Name: Diffusion dimagerie dans la moelle épinière cervicale Rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 46 s
Description: Découvrez l'IRM de diffusion in vivo de la moelle épinière chez le rat pour caractériser la microstructure tissulaire. Cette méthode optimise les séquences d'imagerie avec gating respiratoire et correction des artefacts.

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Nous remercions Kyle Stehlik, Natasha Wilkins, et Matt Runquist d&#39;assistance expérimentale. Financé par la Fondation Craig H. Neilsen Fonds Initiative pour l&#39;éducation, une composante de l&#39;avancement une dotation sain Wisconsin au Medical College of Wisconsin de la recherche et, et.

REMARQUE: Déclaration éthique: Les soins institutionnels et utilisation comités (IACUC) du Collège médical du Wisconsin et l&#39;Clément J. Zablocki VA Medical Center ont approuvé toutes les procédures. 1. Préparation et suivi des animaux <ol><li> Anesthésier le rat dans une chambre d&#39;induction, en utilisant 5% d&#39;isoflurane dans de l&#39;air médical. Lorsque le réflexe de redressement est absent et serrant la patte arrière ne produit pas de réflexe de retrait, de réduire l&#39;anesthésie à 2% et de transférer l&#39;animal à la vitre du scanner dans une position couchée la tête la première. Maintenir 2% d&#39;isoflurane à travers un dispositif de cône de nez tout au long de la procédure, et de garder l&#39;air médical à un taux d&#39;environ 1 L / min. Appliquez une petite quantité de pommade lubrifiante aux yeux du rat pour éviter d&#39;endommager la cornée sous anesthésie. </li><li> Placez une ceinture de surveillance respiratoire en toute sécurité autour du torse du rat. Connectez la ceinture à un système de synchronisation respiratoire. Avant d&#39;avancer le rat dans l&#39;alésage du scanner, chec<html> k l&#39;ordinateur de surveillance respiratoire pour assurer le cycle respiratoire est claire et cohérente. Ajuster la ceinture si nécessaire, puisque cette étape est impératif pour la qualité de l&#39;image. </li><li> Surveiller et maintenir la température du corps de l&#39;animal à 37 ° C par une sonde rectale et chaud système de chauffage de l&#39;air. Maintenir la fréquence respiratoire entre 30 à 45 respirations par minute en ajustant le niveau d&#39;anesthésie entre 1,2 et 2%. </li><li> Placez le rat dans le support de la tête avec une barre de morsure et vissez-dans les bars de l&#39;oreille (Figure 1), et faites glisser la tête dans une bobine de volume en quadrature jusqu&#39;à ce que la colonne cervicale est positionné dans le centre de la bobine. NOTE: Les épaules du rat peuvent prévenir la progression dans la bobine. </li><li> Avancez le rat et les détenteurs de soutien dans l&#39;alésage du scanner. Le cas échéant, modifier l&#39;accord et condensateurs correspondant de la bobine à la fréquence appropriée et de l&#39;impédance selon les instructions fournies par le vendeur de la bobine. </li></ol>e_title &quot;&gt; 2. Paramètres IRM REMARQUE: Les procédures décrites ici a utilisé un système de petits animaux 9.4 T de perçage horizontale mais sont applicables à d&#39;autres forces sur le terrain de petits systèmes d&#39;IRM animale. <ol><li> Utilisation des procédures automatisées du système IRM pour la détection de la fréquence de résonance, ce qui améliore l&#39;homogénéité de manière itérative du champ magnétique (calage), l&#39;étalonnage de la puissance de radiofréquence, et le réglage du gain du récepteur. </li><li> Utilisation de l&#39;interface du logiciel du système, obtenir un plan de balayage de trois scout par défaut pour assurer un positionnement correct. <ol><li> Cliquez sur &quot;Nouvelle analyse&quot;, sélectionnez TriPilot, et cliquez sur le &quot;feu&quot; d&#39;acquérir les images. </li><li> Se assurer que le centre de la colonne cervicale est alignée avec à la fois le centre de l&#39;aimant et le centre de la bobine d&#39;IRM. Pour centrer la colonne vertébrale intérieur de l&#39;aimant, pousser ou tirer sur le berceau et réacquérir l&#39;analyse scout pour vérification. </li><li> Pour régler la position de la colonne cervicale rapport à la bobine IRM, retirez le berceau de l&#39;aimant de repositionnement. Si nécessaire, répéter ce processus jusqu&#39;à ce que la position est conforme. Si l&#39;animal est repositionné, répétez l&#39;étape 2.1. </li></ol></li><li> Ajouter une séquence nouvelle de diffusion écho-planaire pondérée écho de spin (DtiEpi) le protocole d&#39;imagerie actuelle. <ol><li> Configurer et contrôler la diffusion des images pondérées avec la séquence de DWI en utilisant les paramètres par défaut, sauf pour ce qui suit: </li><li> Ouvrir la position de tranche interface graphique pour prescrire 12 tranches d&#39;une épaisseur de 0,75 mm. Orienter les tranches perpendiculaires à l&#39;axe principal de la moelle cervicale. Assurer un positionnement de tranche cohérente entre différents animaux ou à travers différentes séances d&#39;imagerie utilisant la base du cervelet comme référence interne. </li><li> Définissez les bandes de saturation sur &quot;ON&quot;. Position 4 bandes de saturation d&#39;une épaisseur de 10 mm à l&#39;extérieur de la moelle épinière afin de minimiser le signal à partir de ces tissus etréduire leur potentiel d&#39;induire des artefacts (figure 3). Synchronisation respiratoire set (&#39;module de déclenchement ») à&#39; on &#39;. NOTE: La synchronisation respiratoire personnalisé nécessite des connaissances et de l&#39;expérience dans la programmation de séquence d&#39;impulsions. Si ce ne est pas disponible, une solution consiste à réduire le nombre de tranches de 3-5 et à la TR 1 s pour assurer que toutes les tranches sont obtenues entre-deux respirations de l&#39;animal. Répétez la séquence complète avec l&#39;autre sous-ensemble de tranches pour obtenir la couverture complète de la moelle cervicale. </li><li> Cliquez sur l&#39;icône de boîte à outils, puis cliquez sur &quot;Modifier méthode.&quot; Définissez le nombre de segments du PEV à 4. Changer la direction de codage de phase à gauche-droite. Autres paramètres par défaut devraient être: echo espacement = 0,3234 ms, la longueur totale du train d&#39;échos par segment PEV = 32. NOTE: Le codage de phase fixé à la direction gauche-droite plutôt que antéro-postérieure permettra de réduire la contamination de mouvement des autres structures. </li><li> Utilisez les suivantes geometriparamètres cal. taille de la matrice = 128 x 128, et dans le plan de champ de vision = 25,6 x 25,6 mm, ce qui entraîne une résolution spatiale dans le plan x = 0,200 à 0,200 mm. Assurer épaisseur de coupe = 0,75 mm. Afin Slice = &#39;entrelacés », l&#39;écart de tranche = 0 mm. </li><li> Utilisez les paramètres suivants de pondération de diffusion: DW mode de mesure = &#39;DW contraste », la durée de gradient de diffusion (δ) = 7 ms, la séparation de gradient de diffusion (Δ) = 12 ms, le nombre de valeurs b = 8, B-valeurs souhaitées = 0 , 250, 500, 750, 1000, 1500, 2500, 3500 mm / s 2, nombre de directions de diffusion = 2, les directions de pondération de diffusion = [1 0 0] et [0 0 1] (fait pour être dans les plans parallèles et orthogonal à l&#39;axe de la moelle épinière). NOTE: Avec ces paramètres, nous avons atteint b-valeurs aussi élevées que 3500 s / mm 2. Les spécifications matérielles et d&#39;autres caractéristiques de performance du système sont susceptibles de limiter la valeur b, étant donné que la durée du gradient de diffusion (δ) et la séparation de gradient de diffusion (Δ) dépendent du gperformances gradient, qui, à notre système étaient: (résistance à la pente maximale: 440 Mt / m, vitesse de balayage maximale: 3440 T / m / s). Pour les mesures de kurtosis, 2 B-valeurs, avec la valeur b supérieure d&#39;au moins 2 000 s / mm 2, sont recommandés. </li><li> Utilisez les paramètres de synchronisation suivantes. temps d&#39;écho (TE) = 27 ms (réglé au minimum en entrant 0), temps de répétition (TR) = 1 800 ms. </li></ol></li><li> Acquérir la séquence préparée. Avec les paramètres énumérés ci-dessus, le temps d&#39;acquisition total est d&#39;environ 25 min. </li><li> Dans toutes les analyses, contrôler le logiciel de synchronisation respiratoire et ajuster la période de retard entre le &quot;trigger&quot; (détection de logiciel d&#39;expiration) et le signal au système d&#39;IRM de sorte que l&#39;acquisition ne se produisent que dans le repos (immobile) partie du cycle respiratoire (Figure 2a, partie stable de la ligne grise). Un retard à l&#39;amorçage entre 100-400 msec est nécessaire en fonction de la configuration de la respiration de l&#39;animal. Cela aidera à réduire les artifaits qui se produisent avec le mouvement respiratoire (Figure 3e). </li><li> Si possible, répétez la séquence avec la coutume &quot;reverse blips&quot; réglé sur «on», ce qui nécessite 25 minutes supplémentaires de temps d&#39;acquisition. NOTE: Si la coutume &#39;inverser-blip &quot;séquence 9 (requis pour la correction susceptibilité d&#39;artefact lors de l&#39;étape 3) ne est pas disponible, une seule direction de codage de phase PEV est possible, alors que la modification de la séquence de blip inversée permet le choix de la direction de codage de phase (à droite -À-gauche ou de gauche à droite). </li><li> Lorsque imagerie est terminée, retirez l&#39;animal par le titulaire et le retourner à sa cage. Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. </li></ol> 3. Traitement d&#39;image <ol><li> Exporter des données de système en format DICOM directement à partir du système (de préférence) ou de convertir les données au format nifti aide personnalisée ou thirlogiciels d-partie. </li><li> Effectuer une correction d&#39;artefact de susceptibilité. <ol><li> Extraire le b = 0 volumes de chaque balayage dans un seul fichier, en utilisant les utilitaires fournis avec FLS ou d&#39;autres progiciels IRM. Un fichier pour chaque direction de codage de phase est nécessaire. REMARQUE: Par exemple, si chaque balayage est composée de 8 balayages de B-valeurs variant avec la diffusion de pondération dans la direction transversale, suivi par huit balayages de diffusion pondération dans la direction longitudinale, le fichier d&#39;image contient b = 0 balayages dans la 1 ère et 9 ème volumes, et peuvent être extraites et assemblés avec le code shell suivante: fslroi $ {up} _dwi_masked.nii.gz temp1 0 1 fslroi $ {up} _dwi_masked.nii.gz temp2 8 1 fslroi $ {} bas _dwi_masked.nii.gz temp3 0 1 fslroi $ {} bas _dwi_masked.nii.gz Temp4 8 1 fslmerge -t blip_both temp1 temp2 temp3 Temp4 (Où dans ce cas $ et $ sont en baisse les scans avec normale et inversée directions de modulation de phase, respectivement). </li&gt; <li> Utilisez la commande &#39;de remise à niveau »dans fsl 10,11 pour créer un fichier corrigé avec une réduction des artefacts de distorsion d&#39;image. Appliquer cette correction aux images de CFA premières à être utilisés pour la création de cartes de paramètres. NOTE: Instructions pour l&#39;utilisation de la commande peuvent être trouvés à <a href="http://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki/TOPUP/TopupUsersGuide">http://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki/TOPUP/TopupUsersGuide</a> . Exemple de code à utiliser la commande dans ce cas est la suivante: topup --imain = blip_both_nlmf_b0images_masked.nii --datain = .. / topup_data.txt --config =. / b02b0_ratspine.cnf --out = topup_splines_nlmf --iout = $ sur --verbose --logout = topuplog.log dwiup = `ls $ {up} * dwi_nlmFilt.nii` = dwidown `ls $ {} * bas dwi_nlmFilt.nii` applytopup --imain = $ {} dwiup, $ {} dwidown --datain = .. / topup_data.txt --method = jac --inindex = 1, $ ind --topup = topup_splines_nlmf --out = $ {_ DWI sur } -v Copiez et éditer le fichier par défaut dans $ {} FSLDIR /etc/flirtsch/b02b0.cnf pour le spin de ratal cordon en réduisant chacune des valeurs dans les lignes --fwhm --warpres et par un facteur de dix. </li></ol></li><li> Si les images avec pondération de diffusion sont acquis long d&#39;au moins six directions non orthogonales (en utilisant un schéma DTI dans Paravision ou un design personnalisé similaire), utiliser des logiciels tels que Diffusion Toolbox 12 ou Camino de fsl 13 pour calculer des cartes de paramètres DTI standard. Sinon, utiliser une procédure de mesure pour générer des métriques utiles, qui emploie pondération de diffusion seulement le long deux directions, par exemple, comme indiqué dans les étapes 3,4 ultérieurs. </li><li> Chargez le fichier de CFA corrigée délivrée par TopUp dans FSLView et sélectionnez &quot;Fichier -&gt; Créer un masque» dans le menu. Utilisez les outils de crayon pour dessiner une région d&#39;intérêt dans un type de tissu (par exemple GM, dorsale WM ou ventrolatérale WM). Enregistrez ce fichier et répéter pour d&#39;autres ROI souhaite utiliser plus tard. NOTE: D&#39;autres procédures à ROI de segments de la moelle épinière ont été documentés 14,15 </shaut&gt; et peut être préférable pour les utilisateurs avancés. </li><li> Utilisez le fichier de ROI pour masquer le fichier de CFA puis de calculer le signal de moyenne dans le ROI pour chaque volume d&#39;image en utilisant la commande suivante: fslstats -t DWI_corrected.nii.gz -k GM_mask.nii.gz -M </li><li> Copiez les huit premiers résultats dans le programme de calcul numérique tels que MATLAB, comme vecteur pour le signal transversale (par exemple appeler sig_t), et le second 8 résultats comme un vecteur pour le signal longitudinal (sig_L), où 8 est le nombre de b- les valeurs utilisées. <ol><li> Copiez les valeurs b dans un programme de calcul numérique comme vecteur de 8 valeurs b. Les valeurs b pour les directions transversales et longitudinales étaient identiques. Si possible, le b-valeur effective, plutôt que le b-valeur nominale, doivent être obtenus à partir du scanner, qui est répertorié dans la fenêtre des paramètres de l&#39;étape 2.3.5 «valeur B efficace&quot;. </li><li> Utilisez courbe boîte à outils de montage du programme de calcul numérique en fonction du signal contre-valeur des données b THe modèle désiré en tapant cftools à l&#39;invite de commande. Pour ce faire, cliquez sur &quot;données ...&quot; et sélectionnez les vecteurs de signaux que y-données et les valeurs b que X-données. Cliquez sur &quot;Fitting ...» et dans «Type d&#39;ajustement&quot;, choisissez &quot;Custom équation,&quot; puis cliquez sur &quot;Nouveau&quot; et &quot;équations générales&quot; pour entrer dans une équation pour le montage. </li></ol></li><li> Pour adapter le modèle de diffusion standard, saisissez l&#39;équation: S0. * Exp (-x. * D) &quot;(1) </li><li> Pour se adapter à un modèle qui comprend la diffusion et un second terme de l&#39;ordre (d&#39;aplatissement; K) pour mesurer l&#39;écart par rapport à la diffusion gaussienne 16, saisissez l&#39;équation: S0. * Exp (-x. * D + (1/6). * (X. * D). 2. ^ * K) »(2) </li><li> Cliquez sur «OK» et «Appliquer». Respecter les valeurs estimées pour diffusivité (D) et l&#39;aplatissement (K) sur la fenêtre de sortie. Dans le &quot;Data Set:&quot; sélecteur, sélectionner les sig_t (ou sig_L) les données pour une utilisation avec l&#39;équation (1)ou (2), puis cliquez sur &quot;Appliquer&quot;. </li><li> Calculer l&#39;indice d&#39;anisotropie (AI) en utilisant les diffusivités transversal et longitudinal: AI = (D L -D T) / (D + L D T) (3) Ceci est analogue à l&#39;anisotropie fractionnelle (FA) calculée à partir du modèle DTI. Un indice d&#39;anisotropie d&#39;aplatissement peut également être calculé en utilisant transversale et longitudinale aplatissement en place de la diffusivité. NOTE Cette méthode donne des valeurs des paramètres du modèle tels que K T, D T, etc. Il est également possible d&#39;utiliser l&#39;opération de ligne de commande de la courbe boîte à outils de montage sur chaque voxel au sein de la colonne vertébrale pour créer une carte de chaque paramètre du modèle . Méthodes d&#39;ajustement alternatifs peuvent être utilisés et sont détaillées ailleurs. 17 </li></ol>

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</ol>

Publication frais pour cet article ont été partiellement parrainés par Bruker Corporation.

Les techniques décrites ici peuvent fournir diffusion de haute qualité des images pondérés de la moelle épinière de rat in vivo. La qualité d&#39;image dépend de nombreux facteurs, mais la moelle épinière a plusieurs questions uniques qui sont importants. Motion est un problème important que si ne est pas corrigé, se traduira par des images inutilisables. Ainsi, il nécessite une surveillance attentive pendant la session IRM. Si les artefacts d&#39;images sont observées sur l&#39;analyse initiale qui sont compatibles avec le mouvement, arrêter l&#39;acquisition et prendre des mesures pour éliminer les artefacts, puisque ceux-ci sont difficiles à enlever en post-traitement. Assurez-vous que l&#39;ordinateur respiratoires reçoit un signal fort, régulier de l&#39;unité de surveillance respiratoire. La ceinture de la respiration peut être nécessaire d&#39;ajuster la tension correcte qui fournit un signal compatible, mais ne limite pas la respiration de l&#39;animal. Maintenir le niveau approprié de l&#39;anesthésie en tout temps; 1,5 à 2,0% isofluorane a été utilisé dans notre expéCE. De même, la réduction du mouvement global de l&#39;animal et la colonne vertébrale est un autre aspect important de fournir des images sans artefact. Contrairement à la moelle épinière humaine, qui connaît beaucoup de mouvement causée par CSF pulsation liées au cycle cardiaque, CSF pulsation dans le rongeur est principalement associé avec le cycle respiratoire 18. Même se il est difficile d&#39;éliminer totalement tout mouvement dans le cordon, il est particulièrement important de réduire le mouvement dans la mesure du possible, qui est souvent réalisé par essai et erreur. En outre, les rats avec diverses blessures ou des troubles neurologiques peuvent avoir des taux respiratoires anormaux ou d&#39;autres complications physiologiques qui peuvent nécessiter l&#39;adaptation des procédures décrites ici. Les modifications apportées à la séquence d&#39;impulsions pour la synchronisation respiratoire, ainsi que les procédures de reconstruction d&#39;image adaptés à cet effet, minimiser les effets de distorsion causés par les champs magnétiques non homogènes qui ne peuvent être REMOVed par des ajustements effectués sur le système d&#39;IRM. De même, la qualité de l&#39;image dépend de la durée du temps de formation d&#39;image. Dans notre exemple, limiter le nombre de pondération de diffusion long seulement deux directions a permis une réduction du temps d&#39;imagerie totale. Une limitation de cette approche est qu&#39;elle ne est plus compatible avec une analyse complète de tenseur (DTI), qui est la norme pour beaucoup d&#39;autres études. Alternativement, en utilisant moins de moyennes et plusieurs directions de diffusion ou b valeurs peuvent permettre une meilleure caractérisation tout en maintenant le même temps d&#39;acquisition. Des études antérieures ont montré que l&#39;approche 2 direction fournit des informations conforme à l&#39;approche 6-direction (DTI) 19, mais les soins doivent être prises pour se assurer que les tranches (et directions de diffusion) sont orientées précisément le long et perpendiculairement à la corde. Toutefois, l&#39;acquisition de plusieurs valeurs b permet une meilleure caractérisation et montage mathématique de l&#39;aplatissement et est recommandée sur l&#39;utilisation d&#39;un seul b-Value. En outre, la séquence complète a été répété avec une direction de codage de phase inversée qui réduit les effets du champ magnétique artéfacts de susceptibilité, et améliore la qualité globale de l&#39;image par le biais de la moyenne. Enfin, la résolution de l&#39;image utilisée dans notre protocole permet une séparation claire de la matière grise et blanche. Images avec une résolution plus élevée sont possibles, bien que cela se fait souvent au détriment des plus longs temps de scan ou le potentiel d&#39;artefacts. L&#39;amélioration de bobines de radiofréquence, des séquences d&#39;impulsions, et des procédés de post-traitement auront tous pour effet d&#39;améliorer l&#39;imagerie de la moelle épinière dans des adaptations ultérieures de la présente méthode. Par exemple, les bobines de surface peuvent être bénéfiques pour améliorer la qualité d&#39;image similaire à celle observée chez les souris. 20 Ces mesures ont une forte probabilité d&#39;être utile en tant que biomarqueurs pour le diagnostic et la gestion clinique des lésions de la moelle épinière.

L&#39;imagerie par résonance magnétique (IRM) est un outil non invasive qui offre une fenêtre dans le cerveau et la moelle épinière à la fois dans la santé et la maladie. IRM a révolutionné le diagnostic clinique, mais il est aussi un outil précieux pour les examens de laboratoire. Des modèles animaux de lésion neurologique ou d&#39;une maladie fournissent une plate-forme pour comprendre la physiopathologie et accélérer la découverte de thérapies. Dans ce rapport, nous démontrons l&#39;application de l&#39;IRM à un modèle de rat de blessures de la moelle épinière pour enquêter sur des biomarqueurs potentiels de blessures microstructure 1 en utilisant l&#39;imagerie du tenseur de diffusion (DTI). Le potentiel de découverte de biomarqueurs d&#39;imagerie aidera dans le diagnostic et la gestion des patients atteints de lésions de la moelle épinière. Ces marqueurs sont susceptibles de jouer un rôle dans la découverte de thérapies dans des modèles précliniques et permettre l&#39;observation ou le pronostic dans leur traduction au milieu clinique. DTI est une forme spécialisée de l&#39;IRM qui mesure le mouvement microscopiquemolécules d&#39;eau (ce est à dire de diffusion). DTI a été particulièrement avantageux dans le système nerveux en raison de la présence d&#39;axones où la diffusion est disproportionnée plus rapide le long des axones que perpendiculaire, qui fournit des informations au sujet de leur orientation et la composition de la microstructure. Indices scalaires dérivés de DTI, y compris une mesure de la diffusion globale dans le tissu, diffusivité (MD), et une mesure de la dépendance de l&#39;orientation de la diffusion moyenne, anisotropie fractionnelle (FA) 2,3, ont vu des applications étendues dans la caractérisation de la microstructure du système nerveux à la fois la santé et la maladie 4. Ces mesures ont révélé des caractéristiques tissulaires microscopiques qui sont invisibles dans la plupart des autres méthodes d&#39;IRM. Les efforts précédents ont démontré que DTI détecte les changements de microstructure à distance dans la moelle cervicale suivante thoracique chez les rats une SCI. Les changements DTI à distance de la lésion reflètent probablement la façon dont tout le res de la moelle épinièreétangs d&#39;une blessure, et sont potentiellement un marqueur de blessure secondaire. L&#39;imagerie de la moelle épinière de rat in vivo présente plusieurs défis uniques. Plus particulièrement, la moelle épinière est touchée par le mouvement respiratoire et nécessite une attention particulière à minimiser le mouvement en utilisant plusieurs méthodes. Dans des études antérieures, dispositifs d&#39;immobilisation enlevés mouvement de la colonne vertébrale pendant le balayage 5. Pour l&#39;imagerie de la moelle cervicale, nous utilisons la contention physique sous la forme d&#39;un support de tête et barres d&#39;oreilles, qui atténue, mais ne élimine pas les mouvements respiratoires. En outre, nous utilisons un système de synchronisation respiratoire personnalisée pour synchroniser l&#39;acquisition d&#39;images avec le cycle respiratoire d&#39;une manière efficace. Ces modifications permettent l&#39;enlèvement des objets autrement causées par le mouvement en vrac à grande échelle causés par la respiration 6. DWI est très sensible au mouvement microscopique, y compris l&#39;écoulement de CSF et la pulsation du sang, et ces petites sources du mouvement contamination sont également atténuées par le système de synchronisation respiratoire. En outre, la moelle épinière a une petite aire de section transversale et ne représente qu&#39;une fraction du champ de vision. Pour l&#39;imagerie de la colonne cervicale, dans laquelle la moelle épinière est située profondément dans le corps de l&#39;animal, une bobine de radiofréquence cylindrique avec une pénétration adéquate du signal est nécessaire pour l&#39;image de la moelle épinière cervicale avec une grande résolution. Une réduction du champ de vision est obtenu par la suppression de volume extérieur (OVS), qui sert également à annuler, ou gâcher, le signal à partir de tissus à l&#39;extérieur de la moelle épinière. Ce procédé, appelé spoiler gradients de suppression ou de volume extérieur, sert également à réduire la contamination résiduelle de mouvement des animaux, les flux de CSF, ou pulsation du sang dans ces tissus. L&#39;agencement de la moelle épinière peut également être exploitée pour simplifier le protocole d&#39;imagerie. Les axones de la moelle épinière dans la substance blanche (WM) sont presque toutes orientées parallèlement à l&#39;axe principal de la moelle épinière. Thnous, alors que DWI du cerveau nécessite des mesures long d&#39;au moins six directions pour se assurer que les résultats ne dépendent pas de la position au sein de l&#39;aimant (un processus appelé tenseur de diffusion imagerie), les mesures de la moelle épinière peuvent être acquises uniquement le long de deux directions parallèles et perpendiculaire à la corde 7,8, ci-après dénommé longitudinal et transversal, respectivement. Ainsi, la diffusivité et d&#39;autres paramètres sont mesurés le long des deux directions séparément et permettent des inférences dans la microstructure du tissu à la fois dans la santé et la maladie ou une blessure.

<table><tbody><tr><td>Imagerie des petits animaux Bobine RF</td><td>Doty</td><td>SAIP400-H-38-S</td><td></td></tr><tr><td>Système de déclenchement respiratoire</td><td>SA Instruments</td><td>1030</td><td></td></tr><tr><td>Scanner MR</td><td>Bruker</td><td>Biospec 94/30 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

diffusion d&#39;imagerie dans la moelle épinière cervicale rat

Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

L’imagerie par résonance magnétique (IRM) est l’approche de pointe pour évaluer l’état de la moelle épinière de manière non invasive et peut être utilisée comme outil de diagnostic et de pronostic en cas de maladie ou de blessure. L’imagerie pondérée en diffusion (DWI) est sensible au mouvement thermique des molécules d’eau et permet d’inférer la microstructure des tissus. Ce rapport décrit un protocole d’acquisition et d’analyse de la DWI de la moelle épinière cervicale du rat sur un système animal de petit calibre. Il fait la démonstration d’une configuration d’imagerie pour l’animal anesthésié vivant et recommande un protocole d’acquisition DWI pour une imagerie de haute qualité, qui comprend la stabilisation du cordon et le contrôle des mouvements respiratoires. Des mesures avec pondération de diffusion le long de différentes directions et amplitudes (valeurs b) sont utilisées. Enfin, plusieurs modèles mathématiques du signal résultant sont utilisés pour dériver des cartes des processus de diffusion dans le tissu de la moelle épinière qui donnent un aperçu de la moelle normale et peuvent être utilisées pour surveiller les processus de lésion ou de maladie de manière non invasive.

Les procédures appropriées pour minimiser les artefacts de mouvement entraînent diffusion de haute qualité des images pondérés du rat moelle épinière cervicale. Utilisation de la synchronisation respiratoire personnalisée (Figure 2), saturant signal indésirable à partir de tissus en dehors de la colonne vertébrale (figures 3B et C), et de correction susceptibilité magnétique de distorsion de champ produit des images pondérées en diffusion tels que ceux dans les figures 4 et 5. Images inappropriées ou de l&#39;ONU-dépendants va conduire à des artefacts dans la forme de fantômes (Figure 3E), alors que correcte déclenchement est libre d&#39;artefacts. L&#39;inspection visuelle de la diffusion des images pondérée sur les 12 tranches révèle caractéristiques de la moelle épinière qui se rapporte à sa microstructure. Plus précisément, une diffusion plus rapide dans les résultats de tissus dans une plus grande perte de signal sur les images pondérées diffusion, qui est exacerbé avec une plus grande pondération de diffusion (b-valeur). Avec pondération de diffusion effectuée orthoparti- à l&#39;axe de la moelle épinière, la substance blanche le long de la périphérie du cordon apparaît brillant, car la diffusion est lente et limitée perpendiculaire aux axones. En revanche, la substance grise dans la région centrale de la corde apparaît plus sombre, car elle est composée des axones et des corps cellulaires qui ne sont pas tous alignés le long d&#39;une seule direction. En comparaison, la diffusion pondération dans les résultats de direction parallèle à la substance blanche avec un aspect plus sombre, étant donné que la diffusion est rapide le long des axones, alors que la matière grise est relativement lumineux. Il est important de noter que la diffusion pondérée images séparées sont montré pour différentes valeurs b, puisque les directions parallèles et perpendiculaires ont le meilleur contraste entre la matière blanche et grise à différentes valeurs b. La combinaison de toutes les images de diffusion pondérés en utilisant formalismes mathématiques permet cartes des paramètres de diffusion pour être présentés. Les signaux de moyenne de la matière grise et blanche sont tracées contre le diffusion facteur de pondération (valeur b) pour les directions parallèles et perpendiculaires. Ces données quantitatives renforce les images de diffusion pondérées représentés sur la figure 4. Plus précisément, la substance blanche a une forte dépendance de la direction du coefficient de diffusion (longitudinale ou transversale), tandis que la matière grise est moins dépendant de la direction. Même, l&#39;adaptation du signal à chaque voxel en utilisant l&#39;équation pour obtenir des rendements de diffusion aplatissement de cartes quantitatives des paramètres de diffusion (figure 6B), qui mettent en évidence cette même dépendance. La matière blanche a un haut degré d&#39;anisotropie à la fois pour la diffusion (AID) et les mesures de kurtosis (AIK). Ainsi, la diffusion et l&#39;aplatissement transversal révèle la microstructure sous-jacente de la moelle épinière qui est connu à partir d&#39;études histologiques. Ces paramètres de diffusion, qui sont acquis en live, mais les animaux anesthésiés, reflètent les propriétés des tissus microscopiques tels que la densité de l&#39;axone et le diamètre. Les modifications de lamesures soi causés par les blessures et la maladie seront utiles pour évaluer de façon non invasive les conséquences de blessures et les effets des thérapies prometteuses. L&#39;imagerie de diffusion de la moelle épinière cervicale rat peut donc devenir un outil pour les études précliniques de blessures et de maladies de la moelle épinière moelle épinière. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig1highres.jpg" /> Figure 1:. Conception de la bobine et support pour moelle épinière cervicale IRM Une bobine de volume en quadrature personnalisé (Doty Scientific Inc) a été utilisé pour l&#39;image du rachis cervical avec une grande sensibilité et d&#39;uniformité. Anesthésie et air médical sont livrés par les ports de gaz indiqués dans le cône de nez, qui se adapte confortablement autour du nez du rat. Gaz expiré et l&#39;excès est capturé par la ligne d&#39;échappement sous vide léger. La tête du rat est fixé avec la barre de morsure placé autour des incisives et delic barres d&#39;oreilles placément dans le conduit auditif. D&#39;autres éléments de suivi physiologiques, y compris le moniteur respiratoire et la sonde de température ne sont pas représentés. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig2highres.jpg" /> Figure 2: schéma de déclenchement respiratoire. Une trace typique respiratoire (gris) et détente (rouge) de l&#39;unité de déclenchement sont schématisées (A). Dans la mise en oeuvre typique de déclenchement (B), un seul déclencheur est utilisé pour acquérir toutes les tranches (lignes verticales; 12 représenté ici) à des instants régulièrement espacés dans le temps de répétition (TR). Si le TR dépasse la période typique, plusieurs tranches peuvent se produire lors d&#39;un souffle et être sensibles au mouvement (rouge). Dans le schéma modifié (C), un sous-ensemble de tranches sont acquis rapidement après la gâchette (6 montré ici), suivi par un retard, avec les autres tranches acquises après le déclenchement ultérieur. Efficacement, Le TR est identique entre les deux régimes en réarrangeant les retards dans la séquence. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig3highres.jpg" /> Figure 3:. Positionnement de tranche IRM, bandes de saturation, et le mouvement contrôle Douze coupes axiales ont été organisées sur l&#39;image scout (A) avec la tranche la plus antérieure positionné à une distance constante de l&#39;intersection du tronc cérébral et du cervelet. bandes de saturation (B) ont été ajoutés pour éliminer signal parasite en dehors de la zone d&#39;intérêt. Une image sans diffusion pondération (C) et une avec la diffusion pondération (D) avec le système de déclenchement de mesure employée montrent clairement l&#39;anatomie de la corde et est libre d&#39;artefacts. Avec le régime de non-optimisé ouverture de porte ou une mauvaise synchronisation respiratoire, diffusion des images pondérées montrent artefacts (E) comme une perte<html> du signal dans le cordon, ou plusieurs &quot;fantômes&quot; à l&#39;extérieur du cordon qui analyse ultérieure corrompu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig3large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig4highres.jpg" /> Figure 4:. Représentant diffusion des images pondérées en utilisant les optimisations décrites dans le texte, les images pondérées en diffusion de haute qualité ont été obtenus avec pondération de diffusion transversale appliquée (A) et longitudinale (B) à l&#39;axe principal de la moelle épinière. B-valeurs différentes sont indiquées pour chaque direction qui fournissent le meilleur contraste entre la matière grise et blanche à titre d&#39;illustration. Pour chaque direction ou b-valeur, toutes les 12 tranches ont été acquises en environ 90 secondes.<html> charge / 52390 / 52390fig4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Se il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig5highres.jpg" /> Figure 5:. Inversée processus de correction de phase de codage La colonne de gauche montre une seule tranche imagé avec la séquence CFA comme indiqué dans ce protocole (&quot;blip jusqu&#39;à&quot; image). La colonne du milieu montre la séquence a acquis une seconde fois avec les &quot;reverse blips&quot; réglé sur &quot;Oui.&quot; Notez comment les fonctionnalités qui apparaissent étirés dans la première image apparaissent comprimées dans la colonne du milieu. La colonne de droite montre les images de diffusion pondérée corrigées à l&#39;aide d&#39;un ravitaillement. La rangée du haut est la non-diffusion d&#39;image pondérée, la rangée du milieu est un exemple avec une pondération de diffusion appliquée dans la direction transversale, et la rangée du bas est un exemple avec une pondération de diffusion appliquée dans le sens longitudinal.//www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig5large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig6highres.jpg" /> Figure 6:. Carte de la diffusivité et de kurtosis Calculé Le signal normalisé (intensité de l&#39;image) est tracée (A) en fonction de diffusion pondération (valeur b) de la ligne médiane transversale (T) et longitudinal (L) diffusion direction de codage. Cartes de haute qualité (B) de la diffusivité (D), aplatissement (K), et anisotropie (AI) sont calculées à partir du signal à chaque voxel et les caractéristiques uniques de la moelle épinière révèlent. Plus précisément, il ya une différence claire dans les paramètres entre la matière grise et blanche, ainsi que les différences régionales dans les régions de la substance blanche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig6large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquez ici pour vi</a>ew une version plus grande de cette figure.

L’objectif de ce protocole est d’obtenir une imagerie par résonance magnétique (DWI) pondérée en diffusion de haute qualité de la moelle épinière du rat pour la caractérisation non invasive de la microstructure tissulaire. Ce protocole décrit l’optimisation de la séquence IRM, de la bobine de radiofréquence et des méthodes d’analyse pour permettre des images DWI exemptes d’artefacts.

Diffusion d&#39;imagerie dans la moelle épinière cervicale Rat

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a ...

L'objectif général de cette procédure est d'obtenir une imagerie par résonance magnétique pondérée en diffusion de haute qualité de la moelle épinière du rat afin de caractériser de façon non invasive la microstructure tissulaire. Cela est réalisé en préparant tout d'abord un rat dans le scanner IRM avec une immobilisation adéquate et une surveillance respiratoire. La deuxième étape consiste à effectuer un balayage personnalisé par IRM pondérée en diffusion avec synchronisation respiratoire.Ensuite, les images sont corrigées pour les artefacts de susceptibilité. La dernière étape consiste à ajuster le signal IRM à un modèle mathématique. Enfin, la comparaison des paramètres du modèle au sein de régions d'intérêt permet de mettre en évidence les propriétés de la microstructure tissulaire.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'analyse ex vivo, est qu'elle peut être transposée au cadre clinique à des fins diagnostiques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions essentielles dans le domaine des lésions de la moelle épinière, telles que l'identification des mécanismes de lésion secondaires et le pronostic de rétablissement. La procédure sera démontrée par Natasha Wilkins et Matt Renquist, techniciens de mon laboratoire, avant l'exécution des étapes décrites dans ce protocole.Obtenez tout d'abord l'approbation des comités institutionnels compétents en matière de soins et d'utilisation pour toutes les procédures. Commencez par anesthésier le rat dans une chambre d'induction à l'aide de 5 % d'isoflurane dans de l'air médical. Lorsque le réflexe de retrait de la patte et le réflexe de sursaut sont absents, réduisez l'anesthésie à 2 %. Ensuite, transférez l'animal sur le lit du scanner en position ventrale, la tête en premier.Administrez du fluorure à 2 %ISO par un cône nasal tout au long de la procédure, et maintenez l'air médical à un débit d'environ un litre par minute. Appliquez également une petite quantité de pommade lubrifiante sur les yeux du rat afin d'éviter tout dommage à la cornée pendant l'anesthésie. Placez solidement une sangle de surveillance respiratoire autour du torse du rat et raccordez-la à un système de synchronisation respiratoire.Vérifiez l'ordinateur de surveillance respiratoire pour vous assurer que le cycle respiratoire est clair et régulier. Ajustez une sangle si nécessaire, car cette étape est impérative pour la qualité de l'image. Utilisez un système de chauffage à air chaud et surveillez la température corporelle de l'animal à l'aide d'une sonde rectale afin de la maintenir à 37 degrés Celsius. Maintenir la fréquence respiratoire entre 30 et 45 mouvements par minute en ajustant le niveau d'anesthésie entre 1,2 et 2 %. Positionner ensuite le rat dans le support de tête muni d'une barre de morsure, visser les barres auriculaires et faire glisser la tête dans une bobine volumétrique en quadrature jusqu'à ce que la colonne cervicale soit positionnée au centre de la bobine. Enfin, avancer le rat et les supports associés dans le tunnel du scanner si applicable, régler les condensateurs d'ajustement et d'adaptation d'impédance de la bobine à la fréquence appropriée et selon les instructions du fabricant. Acquérir une scan de repérage par défaut en trois plans pour s'assurer d'un positionnement correct. Cette première numérisation active les procédures automatisées du système IRM pour la détection de la fréquence de résonance, le shimage, l'étalonnage de la puissance de radiofréquence et le réglage du gain du récepteur. Vérifiez que le centre de la colonne cervicale est aligné avec le centre de l'aimant et le centre de la bobine d'IRM. Ajoutez ensuite une séquence d'écho planaire, écho de spin avec pondération en diffusion, au protocole d'imagerie.Utilisé les paramètres par défaut de la séquence, mais prescrit 12 coupes avec une épaisseur de coupe de 0,75 millimètre, orientées perpendiculairement à l'axe principal de la moelle épinière cervicale. Utiliser la base du cervelet comme référence interne afin d'assurer une position cohérente des coupes entre les animaux et lors de différentes séances. Activer les bandes de saturation.Ensuite, positionnez quatre bandes de saturation d'une épaisseur de 10 millimètres à l'extérieur de la moelle épinière afin de minimiser le signal provenant de ces tissus et de réduire leur potentiel à induire des artefacts. Assurez-vous également d'activer la synchronisation respiratoire. Configurez maintenant la séquence en utilisant les paramètres de pause de diffusion affichés à l'écran ici.Ensuite, lancez la numérisation. Le temps total d'acquisition sera d'environ 25 minutes au cours des balayages. Surveillez le logiciel de synchronisation respiratoire et ajustez la période de délai entre l'impulsion de déclenchement et le signal envoyé au système d'IRM afin que les acquisitions n'aient lieu que pendant la phase de repos du cycle respiratoire.Remarquez qu'un délai de déclenchement compris entre 100 et 400 millisecondes sera nécessaire selon le schéma respiratoire de l'animal. Cela permettra de réduire les artéfacts liés aux mouvements respiratoires. Si possible, répétez la séquence avec les impulsions inversées personnalisées activées une fois l'acquisition terminée.Retirez l'animal du support et remettez-le dans sa cage. Surveillez l'animal jusqu'à ce qu'il ait recouvré connaissance. Pour maintenir une position sterno-abdominale.Commencez le traitement des images en effectuant d'abord une correction des artefacts de susceptibilité. Ensuite, extrayez les volumes B égal à zéro de chaque scan dans un fichier unique à l'aide des utilitaires fournis avec FSL ou d'autres logiciels d'IRM. Un exemple de code est présenté ici.Un fichier pour chaque phase dans le sens du codage est requis. Ensuite, utilisez la commande de complément dans FSL pour créer un fichier corrigé avec des artefacts de distorsion d'image réduits. Appliquez cette correction aux images DWI brutes devant être utilisées pour la création des cartes de paramètres.Chargez ce fichier DWI corrigé dans FSLview et sélectionnez le fichier. Créez un masque à partir du menu. Utilisez les outils de dessin pour tracer une région d'intérêt à l'intérieur d'un type de tissu.Enregistrez ce fichier et répétez l'opération pour toute autre région d'intérêt (ROI) souhaitée. Utilisez le fichier de ROI pour masquer le fichier DWI, puis calculez le signal moyen à l'intérieur de la ROI pour chaque volume d'image. Copiez les huit premiers résultats dans un logiciel de calcul numérique tel que MATLAB comme un vecteur pour le signal transversal, et les huit résultats suivants comme un vecteur pour le signal longitudinal, où huit correspond au nombre de valeurs B utilisées.Copiez également les valeurs B dans le programme sous forme d'un vecteur de huit valeurs B. Les valeurs B dans les directions transversale et longitudinale doivent être identiques si possible. La valeur B effective, et non la valeur B nominale, doit être obtenue à partir du scanner.Utilisez une boîte à outils d'ajustement de courbe pour ajuster les données de signal en fonction des valeurs B au modèle souhaité. En tapant CF tools à l'invite de commande, sélectionnez les valeurs B comme données X et les vecteurs de signal comme données y. Puis, sélectionnez le menu d'ajustement et saisissez une équation pour l'ajustement.Remarquez que lors de la saisie de l'équation, des points de départ et des limites plus adaptés aux données peuvent devoir être définis pour les variables. Après avoir appliqué les équations au modèle, notez les valeurs des paramètres qui serviront de marqueurs quantitatifs. Cette image montre des images pondérées en diffusion de haute qualité obtenues avec une diffusion appliquée transversalement et longitudinalement par rapport à l'axe principal de la moelle épinière.Des valeurs B différentes sont indiquées pour chaque direction, offrant le meilleur contraste entre la matière blanche et la matière grise. Ici, la colonne de gauche montre une coupe imagée avec la séquence IRM de diffusion. La colonne centrale montre l'acquisition avec des impulsions inversées.Remarquez comment les caractéristiques qui apparaissent étirées sur la première image sont compressées dans la colonne centrale. La colonne de droite montre les images pondérées en diffusion corrigées à l'aide de top-up. La rangée supérieure correspond à l'image non pondérée en diffusion.La rangée du milieu montre le poids de diffusion appliqué dans la direction transversale, et la rangée du bas montre le poids de diffusion dans la direction longitudinale. Ici, on peut observer le signal normalisé tracé en fonction du poids de diffusion selon les directions d'encodage de diffusion transversale et longitudinale. Des cartes de haute qualité de la diffusivité, de la kurtosis et de l'anisotropie sont calculées à partir du signal à chaque voxel.Il existe une différence nette entre les paramètres de la substance blanche et de la substance grise, ainsi que des différences régionales au sein des régions de la substance blanche. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de surveiller attentivement la respiration de l'animal et d'ajuster le délai d'anesthésie afin de réduire les artefacts liés aux mouvements. Ceci est particulièrement important chez les rats lésés, qui peuvent présenter des fréquences respiratoires anormales ou d'autres complications physiologiques nécessitant une adaptation des procédures.

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Une nouvelle préparation ex vivo pour l'imagerie de la moelle épinière de souris. Ce protocole permet l'imagerie à deux photons d'interactions cellulaires vivants tout au long de la moelle épinière.

Deux photons Imaging of Cellular Dynamics dans la moelle épinière de souris

Nous introduisons une in vivo utilisant deux fluorochromes différents pour suivre la dynamiques changements vasculaires de la colonne vertébrale suite à une contusion médullaire chez les rats Sprague-Dawley adultes de méthode d’imagerie.

Un In Vivo Duo-color méthode d’imagerie vasculaire dynamique après contusion médullaire

Ici, nous présentons un protocole pour l’application des paramètres d’imagerie de tenseur de diffusion pour évaluer la compression de la moelle épinière.

Diffusion tenseur imagerie par résonance magnétique dans la compression de la moelle épinière chronique

Une intervention chirurgicale est décrite pour effectuer des injections dans la citerne lombaire du rat juvénile. Cette approche a été utilisée pour l’administration intrathécale de vecteurs de thérapie génique, mais on s’attend à ce qu’elle puisse être utilisée pour une variété de traitements, y compris les cellules et les médicaments.

Administration intrathécale de vecteurs chez des rats juvéniles par injection dans une citerne lombaire

Découvrez l'IRM de diffusion in vivo de la moelle épinière chez le rat pour caractériser la microstructure tissulaire. Cette méthode optimise les séquences d'imagerie avec gating respiratoire et correction des artefacts.

Diffusion d'imagerie dans la moelle épinière cervicale Rat

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