Drosophila melanogaster des embryons et des larves à un stade avancé avant l’immunomarquage. Nous fournissons une méthodologie efficace pour l’immunomarquage des larves de montures entières fixées au formaldéhyde.

Sonication facilitée immunofluorescence de phase tardive embryonnaire et larvaire<em&gt; Drosophila</em&gt; tissus<em&gt; In Situ</em

Studies performed in Drosophila melanogaster embryos and larvae provide crucial insight into developmental processes such as cell fate specification and ...

L'objectif général de cette procédure est de visualiser ou d'analyser les tissus chez C two par microscopie de fluorescence après sonication. Cela est réalisé en premier lieu en collectant des échantillons embryonnaires et larvaires, puis en les fixant à l'aide de formaldéhyde, d'heptane et de méthanol. La deuxième étape consiste à soniquer l'échantillon fixé afin de retirer la cuticule et permettre la pénétration des anticorps. Ensuite, l'échantillon est soumis à une immunomarquage avec des anticorps primaires et des anticorps secondaires fluorescents. La dernière étape consiste à monter l'échantillon dans une solution anti-fade à base de glycérol. Enfin, une microscopie confocale ou une microscopie en épifluorescence est utilisée pour visualiser le tissu en développement ainsi que l'expression et la localisation des protéines.L'avantage principal de cette technique par rapport à d'autres méthodes telles que la dissection tissulaire est qu'elle permet la visualisation in situ d'une variété de tissus en développement. En général, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés car l'étape de sonication dépend de plusieurs facteurs pour atteindre une efficacité maximale, notamment le positionnement adéquat de la sonde de sonication. La procédure sera démontrée par Ashley Fiddler et Lauren Bole, deux étudiantes chercheuses talentueuses de mon laboratoire.Pour commencer l'expérience, retirez soigneusement les embryons prélevés sur une plaque d'agar à l'aide d'un petit pinceau humidifié avec une solution tampon phosphate Triton X-100 ou PBTX. Ensuite, essuyez le pinceau chargé d'échantillon contre la crête interne d'un tamis cellulaire. Placez un couvercle de boîte de Pétri sous le tamis cellulaire.Ensuite, rincez le pinceau et les parois du filtre à cellules avec un flacon pulvérisateur contenant du PBTX. Une fois l'échantillon transféré dans le filtre, versez suffisamment de PBTX dans le filtre pour soulever l'échantillon au-dessus de la maille. Répétez cette étape trois fois pour éliminer les levures et les déchets de drosophiles, puis retirez le PBTX.Ensuite, verser la solution d'eau de Javel à 50 % dans la passoire et laisser les larves reposer dans la solution pendant cinq minutes. Puis, retirer la solution. Rincer ensuite l'échantillon avec du PBTX et laisser l'échantillon reposer dans la solution pendant trois minutes.Répétez l'étape cinq fois, puis séchez le fond du tamis cellulaire. Utilisez ensuite un pinceau humidifié avec du PBTX pour transférer l'échantillon dans un flacon de scintillation contenant 1,75 millilitre de pems. Dans une hotte, ajoutez 250 microlitres de formaldéhyde à 37 % et huit millilitres de réactif de qualité analytique.Ajouter de l'heptane dans le flacon de scintillation et agiter le flacon à 200 tr/min pendant 20 minutes. Puis ajouter 10 millilitres de méthanol dans le flacon de scintillation sans retirer la phase aqueuse et agiter vigoureusement à 500 tr/min. Après agitation, verser immédiatement le contenu dans un tamis de cellule placé au-dessus d'un récipient pour déchets liquides.Ajoutez du méthanol supplémentaire dans le flacon et faites passer le contenu à travers le filtre cellulaire. Pour vous assurer que tout l'échantillon a été retiré, essuyez le fond du filtre cellulaire avec un tissu de laboratoire.Ensuite, utilisez un pinceau pour transférer l'échantillon du tamis vers un tube de microcentrifugeuse de 1,5 millilitre contenant 0,5 millilitre de méthanol. Attendez que l'échantillon se dépose. Puis retirez le méthanol à l’aide d’une pipette et remplacez-le par un nouvel aliquot de 0,5 millilitre de méthanol.Répétez cette étape trois fois et ajoutez au final 0,5 millilitre de méthanol dans le tube avant de le conserver à moins 20 degrés Celsius. Pour une utilisation ultérieure, retirez l'échantillon stocké du congélateur et éliminez le méthanol à l’aide d’une pipette. Ajoutez ensuite un millilitre d’une solution de tampon phosphate à 50 % de méthanol contenant du Tween (PBTW) dans le tube, puis agitez doucement le tube pendant trois minutes.Ensuite, rincez l'échantillon avec un millilitre de PBTW deux fois, en laissant l'échantillon se déposer avant d'aspirer le PBTW à l'aide d'une pipette. Ajoutez 1,0 millilitre de tween tamponné au phosphate d'albumine de sérum bovin, ou BBTW, dans le flacon, puis agitez doucement pendant trois minutes. Laissez l'échantillon se déposer et retirez le BBTW à l'aide d'une pipette. Répétez cette étape deux fois.Veiller à éliminer autant que possible le BBTW sans perdre aucun échantillon. Ensuite, ajouter 0,5 millilitre de BBTW dans le tube et le placer sur de la glace. Puis régler le sonicateur à 10 % d'amplitude maximale et une durée de fonctionnement de deux secondes en mode continu, nettoyer la sonde du sonicateur en plongeant son extrémité dans un tube conique de 50 millilitres rempli d'eau déionisée et activer le sonicateur.Ensuite, séchez la sonde de sonication avec un mouchoir de laboratoire. Plongez la sonde dans le tube, à trois ou quatre millimètres au-dessus de l'échantillon, puis démarrez la sonication. Retirez ensuite le tube et placez-le sur de la glace pendant 30 secondes afin d'éviter une surchauffe due à la sonication, et permettez à l'échantillon de se déposer au fond du tube.Répétez cette étape selon l'âge de l'échantillon après la sonication. Rincez l'échantillon deux fois avec un millilitre de BBTW. Après chaque rinçage, laissez l'échantillon se déposer avant de retirer le BBTW à l’aide d’une pipette, puis ajoutez un millilitre de BBTW dans le flacon et placez-le sur un agitateur rotatif.Après trois minutes, laissez l'échantillon se décanter et retirez le BBTW à l'aide d'une pipette. Répétez ensuite cette étape deux fois. Bloquez l'échantillon avec 0,5 millilitre de sérum normal à 5 % dilué dans du BBTW ajouté au tube, puis placez l'échantillon sur un agitateur rotatif pendant une heure à température ambiante.Ensuite, ajoutez 0,5 millilitre de solution d'anticorps primaire et agitez l'échantillon toute la nuit à quatre degrés Celsius, puis laissez l'échantillon se déposer au fond du tube. Aspirez ensuite les anticorps primaires à l’aide d’une pipette et rincez deux fois avec un millilitre de BBTW. Ajoutez un millilitre de BBTW dans le flacon, puis placez-le sur un agitateur pendant trois minutes.Ensuite, retirez le BBTW à l’aide d’une pipette et répétez cette étape cinq fois. Bloquez l’échantillon avec une solution de sérum normal à 5 % dans du BBTW et agitez doucement pendant 30 minutes. Puis, retirez la solution.Ajouter l'anticorps secondaire dilué dans une solution de sérum normal à 5 % dans du BBTW et envelopper le tube dans du papier d'aluminium. Incuber l'échantillon toute la nuit en agitation à quatre degrés Celsius. Retirer les anticorps secondaires à l'aide d'une pipette et rincer l'échantillon deux fois avec un millilitre de PBTW.Ensuite, ajoutez un millilitre de PBTW dans le flacon et placez-le sur un agitateur rotatif pendant cinq minutes. Laissez ensuite l'échantillon se décanter et retirez le PBTW à l'aide d'une pipette. Répétez cette étape.Effectuez trois étapes. Ajoutez 80 à 100 microlitres de solution DAB co dans le tube et conservez-le à moins 20 degrés Celsius. Enfin, pour monter l'échantillon, utilisez cinq à 10 microlitres de dab BCO p lène diamine, ou PPD anti-fade.Ensuite, observez-le par microscopie à fluorescence. Ces projections Z de quatre coupes confocales démontrent l'efficacité du protocole pour visualiser les caractéristiques morphologiques ainsi que les cellules individuelles chez C deux au cours des stades embryonnaires tardifs jusqu'aux débuts et milieux du troisième stade larvaire du développement de drosophila. Le développement des testicules constitue un système particulièrement adapté pour illustrer l'efficacité du protocole, car la maturation des testicules est dynamique tout au long du développement larvaire.Ces images mettent en évidence les cellules germinales en rouge et les cellules du hub ainsi que les zones FU en vert, sur des sections uniques de type confocal de cerveaux en milieu de troisième stade larvaire. Coloration immunohistochimique des cellules mères ganglionnaires, des neurones indifférenciés en vert, ainsi que des neurones immatures et primaires. En rouge, on observe une coloration intense avec des profils d'expression distincts dans les lobes cérébraux et la corde nerveuse ventrale, selon l'orientation du montage. L'imagerie permet de visualiser le tissu cérébral depuis la surface dorsale, la surface ventrale ou en coupe sagittale.Cette technique in situ deux permet aux biologistes d'explorer le développement d'organes lors de la morphogenèse tissulaire chez des organismes dont la cuticule protectrice empêche la pénétration des anticorps. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment soniquer et réaliser une immunomarquage sur des échantillons d'œsophage embryonnaires et larvaires à un stade tardif afin de visualiser les tissus en développement chez C two. N'oubliez pas que manipuler le formaldéhyde, l'heptane et le méthanol peut être extrêmement dangereux et que des précautions, telles que travailler sous une hotte, doivent être prises.Le port de gants appropriés et d'une blouse de laboratoire doit toujours être respecté lors de la réalisation de cette procédure.

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Mésoscopique de fluorescence de tomographie opère au-delà des limites de la pénétration des tissus sectionnement microscopie à fluorescence. La technique est basée sur la multi-projection de l'illumination et une description de transport des photons. Nous démontrons in vivo du corps entier de visualisation 3D de la morphogenèse des ailes exprimant la GFP dans les disques...

Mésoscopique fluorescence tomographie pour In vivo L&#39;imagerie du développement Drosophile</em

Hémocytes drosophile se dispersent sur ​​l'ensemble de l'embryon en développement. Ce protocole démontre comment monter et à l'image de ces migrations à partir d'embryons avec les hémocytes marqués par fluorescence.

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L&#39;immunohistochimie drosophile Abdomen Nymphe

Nous décrivons ici un ensemble de montage...

Toute Mont ARN fluorescent<em&gt; In situ</emHybridation&gt; d&#39;<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryons

Un protocole d’immunomarquage complet sur des embryons de pucerons est présenté, dans lequel les conditions critiques pour diminuer la coloration de fond et augmenter la perméabilité tissulaire sont abordées. Ces conditions sont spécifiquement développées pour la détection efficace de l’expression des protéines dans les tissus embryonnaires des pucerons.

Identification des conditions critiques pour Immunocoloration dans le puceron du pois embryons: L&#39;augmentation de la perméabilité des tissus et la diminution de la coloration de fond

L'imagerie de la morphogenèse des embryons d'insectes avec la microscopie de fluorescence à base de feuille de lumière est devenu état de la technique. Ce protocole décrit et compare trois techniques de montage appropriées pour les embryons Tribolium castaneum, introduit deux nouvelles lignées transgéniques sur mesure bien adapté pour l' imagerie en direct, discute des contrôles de qualité essentiels et indique les limites expérimentales actuelles.

Feuille à base de lumière de la vie Microscopie Fluorescence ou fixe et Stained<em&gt; Tribolium castaneum</em&gt; embryons

Le protocole d’ARN décrit in situ hybridation permet la détection de l’ARN dans des embryons de drosophile entiers ou tissus disséqués. À l’aide de microplaques 96 puits et amplification de signal tyramide, transcriptions peuvent être détectées à un débit, sensibilité et haute résolution et à un coût relativement faible.

Hybridation fluorescente In Situ haute résolution dans des embryons de drosophile et tissus à l’aide d’Amplification de Signal Tyramide

Ici, nous décrivons un protocole pour la détection et la localisation de la protéine embryonnaire et de l’ARN de la drosophile , de la collecte à la pré-intégration et à l’intégration, à l’immunocoloration et à l’hybridation in situ de l’ARNm.

Protocole d’immunohistochimie et de distribution in situ de l’ARN au sein de l’embryon précoce de drosophile

Ici, nous fournissons un protocole de dissection nécessaire pour représenter en direct la gonade mâle embryonnaire tardive de la drosophile . Ce protocole permettra d’observer des processus cellulaires dynamiques dans des conditions normales ou après manipulation transgénique ou pharmacologique.

Dissection et imagerie en direct de la drosophile embryonnaire tardive Gonad

Ce protocole décrit le marquage et l’injection par fluorescence personnalisés à base d’anticorps dans les embryons précoces de drosophile pour permettre l’imagerie en direct de protéines de faible abondance ou de modifications post-traductionnelles difficiles à détecter à l’aide des approches traditionnelles GFP/mCherry-tag.

Visualisation des protéines de faible abondance et des modifications post-traductionnelles dans des embryons de drosophile vivants par injection d’anticorps fluorescents

Ces protocoles décrivent comment caractériser l’organisation et la fonction d’occllusion des jonctions septates plissées dans l’épithélium embryonnaire de Drosophila et mutant.

Expériences d’immunocoloration et de pénétration de colorants pour définir les protéines de jonction septate plissée du noyau dans les épithélios embryonnaires de Drosophila

Apprenez une technique d'immunofluorescence par sonication pour visualiser les tissus embryonnaires et larvaires de Drosophila melanogaster. Cette méthode améliore la pénétration des anticorps sans dissection.

Sonication facilitée immunofluorescence de phase tardive embryonnaire et larvaire

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