Name: Gradient de déformation puce pour des comportements cellulaires stimulants en Hydrogel chargés de cellule (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 13 min 28 s
Description: Découvrez une méthode simple pour générer des contraintes statiques graduelles sur un hydrogel 3D chargé de cellules afin d'étudier les comportements cellulaires. Cette technique permet d'explorer l'alignement cellulaire pour le développement de tissus artificiels.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce projet a été soutenu par la Graduate Student étude à l’étranger programme (NSC-101-2917-I-007-010) ; le programme de génie biomédical (NSC-101-2221-E-007-032-MY3) ; et le Programme National de nanotechnologie (NSC-101-2120-M-007-001-), Conseil National des sciences de la République de Chine, Taïwan. Les auteurs tiens à remercier le professeur Ali Khademhosseini, Gulden Cantin-Unal, Arghya Paul et Ronglih Liao à la Harvard Medical School pour le partage de la technologie d’encapsulation hydrogel et cellulaire.

1. Synthèse GelMA
<ol>
	<li>Pesez 10 g de poudre de gélatine et ajoutez-la dans une fiole en verre avec 100 ml de solution saline tamponnée au phosphate (DPBS) de Dulbecco. Placez un barreau d’agitation magnétique dans le ballon et placez le ballon sur une plaque chauffante à agiter.</li>
	<li>Couvrez le ballon d’une feuille d’aluminium pour éviter l’évaporation de l’eau. Réglez la température de la plaque chauffante à 50-60 °C et l’agitateur à 100 tr/min pendant 1 h pour bien dissoudre la poudre de gélatine.</li>
	<li>Une fois la gélatine dissoute, ajoutez 8 ml d’anhydride méthacrylique très lentement (une goutte par seconde) à l’aide d’une pipette. Laisser réagir à 60 °C pendant 3 h.</li>
	<li>Ajouter le DPBS préchauffé (40 °C) dans le ballon jusqu’à ce qu’il atteigne un volume final de 500 mL et bien laisser mélanger pendant 15 minutes pour arrêter la réaction.</li>
	<li>Pendant ce temps, coupez une membrane de dialyse (poids moléculaire de coupure de 14 kDa) en plusieurs tubes de 25 cm de long. Immergez-les dans de l’eau déminéralisée (DI) pendant 15 min et faites un nœud pour fermer une extrémité des tubes de dialyse.</li>
	<li>Chargez la quantité appropriée (30 à 60 ml) de la solution de polymère dans les tubes de dialyse et fermez l’autre extrémité. Placez-les dans un bécher en plastique de 5 L avec de l’eau DI pendant une semaine. Renouvelez l’eau DI deux fois par jour et maintenez la solution à 40 - 50 °C pendant le processus de dialyse.</li>
	<li>Prélever la solution du tube dans une bouteille en verre de 500 ml. Verser ~450 à 500 mL de solution dans une coupelle filtrante de 500 mL (taille des pores de 0,22 μm) et appliquer un vide sur la coupelle filtrante pour forcer la solution à passer à travers la membrane filtrante pour la stérilisation.</li>
	<li>Transférez le polymère stérilisé dans plusieurs tubes stérilisés de 50 ml et conservez-les dans un congélateur à -80 °C pendant 3 à 5 jours.</li>
	<li>Lyophiliser le polymère à -80 °C pendant 1 semaine à l’aide d’un lyophilisateur pour former GelMA. Conservez le GelMA dans un congélateur à -80 °C.</li>
</ol>
2. Modification du méthacrylate de 3-(triméthoxysilyl)propyle (TMSPMA)
<ol>
	<li> Coupez les lames de verre du commerce en deux petits morceaux (25 mm x 37,5 mm) et immergez-les dans une solution NaOH de 0,5 M pendant 4 h. Lavez les lames avec une grande quantité d’eau DI.</li>
	<li>Placez la lame sur une grille à l’intérieur d’un récipient en verre avec de l’éthanol à 95 % et nettoyez-la à l’aide d’un ultrasoniseur à 43 kHz pendant 15 min. Faites sécher la lame de verre à l’air libre.</li>
	<li>Immergez les lames de verre dans 5 % de TMSPMA dans de l’éthanol à 99,5 % pendant 1 h.</li>
	<li>Lavez les lames avec de l’éthanol à 95 %, séchez-les à l’air libre et recuit le revêtement TMSPMA dans un four à 80 °C pendant 2 h.</li>
</ol>
3. Fabrication de puces
<ol>
	<li>Prenez une plaque de polyméthacrylate de méthyle (PMMA) de 2 mm et de 0,3 mm d’épaisseur, appliquez du ruban adhésif double face sur un côté de la surface du PMMA et relâchez la doublure d’un côté. Laissez deux plaques en PMMA de 2 mm d’épaisseur et une plaque de 1 mm d’épaisseur sans ruban adhésif double face.</li>
	<li>Découpez au laser une plaque PMMA de 2 mm d’épaisseur sans ruban adhésif double face à 42 mm x 30 mm pour fabriquer la plaque inférieure. Découpez une plaque PMMA de 2 mm d’épaisseur avec du ruban adhésif double face pour réaliser le cadre de délimitation, avec des dimensions extérieures de 42 mm x 30 mm et des dimensions intérieures de 37,5 mm x 25 mm.</li>
	<li>Découper au laser la plaque PMMA de 0,3 mm d’épaisseur avec du ruban adhésif double face dans un cercle central de 12 mm avec deux canaux d’écoulement de 2 mm de large et 8 mm de long sur les côtés opposés du cercle (Figure 1a).</li>
	<li>Pour préparer le moule en PMMA pour la coulée du couvercle PDMS, assemblez les trois pièces de composants en PMMA des étapes 3.2-3.3 (Figure 1b) à l’aide de ruban adhésif double face.</li>
	<li>Découpez au laser une plaque de PMMA de 2 mm d’épaisseur avec du ruban adhésif double face en une pièce de 5 cm x 5 cm avec un ensemble de 3 x 3 rectangles creux de 8,5 mm x 8,5 mm. Coupez un autre morceau de 5 cm x 5 cm avec un ensemble de 3 x 3 cercles creux de 4 mm. Découpez au laser une plaque de PMMA de 1 mm d’épaisseur sans ruban adhésif double face dans une plaque inférieure en PMMA de 5 cm x 5 cm.</li>
	<li>Préparez le moule PMMA pour la coulée de la prise PDMS en assemblant les trois pièces de composants PMMA de l’étape 3.5 (Figure 1c) à l’aide de ruban adhésif double face.</li>
	<li>Préparez le couvercle et la prise PDMS en mélangeant correctement 30 g d’élastomère PDMS et 3 g d’agent de durcissement PDMS ; dégazez le mélange sous une chambre à vide pendant 1 h.</li>
	<li>Coulez 1,8 à 2,0 g du mélange dans le moule en PMMA pour le couvercle PDMS et utilisez la quantité appropriée pour remplir chaque cavité du moule en PMMA pour la prise PDMS. Couler 10 g de mélange PDMS non durci dans une plaque en plastique vierge de 10 cm. Mettez ces moules dans une chambre à vide pour dégazer pendant 30 min.</li>
	<li>Durcissez le PDMS pendant 2 h à 80 °C. Après avoir refroidi le PDMS durci sur le moule, détachez les couvercles PDMS et les bouchons PDMS des moules PMMA.</li>
	<li>Percez deux trous d’un diamètre d’environ 3 mm aux extrémités des canaux d’écoulement des couvercles PDMS.</li>
	<li>Découpez la feuille PDMS moulée à partir de la plaque en plastique de 10 cm en plusieurs cubes de 1 cm x 1 cm et percez un trou de 3 mm dans chaque cube PDMS. Collez deux cubes PDMS non polymérisés de 1 cm x 1 cm sur les ouvertures du couvercle PDMS (pour servir de réservoirs moyens et pour faciliter le processus de durcissement des motifs d’hydrogel circulaires dégradés) et durcissez pendant 1 h à 80 °C.</li>
	<li>Collez les couvercles PDMS avec les deux réservoirs PDMS sur une lame revêtue de TMSPMA en prétraitant le côté de collage du couvercle PDMS et la lame revêtue de TMSPMA sous une machine à plasma d’oxygène (puissance RF de 30 W (mode élevé) et air comprimé de 600 mTorr) ou un générateur corona électronique haute fréquence (115 V, 50/60 Hz, 0,35 A) pendant 90 s de traitement au plasma O2.</li>
	<li>Contactez la surface traitée au plasma des couvercles PDMS et de la lame TMSPMA et pressez-les étroitement pour une liaison permanente grâce à la formation d’une liaison Si-O-Si. 
	REMARQUE : Placer la puce dans un four à 80 °C pendant 1 h peut encore améliorer la force de liaison.</li>
	<li>Après refroidissement, plongez les copeaux dans de l’éthanol à 95 % pendant 15 min et séchez-les à l’air. Ensuite, stérilisez les copeaux sous irradiation UV pendant 1 h et stockez-les dans une boîte enveloppée dans du papier d’aluminium dans le capot laminaire.</li>
</ol>
4. Déformation à gradient statique sur l’hydrogel chargé de cellules
<ol>
	<li>Imprimez et découpez un morceau de photomask, d’une taille de 25 mm x 37,5 mm, en imprimant la mise en page en Figure 2b sur un film transparent. Ajustez la taille imprimée de Figure 2b pour correspondre à la dimension de Figure 2a.</li>
	<li>Préparez 100 ml de milieu DMEM avec 10 % de FBS, 1 % de Pen-Strep et 250 ml de DPBS dans un bain-marie à 37 °C pour l’utiliser comme milieu de culture cellulaire.</li>
	<li>Peser 25 mg de GelMA lyophilisé dans 0,3 mL de milieu de culture cellulaire préchauffé (37 °C) dans un tube de microcentrifugation noir de 1,5 mL. Placez le tube de microcentrifugation sur un agitateur/plaque chauffante de laboratoire jusqu’à ce que le GelMA se dissolve dans le fluide.</li>
	<li>Peser 50 mg de photo-initiateur dans 1 ml de DPBS dans un tube de microcentrifugation et le placer dans un four à 80 °C pendant 15 minutes ou jusqu’à ce que le photoinitiateur soit dissous.</li>
	<li>Prélever 25 μL du photoinitiateur à 10 % de l’étape 4.4 et l’ajouter dans le tube de la microcentrifugeuse de l’étape 4.3. Pipeter plusieurs fois pour bien mélanger.</li>
	<li>Comptez 3 x 106 cellules NIH 3T3 à l’aide d’un compteur de cellules automatisé. Centrifuger la suspension à 200 x g pendant 5 min, jeter le surnageant et remettre les cellules en suspension dans 175 μL de milieu de culture cellulaire.</li>
	<li>Ajouter la solution cellulaire de l’étape 4.6 dans le tube de microcentrifugation de l’étape 4.5 pour obtenir une solution cellulaire prépolymère de 5 % de GelMA, de 0,5 % de photoinitiateur et de ~6 x 106 cellules 3T3/mL. Après le mélange, chargez 100 μL de prépolymère cellulaire dans une micro-seringue de 100 μL.</li>
	<li>Alignez manuellement (voir Figure 3a) un morceau du photomasque sur la lame inférieure de la puce de contrainte à gradient stérilisée et fixez simplement la position à l’aide d’une petite goutte d’eau DI entre les deux. Connectez la micro-seringue de 100 μL chargée d’une solution cellulaire de prépolymère à l’entrée de la puce.</li>
	<li>Placez (voir Figure 3b) 50 μL de solution cellulaire de prépolymère dans le canal d’écoulement à l’aide de la micro-seringue, puis bouchez la sortie à l’aide d’une prise PDMS. Injectez 40 μL supplémentaires de solution pour créer un renflement convexe dans la membrane circulaire PDMS.</li>
	<li>Déplacez la puce avec le photomasque (en bas), la micro-seringue (entrée) et la fiche PDMS (sortie) de l’étape 4.9 sous une lampe UV (365 nm, 9 mW/cm2) et exposez-la pendant 30 à 45 s pour réticuler l’hydrogel circulaire concentrique dans la chambre fluidique.</li>
	<li>Retirez le bouchon PDMS et la micro-seringue pour relâcher la pression du liquide (voir Figure 3c). À l’aide d’une seringue de 1 ml remplie de DPBS préchauffé, il faut laver 3 fois les résines non réticulées en rinçant de l’entrée à la sortie.</li>
	<li>Remplissez le canal d’écoulement avec environ 100 μL de milieu de culture cellulaire.</li>
	<li>Placez la puce dans une boîte de culture stérilisée et cultivez dans une atmosphère à 5 % de CO2 à 37 °C pendant une semaine. Rafraîchissez le support tous les jours.</li>
	<li>Prenez des images de trois puces le jour 0 après 4 h d’incubation, en tant que groupe témoin, et de trois puces le jour 3, en tant que dispositif expérimental, à l’aide d’un microscope avec un objectif 20X. Mesurez la largeur de chaque ligne de chaque hydrogel de la ligne 1 à la ligne 12 à l’aide d’un logiciel (par exemple, ImageJ) pour calculer les déformations de compresse ( Figure 4). 
	REMARQUE : Le pourcentage d’allongement est calculé en divisant la valeur de la différence de largeur de trait entre 40 μL et 0 μL par la largeur de ligne à 40 μL.</li>
</ol>
5. Coloration cellulaire pour l’analyse d’alignement
<ol>
	<li>À l’aide d’une seringue, injectez 4 % de paraformaldéhyde (PFA) dans le DPBS à RT dans la puce d’écoulement pendant 15 minutes pour la fixation de l’hydrogel chargé de cellules. 
	REMARQUE : Mise en garde. Le PFA est toxique et doit être manipulé avec soin.</li>
	<li>Remplacer la solution par une solution de perméabilisation de la membrane cellulaire à 0,5 % dans le DPBS pendant 10 min pour perméabiliser la membrane cellulaire à la RT.</li>
	<li>Le PBS lave les échantillons 3 fois avec un intervalle de 5 à 10 minutes entre les lavages (à l’aide d’une seringue chargée, comme à l’étape 5.1).</li>
	<li>Chargez la solution BSA à 1 % dans le canal fluidique pendant 45 à 60 min à RT (à l’aide d’une seringue chargée par l’orifice d’entrée).</li>
	<li>Ajouter 1,5 mL de méthanol dans le flacon avec la phalloïdine Alexa Fluor 488 pour obtenir une concentration finale de solution mère de 6,6 μM.</li>
	<li>Prélever 5 μL de phalloïdine Alexa Fluor 488 de l’étape 5.5 et les diluer dans 200 μL de DPBS avec 0,1 % de BSA pour former une concentration finale de 0,165 μM de phalloïdine Alexa Fluor 488.</li>
	<li>Ajouter 200 μL de la solution de mélange dans le canal fluidique à l’aide d’une micropipette et incuber la puce à 37 °C pendant 45 à 60 minutes pour la coloration à l’actine. PBS lave (comme ci-dessus) les échantillons 3 fois.</li>
	<li>Préparez 1 μg/mL de DAPI dans du PBS, faites-le passer dans la puce et colorez les noyaux cellulaires à 37 °C pendant 5 min.</li>
	<li>Pipeter le DPBS dans le canal fluidique pour éliminer la solution de coloration et remplir la chambre fluidique avec une solution PBS pour prendre des images avec un microscope à fluorescence.</li>
	<li>Capturez les images fluorescentes des cellules 3T3 dans les hydrogels à l’aide d’un microscope à fluorescence inversée sous un grossissement de 40X avec un détecteur CCD et des ensembles de filtres ex/em à 488/520 nm et 358/461 nm pour la phalloidine 488 Alexa Fluor (actine) et le DAPI (noyau), respectivement.</li>
</ol>

<ol><li>Simmons, C. S., Petzold, B. C., Pruitt, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsystems+for+biomimetic+stimulation+of+cardiac+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Microsystems for biomimetic stimulation of cardiac cells.</a> Lab Chip. 12 (18), 3235-3248 (2012).</li>
<li>Aubin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directed+3D+cell+alignment+and+elongation+in+microengineered+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Directed 3D cell alignment and elongation in microengineered hydrogels.</a> Biomaterials. 31 (27), 6941-6951 (2010).</li>
<li>Guan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+stimulation+of+the+cardiac+differentiation+of+mesenchymal+stem+cells+in+tissue+constructs+that+mimic+myocardium+structure+and+biomechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The stimulation of the cardiac differentiation of mesenchymal stem cells in tissue constructs that mimic myocardium structure and biomechanics.</a> Biomaterials. 32 (24), 5568-5580 (2011).</li>
<li>Wan, C. R., Chung, S., Kamm, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+embryonic+stem+cells+into+cardiomyocytes+in+a+compliant+microfluidic+system%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Differentiation of embryonic stem cells into cardiomyocytes in a compliant microfluidic system.</a> Ann Biomed Eng. 39 (6), 1840-1847 (2011).</li>
<li>Huh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstituting+organ-level+lung+functions+on+a+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Reconstituting organ-level lung functions on a chip.</a> Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).</li>
<li>Li, X., Chu, J. S., Yang, L., Li, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anisotropic+effects+of+mechanical+strain+on+neural+crest+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Anisotropic effects of mechanical strain on neural crest stem cells.</a> Ann. Biomed. Eng. 40 (3), 598-605 (2012).</li>
<li>Butcher, J. T., Barrett, B. C., Nerem, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Equibiaxial+strain+stimulates+fibroblastic+phenotype+shift+in+smooth+muscle+cells+in+an+engineered+tissue+model+of+the+aortic+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Equibiaxial strain stimulates fibroblastic phenotype shift in smooth muscle cells in an engineered tissue model of the aortic wall.</a> Biomaterials. 27 (30), 5252-5258 (2006).</li>
<li>Ramon-Azcon, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gelatin+methacrylate+as+a+promising+hydrogel+for+3D+microscale+organization+and+proliferation+of+dielectrophoretically+patterned+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Gelatin methacrylate as a promising hydrogel for 3D microscale organization and proliferation of dielectrophoretically patterned cells.</a> Lab Chip. 12 (16), 2959-2969 (2012).</li>
<li>Park, S. H., Sim, W. Y., Min, B. H., Yang, S. S., Khademhosseini, A., Kaplan, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chip-Based+Comparison+of+the+Osteogenesis+of+Human+Bone+Marrow-+and+Adipose+Tissue-Derived+Mesenchymal+Stem+Cells+under+Mechanical+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Chip-Based Comparison of the Osteogenesis of Human Bone Marrow- and Adipose Tissue-Derived Mesenchymal Stem Cells under Mechanical Stimulation.</a> PLoS One. 7 (9), e46689(2012).</li>
<li>Gould, R. A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22281945">Cyclic Strain Anisotropy Regulates Valvular Interstitial Cell Phenotype and Tissue Remodeling in 3D Culture.</a> Acta Biomater. 8 (5), 1710-1719 (2012).</li>
<li>Kurpinski, K., Chu, J., Hashi, C., Li, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17060641">Proc Anisotropic mechanosensing by mesenchymal stemcells.</a> Natl Acad Sci USA. 103 (44), 16095-16100 (2006).</li>
<li>Sim, W. Y., Park, S. W., Park, S. H., Min, B. H., Park, S. R., Yang, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pneumatic+micro+cell+chip+for+the+differentiation+of+human+mesenchymal+stem+cells+under+mechanical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">A pneumatic micro cell chip for the differentiation of human mesenchymal stem cells under mechanical stimulation.</a> Lab Chip. 7 (12), 1775-1782 (2007).</li>
<li>Vader, D., Kabla, A., Weitz, D., Mahadevan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain-Induced+Alignment+in+Collagen+Gels%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Strain-Induced Alignment in Collagen Gels.</a> PLoS One. 4 (6), e5902(2009).</li>
<li>Aguado, B. A., Mulyasasmita, W., Su, J., Lampe, K. J., Heilshorn, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+viability+of+stem+cells+during+syringe+needle+flow+through+the+design+of+hydrogel+cell+carriers%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Improving viability of stem cells during syringe needle flow through the design of hydrogel cell carriers.</a> Tissue Eng Part A. 18 (7-8), 806-815 (2012).</li>
<li>Wan, J. <a target="_blank" href="http://www.mdpi.com/2073-4360/4/2/1084">Microfluidic-Based Synthesis of Hydrogel Particles for Cell Microencapsulation and Cell-Based Drug Delivery.</a> Polymers. 4 (2), 1084-1108 (2012).</li>
<li>Moraes, C., Wang, G., Sun, Y., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfabricated+platform+for+high-throughput+unconfined+compression+of+micropatterned+biomaterial+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">A microfabricated platform for high-throughput unconfined compression of micropatterned biomaterial arrays.</a> Biomaterials. 31 (3), 577-584 (2010).</li>
<li>Keung, A. J., Kumar, S., Schaffer, D. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presentation+Counts%3A+Microenvironmental+Regulation+of+Stem+Cells+by+Biophysical+and+Material.+Cues%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Presentation Counts: Microenvironmental Regulation of Stem Cells by Biophysical and Material. Cues.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. 26, 533-556 (2010).</li>
<li>Segers, V. F., Lee, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem-cell+therapy+for+cardiac+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Stem-cell therapy for cardiac disease.</a> Nature. 451 (7181), 937-942 (2008).</li>
<li>Hsieh, H. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gradient+static-strain+stimulation+in+a+microfluidic+chip+for+3D+cellular+alignment%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Gradient static-strain stimulation in a microfluidic chip for 3D cellular alignment.</a> Lab Chip. 14 (3), 482-493 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans cet article, nous présentons une approche simple de comparer le comportement de l’alignement de cellule après orientation forme hydrogel et stretch traction. Une membrane souple de PDMS crée une courbe en forme de dôme pour générer les différentes hauteurs des hydrogels circulaires concentriques. Après avoir relâché la pression, la membrane PDMS applique automatiquement la force pour les hydrogels micro à motifs pour former la souche dégradé/allongement, avec un maximum au centre et au moins à la limite extérieure. ...

Agissant comme un matériel de bloc qui imite un micro-environnement natif, un hydrogel contenant la matrice extracellulaire (ECM) peut reconstruire biomimétique tissu échafaudages pour soutenir la croissance des cellules. Pour posséder les fonctions d’un tissu, alignement de cellule organisée est une condition essentielle. 2D (c'est-à-dire les cellules cultivées sur une surface) et 3D (c.-à-d. les cellules encapsulées dans un hydrogel) divers alignements de cellules ont été obtenues en culture ou d’encapsulation des cellules dans ou sur des substrats flexibles avec micro- ou nano-modèles1. Alignement de cellule 3D en microarchitecture est plus attrayant, car le microenvironnement est plus proche au tissu native construct2,3,4. Une approche courante pour l’alignement de la cellule 3D est le repère géométrique de l’hydrogel forme2,3. En raison de l’espace restreint de la prolifération cellulaire dans la direction de l’axe court, cellules visent à aligner le long de la direction de l’axe dans un hydrogel micro à motifs. Une autre approche consiste à appliquer la traction extensible pour les hydrogels à obtenir un alignement de cellule parallèle à la direction extensibles4,5.
Stimulation biophysique sur ECM hydrogels, comme souche de compression ou un champ électrique, peut réguler les fonctions des cellules pour l’intégration tissulaire adéquate, la prolifération et la différenciation1,2,3. Beaucoup de recherches ont été effectuée pour étudier comportement cellulaire en appliquant une condition de déformation à l’aide de plusieurs unités de contrôle mécanique4,6,7,8,9. Par exemple, l’utilisation des moteurs mécaniques pas pressé ou tendu sur un hydrogel de collagène de cellules encapsulées 3D a été une approche commune7,10. Toutefois, ce dispositif contrôle nécessite plus d’espace et fait face à la question de la contamination dans l’incubateur7,9,11,12. En outre, le grand instrument ne peut pas donner un environnement de contrôle précis pour fournir la reproductibilité élevée13.
Étant donné que chargés de cellule hydrogels travaillent habituellement à l’échelle micro pour des applications biomédicales, il est avantageux de combiner les techniques de MEMS pour générer un ensemble de souche/tronçon stimulation d’étudier simultanément les comportements cellulaires en biomimétique 3D constructions in vitro2,14,15,16,17,18. Par exemple, en utilisant la pression de gaz pour déformer la membrane PDMS de puces microfluidiques peut donner lieu à différentes souches, la différenciation cellulaire au volant de différentes lignées9,16. Cependant, il y a de nombreux défis techniques, tels que les procédés de fabrication de puces compliquée dans une salle blanche et de l’intégration de contrôle de logiciel des moteurs, pompes, vannes et les gaz comprimés.
Dans ce travail, nous démontrons une approche simple pour obtenir une puce microfluidique gradient de déformation statique autosuffisante en employant un modèle hydrogel circulaires concentriques et une membrane souple de PDMS. Contrairement à la plupart des approches existantes, notre plate-forme est un appareil miniature portable et jetable qui peut être fabriqué à l’extérieur de la chambre jaune et qui possède des souches dégradés sur concentriques hydrogels cellule encapsulée, sans équipement mécanique externe au cours de l’incubation de l’auto-production. Comportements de cellules fibroblastes 3 t 3 influencé par une combinaison de forme hydrogel et une variété des repères d’orientation stretch traction ont été démontrées lors de l’observation de l’alignement de la cellule dans des environnements 3D ECM-mimétique à la puce de souche dégradé pendant 3 jours.

<table><tbody><tr><td>Tube microcentrifuge noir de 1,5 mL</td><td>Argos Technologies&nbsp ;</td><td>03-391-161 Celui-ci</td><td>peut être remplacé par une couleur neutre de tube de 1,5 mL recouvert d’une feuille d’aluminium</td></tr><tr><td>10x DPBS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>56064C</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 phalloïdine&nbsp ;</td><td>Invitrogen</td><td>A12379&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A1595</td><td></td></tr><tr><td>Sonde moléculaire</td><td>de calcéine</td><td>C1430</td><td>Pour le marquage de cellules viables</td></tr><tr><td>CCD</td><td>PCO. Imagerie</td><td>Pixelfly qe</td><td></td></tr><tr><td>Solution de perméation de la membrane cellulaire</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td>0,5 % Triton X-100 pour la perméabilité de la membrane cellulaire</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8417</td><td>Coloration du noyau cellulaire Membrane</td></tr> de <tr><td>dialyse</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9527</td><td>Seuil de coupure du poids moléculaire = 14 000</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11995-065</td><td></td></tr><tr><td>Ruban adhésif double face</td><td>3M</td><td>8003</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Hyclone</td><td>SH30071.03</td><td></td></tr><tr><td>Gélatine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G2500</td><td>force du gel 300, type A, à partir de peau de porc</td></tr><tr><td>Générateur de couronne électronique haute fréquence</td><td>Produits électrotechniques</td><td>MODÈLE BD-20</td><td></td></tr><tr><td>Anhydride méthacrylique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>276685</td><td></td></tr><tr><td>Micro seringue</td><td>Hamilton</td><td>80501</td><td>50 &mu ; L&nbsp ;</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus</td><td>IX71</td><td>Comprend deux jeux de filtres : LF405/LP-B-000 et LF488/LP-C-000 de Semrock Machine à</td></tr><tr><td>plasma d’oxygène</td><td>Plasma Harrick</td><td>PDC-001</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td>Pour la fixation de la cellule</td></tr><tr><td>PDMS</td><td>DOW CORNING</td><td>Sylgard 184</td><td>Mélange pour la fabrication de moulage de puces PDMS</td></tr><tr><td>Pen-Strep</td><td>Gibco</td><td>10378-016</td><td>Pénicilline/Streptomycine</td></tr><tr><td>Photoinitiateur</td><td>CIBA</td><td>Irgacure 2959</td><td></td></tr><tr><td>Iodure de propidium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4170</td><td>Pour l’étiquetage des cellules mortes</td></tr><tr><td>Stérile Gobelet de filtration</td><td>Millipore</td><td>SCGPT05RE</td><td></td></tr><tr><td>TMSPMA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>440159</td><td>Pour l’immobilisation de l’hydrogel</td></tr><tr><td>Ultrasoniseur</td><td>Delta</td><td>D150H</td><td>150W, 43kHz</td></tr><tr><td>Lumière UV</td><td>DAIHAN</td><td>WUV-L10</td><td></td></tr><tr><td>Lyophilisateur</td><td>FIRSTEK</td><td>150311025</td><td></td></tr><tr><td>NIH3T3(fibroblast)</td><td>Institut de Recherche et de Développement de l’Industrie Alimentaire(FIRDI)</td><td>08C0011</td><td></td></tr><tr><td>MOXI Z Mini Compteur de Cellules</td><td>Automatisé ORFLO</td><td>MXZ001</td><td></td></tr></tbody></table>

gradient de déformation puce pour des comportements cellulaires stimulants en hydrogel chargés de cellule

Gradient Strain Chip for Stimulating Cellular Behaviors in Cell-laden Hydrogel

Guide artificiel pour alignement cellulaire est un sujet d’actualité dans le domaine de l’ingénierie tissulaire. La plupart de la recherche antérieure a enquêté sur alignement cellulaire induite par la souche unique, sur un hydrogel de cellules chargées en utilisant des procédés expérimentaux complexes et massive, contrôle des systèmes, qui sont généralement associés aux problèmes de contamination. Ainsi, dans cet article, nous proposons une approche simple pour renforcer un gradient allongement statique à l’aide d’une puce fluidique avec un couvercle en plastique de PDMS et un substrat de verre transparent UV pour la stimulation du comportement cellulaire dans un hydrogel en 3D. Prépolymère de cellule photo-en surcharge dans la chambre fluidique peut générer une membrane PDMS courbe convexe sur la couverture. Après réticulation UV, grâce à une composition circulaire concentrique sous la membrane PDMS incurvé et tampon de lavage, un micro-environnement pour cellule chargée de l’enquête comportements sous une variété de souches dégradés est autonome établie sur un seul circuit fluidique, sans instruments externes. Les cellules NIH3T3 ont été démontrées après avoir observé le changement dans la tendance de l’alignement cellulaires sous la direction de géométrie, en collaboration avec stimulation de souche, qui variait de 15 à 65 % sur hydrogels. Après 3 jours d’incubation, la géométrie de l’hydrogel a dominé l’alignement de la cellule sous contrainte de compression faible, où les cellules alignement le long de la direction d’élongation hydrogel sous contrainte de compression élevé. Entre eux, les cellules ont montré alignement aléatoire en raison de la dissipation de l’orientation radicale de l’allongement de l’hydrogel et la direction de la géométrie de l’hydrogel à motifs.

Pour comparer les variations mécaniques entre chaque hydrogel circulaire dans la puce de stimulation souche gradient dûment rempli, nous avons mesuré la largeur de chaque circulaire hydrogel dans deux des puces mêmes, avec des volumes d’injection 0 µl (Figure 4 a) et 40 µL (Figure 4 b), respectivement. Les allongements pour cent à chaque cercle ont été calculés en divisant les allongements dans la puce 40 µL-injecté par les large...

Cet article présente une approche simple non continu dégradés souches statiques sur un hydrogel concentrique chargés de cellule pour réguler l’alignement de la cellule pour l’ingénierie tissulaire.

Gradient de déformation puce pour des comportements cellulaires stimulants en Hydrogel chargés de cellule

Artificial guidance for cellular alignment is a hot topic in the field of tissue engineering. Most of the previous research has investigated single ...

L’objectif global de cette puce de déformation de gradient est de fournir une approche simple pour générer des contraintes statiques à gradient non continu sur un hydrogel 3D pour l’étude des comportements cellulaires dans une série de conditions de déformation. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la bio-ingénierie, telles que les stimulations de la différenciation d’une cellule souche et la régulation de l’alignement cellulaire pour le développement d’organes tissulaires artificiels. Le principal avantage de cette technique est que différentes souches peuvent être appliquées sur la couche cellulaire et les hydrogels dans le même micro-environnement pour comparer le comportement cellulaire.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car les étapes de préparation de la puce sont difficiles à apprendre car la lumière doit être terminée en trois à quatre heures pour la base de l’expérience afin d’assurer une grande variabilité cellulaire. Pesez 10 grammes de poudre de gélatine et ajoutez-la dans un flacon en verre avec 100 millilitres de solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco, ou DPBS. Placez un barreau d’agitation magnétique dans le ballon et placez le ballon sur une plaque chauffante à agiter.Couvrez le ballon d’une feuille d’aluminium pour éviter l’évaporation de l’eau. Réglez la température de la plaque chauffante sur 50 à 60 degrés et l’agitateur à 100 tr/min pendant une heure pour dissoudre la poudre de gélatine. Une fois la gélatine dissoute, ajoutez très lentement huit millilitres d’anhydride méthacrylique à l’aide d’une pipette.Laissez-le réagir à 60 degrés Celsius pendant trois heures. Ajoutez ensuite le DPBS préchauffé dans le ballon jusqu’à un volume final de 500 millilitres. Laissez la solution bien mélanger pendant 15 minutes pour arrêter la réaction.Pendant ce temps, coupez une membrane de dialyse en plusieurs tubes de 25 millimètres de long. Plongez-les dans de l’eau déminéralisée pendant 15 minutes. Et faites un nœud pour fermer une extrémité des tubes de dialyse.Chargez la quantité appropriée de solution polymère dans les tubes de dialyse et fermez l’autre extrémité. Placez ensuite les tubes remplis dans un bécher en plastique de cinq litres avec de l’eau déminéralisée pendant une semaine. Renouvelez l’eau déminéralisée deux fois par jour et maintenez la solution à 40 à 50 degrés Celsius pendant le processus de dialyse.Après la dialyse, prélever la solution des tubes dans une bouteille en verre de 500 millilitres. Versez environ 450 à 500 millilitres de solution dans une coupelle filtrante de 500 millilitres. Et appliquez un vide pour forcer la solution à passer à travers la membrane filtrante pour la stérilisation.Transférez ensuite le polymère stérilisé dans plusieurs tubes stérilisés de 50 millilitres. Transférez le polymère stérilisé dans plusieurs tubes stérilisés de 50 millilitres et conservez-les dans un congélateur à moins 80 degrés Celsius pendant trois à cinq jours. Lyophilisez le polymère à moins 80 degrés Celsius pendant une semaine à l’aide d’un lyophilisateur pour former GelMA qui peut ensuite être conservé dans un congélateur à moins 80 degrés Celsius.Pour la fabrication de la puce, préparez d’abord le polyméthacrylate ou PMMA, joué et moulé comme décrit dans le protocole texte. Préparez ensuite le couvercle PTMS et la prise PTMS en mélangeant correctement 30 grammes d’élastomère PTMS et trois grammes d’agent de durcissement PTMS. Dégazez le mélange sous une chambre à vide pendant une heure.Coulez 1,8 à deux grammes du mélange dans le moule en PMMA pour le couvercle PTMS. Utilisez également la quantité appropriée pour remplir chaque cavité du moule en PMMA pour la prise PTMS. De plus, coulez 10 grammes de mélange PTMS non durci dans une plaque en plastique vierge de 10 centimètres.Mettez ces moules dans une chambre à vide pour dégazer pendant 30 minutes. Durcissez le PTMS pendant deux heures à 80 degrés Celsius. Après avoir refroidi le PTMS durci sur le moule, détachez les couvercles PTMS et les bouchons PTMS des moules en PMMA.Ensuite, percez deux trous d’un diamètre d’environ trois millimètres aux extrémités des canaux d’écoulement des couvercles PTMS. Coupez la feuille PTMS moulée à partir de la plaque de plastique de 10 centimètres en plusieurs cubes d’un centimètre sur un centimètre. Et percez un trou de trois millimètres dans chaque cube PTMS.Collez deux cubes PTMS non durcis d’un centimètre sur un centimètre sur les ouvertures du couvercle PTMS pour servir de réservoirs moyens et pour faciliter le processus de durcissement des motifs d’hydrogel circulaires dégradés. Puis durcissez pendant une heure à 80 degrés Celsius. Ensuite, collez les couvercles PTMS avec les deux réservoirs PTMS sur une glissière revêtue de TMSPMA.Pour ce faire, prétraitez le côté collage du couvercle PTMS et la lame revêtue TMSPMA sous une machine à plasma d’oxygène pendant 90 secondes de traitement au plasma d’oxygène. Contactez la surface traitée au plasma des couvercles PTMS et de la lame TMSPMA et pressez-les étroitement pour une liaison permanente grâce à la formation de la liaison silicium-oxygène-silicium. Imprimez un photomasque en imprimant la mise en page établie sur un film transparent.Coupez ensuite le photomasque imprimé à 25 millimètres sur 37,5 millimètres. Pesez 25 milligrammes de GelMA lyophilisé dans 0,3 millilitre de milieu de culture cellulaire préchauffé dans un tube de microcentrifugation noir de 1,5 millilitre. Placez le tube de microcentrifugation sur une plaque chauffante d’agitateur de laboratoire jusqu’à ce que le GelMA se dissolve dans le fluide.Ajoutez 50 milligrammes de photo-initiateur à un millilitre de DPBS dans un tube de microcentrifugation. Et placez-le dans un four à 80 degrés Celsius pendant 15 minutes ou jusqu’à ce que le photo-initiateur soit dissous. Ajoutez 25 microlitres de photoinitiateur à 10 % dans le tube de la microcentrifugeuse.Pipeter plusieurs fois pour bien mélanger. Ensuite, comptez trois millions de cellules NIH3T3 à l’aide d’un compteur de cellules automatisé. Après avoir centrifugé la suspension à 200 G pendant cinq minutes, jetez le surnageant et remettez les cellules en suspension dans 175 microlitres de milieu de culture cellulaire.Ajoutez la solution cellulaire dans le tube de microcentrifugation pour obtenir une solution cellulaire prépolymère de 5 % de GelMA, 0,5 % de photo-initiateur et environ six millions de cellules 3T3 par millilitre. Après le mélange, chargez 100 microlitres de prépolymère cellulaire dans une microseringue de 100 microlitres. Alignez manuellement un morceau du photomasque sur la lame inférieure de la puce de contrainte à gradient stérilisée.Et fixez simplement la position à l’aide d’une petite goutte d’eau déminéralisée entre les deux. Connectez la microseringue de 100 microlitres, chargée de solution cellulaire prépolymère à l’entrée de la puce. Placez ensuite 50 microlitres de solution cellulaire de prépolymère dans le canal d’écoulement à l’aide de la microseringue et bouchez la sortie à l’aide d’une prise PTMS.Injectez 40 microlitres supplémentaires de solution pour créer un renflement convexe dans la membrane circulaire PTMS. Déplacez la puce avec le photomasque, la microseringue et la prise PTMS sous une lampe UV. Et exposez-le pendant 30 à 45 secondes pour réticuler l’hydrogel circulaire concentrique dans la chambre fluidique.Après la réticulation, retirez la fiche PTMS et la microseringue pour relâcher la pression du liquide. À l’aide d’une seringue d’un millilitre remplie de DPBS préchauffé, il faut laver trois fois les résines non réticulées en rinçant de l’entrée à la sortie. Remplissez ensuite le canal d’écoulement avec environ 100 microlitres de milieu de culture cellulaire.Placez la puce dans une boîte de culture stérilisée et cultivez dans une atmosphère de dioxyde de carbone à 5 % à 37 degrés Celsius pendant une semaine. Rafraîchissez le support tous les jours. Prenez des images de trois puces le jour zéro après quatre heures d’incubation en tant que groupe témoin.Et trois puces le troisième jour comme dispositif expérimental à l’aide d’un microscope avec un objectif 20x. Mesurez la largeur de chaque hydrogel de la ligne un à la ligne 12 à l’aide d’un logiciel pour calculer les taches de compresse. Voici des résultats représentatifs de modèles d’hydrogel avec zéro microlitre et 40 microlitres sur l’injection, après réticulation UV et incubation de quatre heures.La largeur de ligne de l’hydrogel 3D dans le contrôle sans surinjection semble uniforme comme prévu. Cependant, les motifs d’hydrogel avec 40 microlitres de surinjection donnent une largeur de ligne dégradée des hydrogels diminuant de la ligne un à la ligne 12. Après trois jours d’incubation, les cellules de l’hydrogel s’étendent dans différentes directions.Les cellules de la première ligne s’alignent le long de la direction radiale en raison de la stimulation de l’allongement de l’hydrogel. Au contraire, les cellules de la ligne 12 s’alignent le long de la forme de l’hydrogel, où le repère géométrique domine l’alignement cellulaire. Il n’y a pas d’alignement cellulaire spécifique à la ligne 7 où les deux indices d’alignement cellulaire de la première ligne et de la ligne 12 s’équilibrent.Une fois que la mesure du micro-environnement des déformations de gradient sur l’hydrogel 3D peut être effectuée par la puce de déformation de gradient en deux heures si elle est effectuée correctement. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de ne pas oublier de stériliser la puce de déformation à gradient avant de charger la solution de prépolymère cellulaire. Essuyez également soigneusement la surface de la puce avec de l’éthanol à 75 % avant de placer les puces dans l’incubateur de culture cellulaire.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une très bonne compréhension de la façon de générer une puce de contrainte à gradient pour étudier les comportements cellulaires sous différentes souches impériales.

gradient-strain-chip-for-stimulating-cellular-behaviors-cell-laden

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Nous décrivons un protocole pour la microfabrication de l'appareil de gradient générant microfluidique qui peuvent générer des gradients spatiaux et temporels bien définis microenvironnement. Dans cette approche, l'appareil de gradient générant microfluidiques peuvent être utilisées pour étudier la migration cellulaire dirigée, l'embryogenèse, la cicatrisation, et les métastases du cancer.

Un dispositif microfluidique Dégradé génératrices de biologie cellulaire

Dans ce protocole, nous démontrons la fabrication d'un tableau de messages microactionneur déplacé verticalement sur lequel la technologie est basée, et comment cette technologie de base peut être modifié pour mener à haut débit de culture de cellules mécanique dynamique dans la culture à la fois à deux dimensions et en trois dimensions paradigmes.

Plates-formes pour la culture cellulaire microfabriqués mécanique dynamique

La biosynthèse de la matrice extracellulaire du cartilage par les chondrocytes peuvent être affectés par l'application de stimuli mécaniques. Cette méthode décrit la technique d'application dynamiques contraintes de compression de chondrocytes encapsulés dans des constructions 3D et l'évaluation des changements induits dans le métabolisme des chondrocytes.

La stimulation mécanique des chondrocytes-agarose hydrogels

Des dispositifs microfabriqués intégrés à des composants fluidiques fournissent une plate-forme in vitro pour des études cellulaires imitant le micro-environnement in vivo. Nous avons développé des puces microfluidiques à base de polyméthacrylate de méthyle pour étudier les réponses cellulaires sous des stimuli de stress chimique/électrique/de cisaillement uniques ou coexistants.

Conception de dispositifs microfluidiques pour étudier les réponses cellulaires Sous simple ou Coexistence chimique / électrique / Shear Stress Stimuli

Les forces mécaniques sont importantes pour contrôler la migration cellulaire. Ce protocole démontre l'utilisation d'hydrogels élastiques qui peuvent être déformés à l'aide d'une micropipette en verre et d'un micromanipulateur pour stimuler les cellules avec un gradient de rigidité local pour provoquer des changements dans la structure cellulaire et la migration.

Exemple de Durotaxis à cellule unique pour évaluer le contrôle mécanique du mouvement cellulaire et les événements de signalisation connexes

La méthode présentée implique l’étirement uniaxial des hydrogels mous 3D incorporés dans le caoutchouc de silicone tout en permettant la microscopie confocale vivante. La caractérisation des souches externes et internes d’hydrogel ainsi que l’alignement des fibres sont démontrés. Le dispositif et le protocole développés peuvent évaluer la réponse des cellules à divers régimes de déformation.

Souche contrôlée d’hydrogels 3D sous imagerie par microscopie dynamique

Ici, nous fournissons une puce microfluidique et un système microfluidique de circulation automatiquement contrôlé et très efficace qui récapitule le microenvironnement initial de la néovascularisation, permettant aux cellules endothéliales (CE) d'être stimulées simultanément par un stress de cisaillement luminal élevé, un niveau physiologique de flux transendothelial et diverses distributions simultanées du facteur de croissance endothéliale vasculaire (VEGF).

Modèle microfluidique pour imiter l&apos;événement initial de la néovascularisation

Nous décrivons les améliorations apportées à une méthode standard de mesure des forces de traction cellulaire, basée sur l’impression par microcontact avec une seule étape de motif soustractif de réseaux de points de protéines de matrice extracellulaire sur des hydrogels mous. Cette méthode permet une fabrication plus simple et plus cohérente de motifs d’îlots, essentiels pour contrôler la forme des amas de cellules.

Génération de motifs pour la microscopie de traction à micromotifs

Le présent protocole décrit une plate-forme expérimentale pour évaluer les effets des signaux mécaniques et biochimiques sur les réponses chimiothérapeutiques des cellules de glioblastome dérivées de patients dans des cultures mimétiques matricielles 3D à l’aide d’un dispositif d’éclairage UV sur mesure facilitant la photocroision à haut débit d’hydrogels avec des caractéristiques mécaniques accordables.

Les réseaux d’hydrogel permettent d’augmenter le débit pour le dépistage des effets des composants matriciels et des thérapies dans les modèles tumoraux 3D

Nous décrivons l'isolement des cardiomyocytes néonataux et la préparation des cellules pour l'encapsulation dans les constructions d'hydrogel de fibrine pour l'ingénierie tissulaire. Nous décrivons des méthodes d'analyse de l'ingénierie tissulaire du myocarde après la période de culture, y compris force active générée lors de la stimulation électrique et la viabilité des cellules et la coloration immunohistochimique.

L&#39;encapsulation des cardiomyocytes dans un hydrogel de fibrine pour l&#39;ingénierie du tissu cardiaque

Découvrez une méthode simple pour générer des contraintes statiques graduelles sur un hydrogel 3D chargé de cellules afin d'étudier les comportements cellulaires. Cette technique permet d'explorer l'alignement cellulaire pour le développement de tissus artificiels.

Gradient de déformation puce pour des comportements cellulaires stimulants en Hydrogel chargés de cellule

Explorer plus de vidéos